Государственное научное учреждение
Краснодарский научно-исследовательский ветеринарный институт
Российской академии сельскохозяйственных наук
На правах рукописи
ИВАНАСОВА ЕЛЕНА ВЛАДИМИРОВНА
ФАРМАКО-ТОКСИКОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ГЕПАВЕТА
И ЕГО ПРИМЕНЕНИЕ В ЖИВОТНОВОДСТВЕ
06.02.03 – Ветеринарная фармакология с токсикологией
Диссертация на соискание ученой степени
кандидата биологических наук
Научный руководитель:
доктор ветеринарных наук,
член-корреспондент РАСХН,
заслуженный деятель науки РФ
профессор Антипов Валерий Александрович
Краснодар – 2014
2
ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ…………………………………………………………………
3
1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ……………………………………………………....
7
1.1 Фосфолипиды и их роль в организме животных и человека………...
7
1.2 Характеристика основных компонентов фосфолипидов…………….
15
1.3 Применение фосфолипидов в животноводстве и птицеводстве…….
25
2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ…………………………
34
3 РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ…………………...
41
3.1 Фармако-токсикологические свойства гепавета………………….…..
41
3.1.1 Состав, физико-химические свойства гепавета…………………
3.2 Оценка острой токсичности гепавета…………………………………
41
45
3.2.1 Параметры хронической токсичности гепавета……….……...
44
3.2.2 Местно-раздражающее действие гепавета……………………
55
3.2.3 Действие гепавета на биохимические и морфологические
показатели животных…………………………………………………...
54
3.2.4 Патморфология и ветсаэкспертиза при применении гепавета
59
3.3 Специфические свойства гепавета……………………………………
64
3.3.1 Ростостимулирующее действие гепавета………………………
64
3.3.2 Действие гепавета на спермопродукцию хряков………………
74
3.3.3 Действие гепавета на поросят-сосунов……………………..…
76
3.4 Лечебно-профилактическое действие гепавета при гепатозах птиц...
79
3.4.1 Лечебно-профилактическое действие гепавета при гепатозах
свиней…………………………………………………………………..
88
3.5 Экономическая эффективность гепавета при использовании
в животноводстве……………………………………………………..……
94
ЗАКЛЮЧЕНИЕ……………………………………………………………….
99
ВЫВОДЫ……………………………………………………………………..
106
ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ……………………………………....
108
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ…………………………………………………...
109
ПРИЛОЖЕНИЯ……………………………………………………………...
122
3
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность темы. В специализированных хозяйствах с промышленной
технологией производства, в птицеводстве и свиноводстве, одной из основных
проблем является организация полноценного кормления.
Качественный или количественный недостаток элементов питания в рационе, концентратный тип кормления, интоксикация (эндогенные и экзогенные токсины), недостаток одного, а чаще одновременно нескольких жизненно важных
витаминов способствуют нарушению функции печени и гомеостаза в организме
животных. Круглогодовое содержание животных в закрытых помещениях на
ограниченных площадях, использование некачественных кормов, прошедших механическую и термическую обработку, сопровождаются нарушением обменных
процессов, снижением защитных сил организма животных, уменьшением их продуктивности (Самохин В. Т., 1984, Антипов В.А., Трошин А.Н.,2010).
Печень – как основной орган процессов метаболизма, обмена многих гормонов, витаминов, ферментов и микроэлементов, нейтрализации эндогенных
и экзогенных токсинов, часто не выдерживает функциональной нагрузки, в результате чего возникают гепатодистрофические процессы. Поэтому в практике
интенсивного ведения животноводства уровень продуктивности животных, состояние в их организме обмена веществ и функции печени во многом определяются мероприятиями с применением витаминных и гепатотропных препаратов
(Уша Б. В., 1979; Байматов В. Н., 2000; Кузнецов Н. И. и др., 1999, Кузьминова
Е.В., Семененко М.П., 2014).
Гепатотропные препараты блокируют действие токсинов в организме животных, чем способствуют антитоксической функции печени и тем уменьшают,
в определенной степени, функциональную нагрузку на этот жизненно важный орган и предупреждают развитие нарушений его морфофункционального состояния
(Колб В. Г., Камышников В. С., 1982; Левченко В. И., 1984; Байматов В. Н., 1990;
Кузнецов Н. И., 1990).
4
Всестороннее решение проблемы обменных процессов в организме и функционального состояния печени за счет введения в рацион гепатотропных препаратов представляет важный резерв повышения эффективности отрасли. В первую
очередь, настоятельно требуется система расширения арсенала и рациональных
способов использования с лечебно-профилактической целью биологически активных веществ.
На сегодняшний день поиск, разработка и внедрение в современную ветеринарную практику новых гепатопротекторных препаратов продолжает оставаться актуальным. Это вызвано тем, что разработка методов лечения, направленных
на восстановление утраченных функций печени, нуждается в таких препаратах,
которые обладают эффективными фармакологическими свойствами, малой токсичностью и незначительным побочным действием, и небольшой себестоимостью
(Оковитый С. В. и др., 2010).
Наиболее перспективной группой в этом направлении являются эссенциальные фосфолипиды, которые входят в состав гепавета.
Оригинальный препарат гепавет, автором и производителем которого является компания ООО «ЮВИКС-ФАРМ» совместно с ЗАО «Премикс», предназначен для профилактики и лечения болезней печени животных и птиц. Поэтому
изучение токсикологических параметров и фармакологических свойств гепавета,
послужило основанием для выбора темы исследований.
Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы является ранее
не изученное комплексное исследование фармако-токсикологических свойств гепавета и экспериментальное обоснование его гепатопротекторной эффективности
в птицеводстве и свиноводстве.
Для достижения цели были поставлены следующие задачи:
 изучить параметры общетоксического действия гепавета на организм
подопытных животных (острая, хроническая токсичность, местно-раздражающие
свойства);
 изучить механизм фармакологического гепатопротекторного действия
гепавета на биохимические показатели крови продуктивных животных;
5
 изучить профилактическую и лечебную эффективность гепавета на продуктивных животных;
 изучить основные токсикологические и фармакологические свойства гепавета.
Научная новизна. Впервые выявлены комплексные токсикологические параметры и главные стороны фармакологического действия, а также использование гепавета в качестве гепатопротектора на сельскохозяйственных животных.
Впервые проведены экспериментальные исследования препарата гепавет
при гепатозах в птицеводстве и свиноводстве.
Практическая значимость. Для сельского хозяйства и ветеринарной практики предложен новый препарат гепавет, обладающий выраженными гепатопротекторными свойствами. Установленная фармакодинамическая характеристика
может служить основанием его использования в условиях современной повышенной заболеваемости гепатозами и гепатитами. Гепавет рекомендуется применять в практике ветеринарии в качестве профилактического и лечебного средства
при патологиях печени.
Данные проведенных нами экспериментов учтены при разработке НТД,
препарат выпускает ООО «ЮВИКС-ФАРМ» (г. Краснодар).
Апробация работы. Результаты экспериментальных и клинических исследований, являющихся основой диссертации, доложены, обсуждены и одобрены
на заседаниях Ученого совета Краснодарского НИВИ (2006–2011 гг.), на Межрегиональной
научно-практической
конференции,
посвященной
60-летию
ГНУ Краснодарского НИВИ «Актуальные проблемы ветеринарии в современных
условиях» (Краснодар, 2006), на Международной научно-практической конференции, посвященной 65-летию ветеринарной науки Кубани (Краснодар, 2011).
Публикации. Основные материалы диссертации опубликованы в 6 научных
статьях, 3 из которых – в рецензируемых научных изданиях, рекомендованных
ВАК Минобразования РФ.
Основные положения диссертации, выносимые на защиту:
 характеристика физико-химических свойств гепавета;
6
 экспериментальные данные токсикологических и фармакологических
свойств гепавета;
 результаты изучения ростостимулирующего действия гепавета на птице
и свиньях;
 результаты изучения лечебно-профилактических свойств гепавета на птице и свиньях;
 практические предложения по применению гепавета в ветеринарии.
Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 122 страницах
машинописного текста и состоит из следующих разделов: введения, обзора литературы, собственных исследований, заключения, выводов, практических предложений, списка литературы. Список использованной литературы включает 143 источника, в том числе иностранных – 35. Работа иллюстрирована 35-ю таблицами
и 19-ю рисунками.
7
1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1 Фосфолипиды и их роль в организме животных и человека
Фосфолипиды, фосфотиды, сложные липиды, отличительным признаком
которых является присутствие в молекулах остатка фосфорной кислоты. Фосфолипиды состоят из глицерина, жирных кислот, альдегидов и азотистых соединений. Одним из важнейших представителей фосфолипидов является фосфатидилхолин (лецитин).
Фосфолипиды широко распространены в природе. В качестве основных
структурных компонентов они входят в состав клеточных мембран животных, растений и микроорганизмов, определяя их строение и проницаемость, а также активность ряда локализованных в мембранах ферментов (Ленинджер А. А., 1974).
Фосфолипиды являются структурным элементом митохондрий и называются «эссенциальными» (незаменимыми), так как необходимы для роста, развития
и надлежащего функционирования всех соматических клеток. В дополнение к их
роли в строительстве клеточных мембран можно сказать, что фосфолипиды –
важные составляющие липопротеидов, «легочных сурфактантов» и желчи. Они
принимают участие в работе нервной системы, в мембранных ферментативных
реакциях, играют важную роль в метаболизме и окислительных процессах и влияют на концентрацию холестерина в крови (Ушкалова Е. А. 2003).
Фосфолипиды, находящиеся в тромбоцитах, принимают участие в процессе
свертывания крови, что в конечном итоге показывает их влияние на защитную
функцию крови и гемодинамику в организме млекопитающих. Химическая структура фофолипидов, их дифильность, наличие заряженных групп определяет уникальность их физиологических свойств. Но главная функция фосфолипидов – формирование двойного липидного слоя в мембранах клеток (Скатков С. А., 2001).
Х. Бергнер (1973) считает, что фосфолипиды и белки являются важнейшими
структурными компонентами клеточных мембран. С соотношением и молекулярной формой отдельных подклассов структурных липидов связаны важнейшие
8
функции биологических мембран: ферментативная, барьерно-транспортная, а
также функция биологического распознавания.
Фосфолипиды также обладают внекалорийным эффектом и в определенных
условиях стимулируют рост и производительность животных. Фосфолипиды выполняют защитную роль. Являются основой ряда биологически активных веществ
– гормонов, служат источниками незаменимых жирных кислот, принимают непосредственное участие в связывании ферментов с внутриклеточными структурами,
способствуют ретенции азота и т.д. (Бергнер Х., Кетц Х. А., 1973).
«Эссенциальные» фосфолипиды представляют собой высокоочищенную
фракцию фосфатидилхолина, выделенную из бобов сои. Несмотря на их схожесть
с эндогенным фосфатидилхолином по химическому строению, «эссенциальные»
фосфолипиды отличаются от него очень высоким содержанием полиненасыщенных жирных кислот.
«Эссенциальные» фосфолипиды встраиваются в мембраны клеток печени
и их органеллы, замещая эндогенные фосфолипиды. Улучшаются свойства «текучести» мембран, а также их функции, например, активность ферментных систем в
митохондриях или эндоплазматическом ретикулуме. Встраиваясь в мембраны
тромбоцитов, «эссенциальные» фосфолипиды повышают их эластичность. Под их
воздействием снижается повышенная тенденция тромбоцитов и эритроцитов к адгезии и агрегации, являющаяся результатом повышенного накопления холестерина в мембранах и аккумуляции окисленных липидов. Улучшаются реологические
свойства крови (Кузьминова Е.В., 2014).
По данным Бодровой О. В. (2000) в организм человека поступает в сутки
1–2 г фосфолипидов; еще примерно 10–12 г попадает в тонкий кишечник с желчью, где все они подвергаются расщеплению и всасыванию. Больше всего фосфолипидов находится в тканях головного мозга и нервов; в 2 раза меньше – в печени; еще меньше – в почках и сердце.
Установлено, что фосфолипиды непосредственно принимают участие в
иммунологических процессах, в реакциях, связанных с системой свертывания
крови, в пролиферации и восстановлении клеток, в проведении импульсов по
9
нервным тканям и многих других процессах, которые интенсивно исследуются в последние годы.
Если рассматривать сам липидный обмен, им принадлежит огромное значение в формировании липопротеидов (непосредственно липопротеидов высокой
плотности, где их количество максимально).
Образование фосфолипидов происходит практически во всех тех же органах
но наиболее продуктивно – в печени и клетках кишечника. Наибольшее количество фосфолипидов приходится на фосфотидилхолин (лецитин), азотсодержащее
основание которого – холин. Установлено, что если долгое время не покрывается
пищевая потребность в холине, то вместо образования фосфолипидов происходит
сдвиг в сторону образования липопротеидов, содержащих огромный процент таких
липидов, как триглицериды и холестерин, которые вызывают жировую инфильтрацию печени (Кильметова И. Р., 1993).
Катаболизм фосфолипидов возможен во многих тканях организма под действием специальных ферментов (фосфолипаз). Главные липиды в плазме крови человека
присутствуют в комплексе с белками, синтезируя сложные соединения – липопротеиды, которые выполняют функцию транспорта и запасания липидов, являются незаменимой составляющей различных структур клетки (Бодрова О. В., 2000).
Фосфолипиды являются одним из основных компонентов биомембран, среди них есть биологически активные вещества, они довольно широко используются в пищевой и фармацевтической промышленности. Различают два основных
фосфолипида – это фосфатидилхолин и фосфотидинэтаноламин. Основным является фосфатидилхолин, его содержание обычно составляет не менее 50 % суммы
фосфолипидов.
Вторым по значению фосфолипидом у животных обычно является фосфатидилэтаноламин. Однако, по данным В. Е. Васьковского (1997 г.), в эритроцитах
некоторых животных, а в частности овец, фосфатидилхолин заменяется сфингомиелином (рисунок 1).
10
Рисунок 1 – Химическая структура фосфатидилхолина
Отечественными и зарубежными учеными доказано, что фосфолипиды активно участвуют в процессе свертывания крови. Мембрана тромбоцита представлена двойственным слоем фосфолипидов и находящимися между ними белковыми молекулами. Молекулы фосфолипидов способны перемещаться по слою или
с одной стороны на другую. Такие превращения способствуют адсорбции и последующей активации факторов свертывания и защите их от ингибирующего действия антитромбина III.
Присоединение индуктора активации к своему рецептору на поверхности
тромбоцита активирует фосфолипазу С, которая путем отщепления от фосфолипидов мембраны диацилглицерола и инозитолтрифосфаты способствует высвобождению ионов Са2+ из системы плотных канальцев в цитоплазму, а также активации фосфолипазы А2.
В цитоплазме Са2+ соединяется с кальмодулином и образует комплекс, активирующий сократительную систему филаментов: тромбоцит из дискоидного
превращается в шиповидно-сферический, в это время перефирически расположенные микротубулы перемешаются в центр клетки, увлекая за собой гранулы.
Активированная фосфолипаза А2 отщепляет от фосфолипидов мембраны
свободную арахидоновую кислоту. Из нее путем метаболических превращений
образуется тромбоксан, который вызывает высвобождение содержимого тромбоцитарных гранул, локальный сосудистый спазм и усиление агрегации тромбоцитов. Из поврежденных лейкоцитов и эндотелия выделяется фосфолипид, который
вызывает дальнейшую агрегацию тромбоцитов. Выделившийся из поврежденных
11
тканей и эндотелия тканевой тромбопластин запускает внешнюю систему каскада
свертывания (Черданцева Г. А., Юрченко Л. Н., 1999).
Фосфолипиды,
а
именно
фосфатидилхолины,
принимают
участие
в дифференциации и восстановлении биологических мембран. Они играют главнейшую роль в активации большинства связанных с мембраной ферментов, стимулируют активность многочисленных связанных с мембраной белков и рецепторов. Они являются регулятором метаболических процессов в межклеточном
пространстве. Входя в состав липопротеинов крови, фосфолипиды регулируют
транспорт жиров в межклеточном пространстве, жирных кислот, холестерина и
других веществ.
По мнению О. П. Звягиной (1980), Е. П. Корненой (1986), являясь природными метаболитами, фосфолипиды препятствуют излишнему накоплению жира в
тканях и ускоряют его использование. Также фосфолипиды являются регуляторами энергоснабжения клеток и их потребности в кислороде, и кроме того способствуют передаче информации между клетками (Звягина О. П., 1980; Kesanimi А.,
Grundy S. M., 1986).
Установлено, что действие защитной системы организма обеспечивается
клетками иммунной системы – иммуноцитами, главную роль среди которых играют лимфоциты, вырабатывающие антитела (иммуноглобулины), инактивирующие агенты. Являясь основными структурным компонентом клеточных мембран
всех живых клеток, фосфолипиды способствуют нормальному функционированию лимфоцитов и, как правило, всей иммунной системы организма (Конопля
Е. Н., Прокопенко Л. Г., 1992).
Фосфолипиды в животных и растительных организмах находятся в двух
формах: структурной плазматической и резервной запасной. В первом случае она
является составным компонентом всех структурных элементов клетки, а во втором – представляет специальное депо энергетических запасов. Их химический состав и биологическая роль существенно различаются (Архипов А. В., 1980).
С учетом этих особенностей и современных представлений о природе липидов
биологическое значение их в живых организмах рассматривают с точки зрения
12
участия их в энергетическом обмене, в построении биологических мембран
и обеспечении их фракций, в биосинтезе ряда биологически активных соединений, в обеспечении защитных функций от механических и химических воздействий внешних факторов, что в конечном итоге отражается на всех важнейших
сторонах жизнедеятельности организма (Архипов А. В., 1980).
Исследователь Архипов А. В. свидетельствует, что липиды играют важную
роль и в регуляции теплового баланса. Плохо проводя тепло, жировой слой ограничивает теплоотдачу. Эластичная жировая ткань в качестве своеобразной прокладки для ряда внутренних органов (почки) способствует фиксации их в полостях тела и служит для защиты от механических воздействий. Жир, выделяемый
сальными железами, представляет собой смазку, предохраняющую кожу от высыхания и растрескивания. Кроме того, сальные железы вырабатывают жироподобный секрет, с помощью которого у птиц перо приобретает водоотталкивающие
свойства и упругость.
Фосфолипиды служат предшественниками ряда биологически активных
веществ. Наиболее изучена в этом отношении роль стероидов, у которых спиртовая группа этирифицирована обычно высшей жирной кислотой – арахидоновой,
стеариновой, олеиновой и др. Основной стероид в организме животных – холестерин, из которого образуются желчные кислоты, витамин D, гормоны коры
надпочечников (кортикостероиды), половые гормоны (Хефтман Э., 1972; Архипов А. В., 1982).
Наряду с этим, липиды являются предшественниками биосинтеза в организме животных простагландидов, которые служат модуляторами гормональной
активности. Различные представители этой группы соединений стимулируют сокращения гладких мышц, понижают кровяное давление и подавляют активность
таких гормонов, как вазопрессин (Horton E. W., 1972).
13
1.2 Характеристика основных компонентов фосфолипидов
Лецитин является основным наиболее и исследованным представителем
фосфолипидов. Термин «лецитин» происхожит от греческого слова «lekithos».
Впервые выделение лецитина из яйца было проведено в 1846г. французским ученым химиком Морисом Гоблеем. Пионерские работы в области выделения растительного лецитина проводились доктором Бруно Ревалдом в 1920 г. Выделение
и очистка лецитина из различных источников описана в 1985г. в работах Kuksis.
Первоначально этот термин применялся при обозначении фосфорсодержащих липидов, выделенных из яичного желтка. Позднее его стали применять, как
синоним для обозначения только одного определенного фосфолипида – фосфатидилхолина, т. к. он является основным компонентом фракции фосфатидов, получаемых из яичного желтка, либо из бобов сои.
В настоящее время в научной (а также в терапевтической) литературе термин «лецитин» обозначает 1,2-диацил-глицеро-3-фосфатидилхолин. В противовес
этому, в промышленности (в т. ч. в технологии лекарств и пищевых добавок) и
коммерции понимание термина «лецитин» несколько иное и применяется для
обозначения сложной смеси нейтральных липидов (главным образом триглицеридов, малого количества жирных кислот в свободном состоянии и стеролов), полярных липидов (фосфо- и гликолипиды) и углеводов. Фармакопея США дает
определение лецитину следующим образом – комплексная смесь ацетон нерастворимых фосфатидов, которые в своем составе имеют такие вещества, как фосфатидилхолин, фосфатидилэтаноламин, фосфатидилсерин, фосфатидилинозитол,
в комбинации с различным количеством других субстанций: триглицериды, жирные кислоты, углеводороды (Гуревич К. Г.,2004).
Полярные липиды, представителями которых являются лецитин и другие
фосфолипиды, входят в состав мембранной структуры клеток животных, растений
и микроорганизмов. Тем не менее, для коммерческого использованя представляют
интерес только источники, которые имеют высокие концентрации фосфолипидов.
В животном мире основным источником являются яйца, но этот источник крайне
14
дорог. Растительные источники гораздо более экономичны. Лецитин в своем составе содержат кукуруза, арахис, подсолнечное семя и другие масляничные семена,
однако, наиболее высокий процент лецитина содержится в сое. Фосфолипидный
состав лецитина может варьировать в зависимости от источника. Климат, почвенные компоненты, условия выращивания, время сбора урожая, производственные
условия – все это оставляет отпечаток на составе и свойствах лецитина.
Лецитин служит основным питательным веществом для нервной клетки, составляя 17 % перифирической нервной системы и 30 % мозга. Нехватка лецитина
приводит к раздражительности, утомляемости, мозговому истощению вплоть до
нервного срыва. Лецитин стимулирует окислительные процессы, нормализует обмен жиров, стимулирует работу мозга и сердечно-сосудистой системы, уличшает
усвоение витаминов А, D, E и К, повышает сопротивляемость организма воздействию токсичных веществ, стимулирует желчеотделение, образование эритроцитов
и гемоглобина. Каждой клетке организма необходим лецитин, который входит в
комплекс витаминов группы В и способствует выработке энергии. Он также необходим для синтеза ацетилхолина, курирующего оптимальное функционирование
нервной системы. Лецитин и холин необходимы для выработки гормонов и для
функционального обмена жиров и холестерина.
Фосфатидилхолины (лецитины) образуются при присоединении холина
к фосфатидовой кислоте. Лецитины содержат обычный для нейтральных жиров
набор жирных кислот. Предельные жирные кислоты (пальмитиновая, стеариновая) связаны преимущественно с гидроксилом альфа углеродного атома, а непредельные – (олеиновая, линоленовая) преимущественно с бета углеродным атомом.
Лизофосфатидилхолин-1-ацил-sn-глицеро-3-фосфохолин – давно известен
как продукт метаболизма фосфатидилхолина – основного компонента фофсфолипидов всех эукариотических и многих прокариотических клеток.
Лизофосфатидилхолин образуется в результате воздействия на фосфатидилхолин различных изоформ фосфолипазы А2, а также лецитин-холестеринацилтрансферазы, которая переносит жирнокислотный остаток с фосфатидилхолина на холестерин. Лизофосфатидилхолин относится к группе вторичных по-
15
средников, образующихся при активации цитозольной гормоночувствительной
фосфолипазы А2. Своим появлением он обязан не только гормональной активации, его источником могут быть и липопротеиды – основная транспортная форма
липидов, где он может образовываться под воздействием лецитин-холестеринацилтрансферазы, а также благодаря окислительным процессам (Когтева Г. С.,
Безуглов В. В., 1988).
Физиологическое значение повышения уровня лизофосфатидилхолина
в тканях в настоящее время связывают с его влиянием на сократительную и расслабляющую способности гладкой мускулатуры. Ряд авторов установили повышение уровня этого липида в сердечной мышце при экспериментальном ишемическом поражении миокарда у животных. Количественные данные колеблются
в широком диапазоне, но в среднем уровень лизофосфатидилхолина при ишемии
возрастает в 2-3 раза (Pogowizd S. M., 1986; Mock T., 1990; Tanaka H., 1996).
Лецитин в составе цитидинфосфатхолина действует в качестве кофермента
в образовании лецитиновой молекулы (Kennedy E. P., Weiss S. B., 1956). Самый
главный фосфолипид крови участвует в транспортировке жира и его обмене. Лецитин, а значит и холин, являются составляющими всех клеток тела (Шилов П. И., Яковлев Т. Н., 1974).
Многолетние экспериментальные наблюдения показали огромное значение
окислительных реакций лецитина на процесс всасывания жира из кишечника.
При этом в отношении отложения жира холин является антагонистом тиамина.
Лецитин также способствует выведению жира из печени (Шилов П. И.,
Яковлев Т. Н., 1974).
Холин
в
составе
лецитина,
является
исходным
материалом
для ацетилхолина. Он участвует в процессах трансметилирования, являясь донатором метильных групп, в организме холин синтезируется из аминокислот, содержащих метильные группы (метионин, серин), и других незаменимых аминокислот. Холин может быть образован как растениями, так и микроорганизмами.
16
Холин в клетках организма сначала окисляется в бетаин, который постепенно переходит в глицин, отчуждая при этом свои метильные группы и передавая их какому-либо акцептору, например, гомоцистеину, для синтеза метионина.
При синтезации холина образуется солянокислая соль холина, представляющая собой гигроскопичное вещество, имеющее кристаллическую структуру.
Для нужд животноводства холинхлорид производятя в виде жидкого 70%-го концентрата или с наполнителем в виде 25 % концентрата (Березовский В. М., 1959).
Потребность в холине организма животных гораздо больше, чем в других витаминах потому, что фосфатиды, в составе молекул которых он находится, являются
не только регуляторами процессов обмена веществ, но и основным строительным
материалом; им особенно насыщена нервная ткань, печень и биологические мембраны (Маслиева О. И., 1975).
Возможность организма производить холин самому, указывает на то, что
он служит основным регулятором обмена веществ, необходимым строительным
материалом. Высокая потребность в нем клеток организма дает повод считать холин не витамином в обычном значении, а витаминоподобным веществом (Вальдман А. Р., 1977).
В организме холин выполняет три важные функции: 1) липотропного фактора; 2) исходного продукта для образования ацетилхолина и 3) донатора метильных групп (Рысс С. М., 1955).
Холин способствует постоянному оттоку жировых веществ из печени и
блокирует лишнее отложение жира (Хенниг А., 1976). Холин также необходим
организму, как материал для образования фосфолипидов в печени, и тем самым
предохраняет этого орган от натриевой инфильтрации. Фосфолипиды в свою очередь, входят в состав лецитинов, ацетилфосфатидов, сфингомиелинов, образующих биологические мембраны, как на клеточном, так и на субклеточном уровнях.
Фосфолипиды являются
участниками активации многих ферментных систем.
Например, у крыс, в митохондриях печени которых опытными путем было разрушено ≈ 10 % лецитина, наблюдалось прекращение образования янтарной кислоты (Nygaard А. Р., Summer J. B., 1953).
17
Холин стимулирует желчевыделение в организме, улучшает перистальтику
желудочно-кишечного тракта, оказывает благотворное влияет на процессы обмена веществ в печени (Солнцев К. М., 1975; Редько Н. В., Антонов А. Я., 1990).
Холин являясь основным элементом фосфолипидов необходим для возведения и сохранения клеточной структуры живого организма, курирования жирового обмена и иннервации тканей (Околелова Т., 2003).
Выявлена также способность холина к увеличению репродукции и развития
животных (Вальдман А. Р., 1977), а Т. Н. Jukes считает, что холин предупреждает
развитие перозиса у птиц.
Ученый С. Artom (1953) выяснил, что холин стимулирует обмен фосфолипидов печени и не влияет на лецитин крови.
Он сообщил, что холин, хотя и предотвращает ожирение печени при недостатке белка, но не может влиять на включение радиоактивного фосфора в лецитин, т. е. на образование фосфолипидов. По его мнению, действие холина опирается не на воздействие на транспорт жиров, а на способность окислять жирные кислоты в печени (как коэнзим). С. Artom (1953) указывал на то, что печень животных,
в рационе которых отсутствовал холин, не имела возможности окислять жирные
кислоты. Окисление in vitro не было стимулировано холином, а дачей in vivo оно
опять возобновилось. Делаем вывод, что в организме из холина образуется вещество, помогающее окислять жирные кислоты.
Установлено что образование фосфолипидов в печени организма животных,
в рационе которых отсутствуют липотропные вещества, приостанавливается и
возобновляется при помощи холина.
В своих экспериментах на собаках Н. П. Скакун и И. И. Лесюк (1963) выяснили, что поступление в организм холина увеличивает желчеотделение. Было выявлено, что холинхлорид обладает желчегонным действием холеретического типа
и по классификации он может быть причислен к группе истинных холеретических
препаратов средней силы действия.
Выявлено, что поступление в организм холина и витамина В12 активно стимулирует секреции желчи и вызывает резкое увеличение в ней уровня фосфолипи-
18
дов (в 2–3 раза больше по сравнению с нормой). В виду этого, предположили, что
увеличение желчеотделения и ускоренное выведение фосфолипидов представляет
собой одно звено липотропного действия холина и витамина В12.
Холин помогает расщеплению молекул нейтрального жира в клетках печени у больных циррозом, вследствие этого увеличивается синтез фосфолипидов и
выделение их с желчью. Вместе с тем наблюдается снижение количества фосфолипидов в крови у многих больных циррозом печени под влиянием регулярного
введения холинхлорида. Интенсивное выведение из печени фосфолипидов, скорее
всего, сочетается с выведением из печени жирных кислот, что предотвращает
развитие жировой инфильтрации.
Холин используется в образовании ацетилхолина, играющего очень важную
роль в работе нервной системы, так как он нужен для передачи невральных импульсов (передатчик возбуждения). Ацетилхолин образуется в нервных синапсах
– клетках, в которых возбуждение, появляющееся в нервной клетке, переходит на
рабочую (мышечную, секреторную) или ближайшую нервную клетку. Поэтому
его относят к так называемым медиаторам – передатчикам нервного возбуждения. Ацетилхолин увеличивает подвижность и выполняет рещающую роль в их
пусковом эффекте (Матусис И. И., 1975).
Отсутствие нужного количества холина тормозит образование фосфолипидов в печени, нарушая при этом обмен жиров. Вследствие этого в крови подает
уровень фосфолипидов, а в печени увеличивается количество нейтральных жиров
(триглицеридов). Считали, что транспорт жирных кислот осуществляется фосфолипидами. Потом было доказано, что более передовым переносчиком жирных
кислот оказался β-липопротеидный комплекс, имеющий в своем составе также
фосфолипиды. Недостаток холина в организме нарушает жировой обмен. В клетках печени собирается очень много триглицеридов и меньше этерифицированного
холестерина, а в плазме крови сильно понижается количество фосфолипидов, гораздо меньше холестерина и триглицеридов. Триглицериды резко уменьшаются в
составе липопротеинов малой плотности. Наиболее явным признаком холиновой
недостаточности считается жировая инфильтрация печени, так как при ней нару-
19
шаются главные функции печени: хранение протромбина и др., возрастает содержание щелочной фосфатазы в крови. В отсутствие холина лецитин и сфингомиелин не образуются, и жирные кислоты не выводятся из печени.
Депонирование жирных кислот в печени (а также холестерин) грозит жировой инфильтрацией печени. При длительной нехватке холина в пище после жировой инфильтрации печени возникает цирроз этого органа, сходный с портальным циррозом Лаэннека (Рысс С. М., 1955).
Л. А. Черкес (1953) выяснил, что при длительной холиновой недостаточности,
вызванной резким спадом активности холиноксидазы, в клетках печени исследуемых животных (собаки, морские свинки, крысы) резко возникают гематомы и другие
опухоли. Многие канцерогенные вещества снижают активность холиноксидазы. С
понижением активности холиноксидазы данными веществами или при нехватке холина возникают условия, способствующие развитию опухолей.
Процессы перекисного окисления липидов играют важную роль в определении активности ферментов клеточных мембран; процессов проницаемости и
транспортировки необходимых веществ; передачи электронов в цепи дыхательных ферментов; рецепции, образовании и метаболизме эндогенных регуляторов
основных физиологических функций (простагландинов, стероидных гормонов,
катехоламинов и т. д.); клеточной дифференцировке и скорости клеточного давления, через изменение функциональной активности хроматина; а также многих
других биохимических реакций, сопровождающих многочисленные проявления
жизнедеятельности (Ланкин В. З., 1981; Бурлакова Е. Б. с соавт., 1980; Владимиров Ю. А., 1972; Немировский Л. С., Васильев В. К., 1987; Губский Ю. И., 1992).
Реакции перекисного окисления в организме, будучи универсальными, являются показателем стабильности стационарного режима преобразований в организме и, оказывая воздействие на его адаптивные потенции, выявляют возможность возникновения патологии (Бурлакова Е. Б., 1968, 1975; Жданов Г. Г. с соавт., 1989; Журавлев А. И., 1982; Меерсон Ф. З., 1981; Кожевников Ю. Н., 1985).
Это обусловлено огромной биологической активностью веществ, образующихся в
результате перекисного окисления липидов, мероприятиями системных перестро-
20
ек жизнедеятельности организма, изменениями характера межклеточных и межсистемных взаимодействий, потенцируемых ими (Куликов В. Ю. с соавт.,1988).
Решающую роли в жизнедеятельности организма играют биомембраны, в структуре которых основное место занимают липиды с высоким содержанием ненасыщенных жирных кислот (Крепс Е. М., 1956).
Перекисное окисление липидов считается типичным последовательным
процессом
с
вырожденным
разветвлением,
проходящим
по
свободно-
радикальному механизму, сходному с жидкофазным окислением органических
веществ (Эмануэль Н. М., 1965).
Окисление жирно-кислых остатков в молекуле фосфолипидов протекает по
свободно-радикальному пути (Владимиров Б. А., Арчаков А. И., 1972; Бурлакова
Е. Б., Храпова Н. Г., 1985). Полученные в процессе этого гидроперекиси фосфолипидов нестабильны, как правило самопроизвольно распадаются и это объясняет
перекисное окисление липидов как цепной вырождено-разветвленный процесс.
Данный путь окисления липидов характерен не только для эритроцитарных мембран, а и для многочисленных внутриклеточных мембранных органоидов: эндоплазматического ретикулума, ядер, митохондрий, лизосом и т.п. (Козлов Ю. П.,
1972; Алесенко А. В., Пальмина Н. П., 1982; Архипенко Ю. В., 1983). В ходе последовательной деградации полиненасыщенных липидов в процессе перекисного
окисления возникает целый ряд первичных, вторичных и последующих молекулярных продуктов перекисного окисления липидов, необходимых в процессах
структурной модификации биомембран и модуляции их физико-химических
свойств. Информация о состоянии процессов перекисного окисления липидов зависит от типа молекулярных продуктов, используемых для оценки интенсивности
переоксидации липидов (Колесова О. Е. с соавт., 1984). Это объясняется тем,
что образующиеся в результате перекисного окисления липидов продукты имеют
различную химическую и биологическую активностью и подвергаются последующим преобразованиям с различными скоростями (Каган В. Е., 1986; Банкова В. В., 1988). Работами отечественных и зарубежных авторов доказано, что излишек в клетке результатов перекисного окисления липидов способствует разоб-
21
щению окислительного фосфорилирования в митохондриях (Антонов В. Ф., 1992;
Барабой В. А., 1991; Bindoli A., 1982), нарушению процессов микросомального
окисления (Прайор У., 1979; Карагезян К. Г. с соавт., 1989), изменению структурной комплектации ядерного хроматина и нарушению процессов считывания генетической информации в органической клетке (Поливода Б. И., Конев В. В., 1986;
Губский Ю. И., 1992; Tappel A., 1973).
В каждой клетке организма непременно имеются условия для возникновения реакций перекисного окисления липидов, обусловленных присутствием субстратов – полиеновых липидов, а также инициаторов и катализаторов – активных
форм кислорода и ионов металлов переменной валентности. Тем не менее в норме
количество перекисей в организме очень мало и варьирует в пределах
(0,1–0,8) × 10–6 м/г тканевых липидов (Журавлев А. И., 1982). Такой невысокий
уровень перекисей липидов, характеризующий нормальное состояние организма,
обусловлен отлично сбалансированной активностью реакций образования, расходования и переработки продуктов перекисного окисления липидов, что обуславливает протекание этого процесса на необходимом достаточно невысоком стационарном уровне (Бурлакова Е. Б. с соавт., 1968; Журавлев А. И., 1968). Это возможно, благодаря существованию регулярно функционирующего в клетках комплекса биологических механизмов антиоксидантной (противоокислительной) защиты. Эта защита строго соблюдает рамки процесса свободно-радикального
окисления липидов на всех его стадиях и поддерживает этот класс реакций на достаточно постоянном уровне. Точная регламентация реакций перекисного окисления липидов регулируется согласованным функционированием неферментативных и ферментативных механизмов системы антиоксидантной защиты, регламентирующей уровень в клетках организм активных форм кислорода, свободных радикалов и молекулярных конечных продуктов перекисного окисления липидов
(Дубинина Е. Е., 1992; Juozulynas F., Stasytyte D., 1994).
Достаточно обширный материал, полученный отечественными и зарубежными исследователями, дал возможность сформулировать положение о том, что
реакции свободно-радикального окисления липидов бесперебойно проходят в
22
норме во всех тканях организма и, при определенной интенсивности, считаются
частью нормальных метаболических процессов в организме (Бурлакова Е. Б. с соавт., 1968; Журавлев А. И., 1968). Реакции перекисного окисления липидов представляю собой жизненно важное звено в регуляции липидного состава клеток,
структуры и проницаемости биомембран, пролиферации клеток и роста организма, биосинтеза простагландинов, стероидогенеза. (Laloraya M., 1988; Sevanian
A.,1985; Козлов Ю. П. с соавт., 1972; Каган В. Е. с соавт., 1986; Владимиров Ю. А.
с соавт., 1972; Губский Ю. И. с соавт., 1992; Бурлакова Е. Б. с соавт., 1980; Novogrodsky A., 1982; Журавлев А. И., Корженко В. Н., 1963; Sallman H. P., 1991; Ажгихин И. С., 1978; Ланкин В. З., 1981).
Изменяя липидный состав клеточных мембран, продукты переоксидации
липидов, через аденилатциклазную систему участвуют в реализации эффектов
различных гормонов (Таракулов Я. Х., Саатов Т. С., 1981).
Существенную роль процессы перекисного окисления липидов играют
в функциональной активности ДНК. Продукты перекисного окисления липидов,
оказывая модифицирующее действие на структуру ДНК, дестабилизируют ее
и облегчают работу ферментов репликации (Алесенко А. В., 1982; Губский Ю. И.
с соавт., 1993).
Л. Е. Немировский и В. К. Васильев (1987) на основании собственных исследований и данных других авторов сформулировали гипотезу о свободнорадикальной регуляции синтеза нуклеиновых кислот, как одного из звеньев клеточного цикла. Исключительная важность процессов перекисного окисления липидов в жизнедеятельности предопределяется тем, что вместе с реакциями гидролиза мембранных фосфолипидов, катализируемых фосфолипазами, они участвуют в пересмотре мембранных структур, их обновлении (Бурлакова Е. Б., 1981;
Бурлакова Е. Б., Храпова Н. Г., 1985; Каган В. Е. с соавт., 1983). Тем самым они
являются одним из физиологически значимых методов изменения липидного биослоя мембран. Процесс перекисного окисления липидов, химически изменяя мембрану, непременно приводит к перемене ее физико-химических свойств,
что непосредственно влияет на активность огромного числа интегральных и пе-
23
риферических мембранных белков-ферментов (Бурлакова Е. Б. с соавт., 1985;
Губский Ю. А. с соавт., 1990, 1992; Демчук М. Л. с соавт., 1993). Установленные
закономерности участия процессов перекисного окисления липидов в регуляции
физико-химических качеств, а в результате, и структурно-функционального состоянии биомембран и функции клетки в целом, позволяют считать, что реакция перекисного окисления липидов является одним из важнейших контролеров метаболизма
углеводов, белков, жиров, нуклеиновых кислот, участвующих в пластическом и
энергетическом обеспечении работоспособности клетки и организма в целом.
Фосфолипиды играют важную роль в организме животного и человека
и выполняют многочисленные функции, основными среди которых является
структурная функция, стимуляция активности различных ферментных систем,
участие в процессах молекулярного транспорта, деления и дифференцировки
клетки (Ушаков Е. А., 2003). В связи с этим они широко применяются в составе
комплексной терапии следующих состояний: гепатит (острый и хронический),
токсический гепатит, лекарственные поражения печени, отравления, жировая
дистрофия печени – жировой гепатоз различного генеза и т. п.; заболевания органов сердечно-сосудистой системы: ишемическая болезнь сердца, стенокардия,
нарушения церебрального периферического кровообращения; заболевания органов пищеварения (хронический панкреатит, язвенная болезнь желудка и др.); токсикоз беременности (Безкаравайный Б. А., Когутинская М. И., 2007).
Впервые эссенциальные фосфолипиды, как лекарственное вещество, были
выделены из соевых бобов путем разработки и использования технологий высокой очистки для лечения токсических поражений печени.
При патологиях печени введение эссенциальных фосфолипидов позволяет
снизить уровень индикаторных печеночных ферментов (аспартатаминотрансферазы, аланинаминотрансферазы, гамма-глутаминтрансферазы) и ослабить перекисное окисление липидов, что показывает снижение мембранных повреждений;
снизить или остановить жировую инфильтрацию гепатоцитов и увеличит скорость их регенерацию, предотвращать развитие фиброза в ткани печени
(Litovitz T. L., 1999; Niederau C., 1998).
24
Показания для применения эссенциальных фосфолипидов при патологиях
печени включают: вирусные (вирусные гепатиты и циррозы), токсические (алкоголь, яды, в т. ч. грибные) и лекарственные поражения печени; жировая дистрофия печени (при ожирении, сахарном диабете).
Эссенциальные фосфолипиды назначаются также для стабилизации обменных процессов при целом ряде заболеваний. Например, применение эссенциальных фосфолипидов вводят в базисную терапию при радиационном синдроме, для
терапии отравлений и интоксикаций, в том числе наркотическими агентами (Rivera-Penera T., 1997).
Показания к применению фосфолипидов значительно увеличились в последние годы. Началось, например, широкое использование эссенциальных фосфолипидов при лечении токсикоза беременных, а также в качестве дополнительного компонента в лечении псориаза (Резникова М. М, 1998). Экспериментальные
исследования последних лет подтвердили положительный эффект эссенциальных
фосфолипидов, особенно выраженный в коррекции жирового обмена и окисления
липопротеидов низкой плотности. Например, в клинических экспериментах выявлены положительные результаты применения эссенциальных фосфолипидов для
снижения уровня гиперхолестеринемии и гипертриглицеридемии у больных сахарным диабетом (Алмазов В. А., 1992; Гундерманн К, 1994). Обнадеживающие
результаты также получены при назначении эссенциальных фосфолипидов больным ишемической болезнью сердца на фоне инсулино-зависимого сахарного диабета, а также у больных ишемической болезнью сердца при некорригируемой диете (Климов А. Н.,1995). Данные свойства эссенциальных фосфолипидов дают
возможность их рассматривать не только как гепатопротекторы, а и как препарат
с антисклеротическим действием. Вышеперечисленные особенности эссенциальных фосфолипидов могут иметь важное практическое значение для пациентов
кардиологического профиля (с атеросклерозом, метаболическим синдромом),
ввиду того, что большинство средств с непосредственно гипохолестеринемическим действием обладают гепатотоксичностью.
25
Эссенциальные фосфолипиды имеют высокий профиль безопасности. Они
благополучно переносятся пациентами и даже при длительном приеме крайне
редко провоцируют побочные эффекты. Фосфолипиды могут применяться как в
детском, так и пожилом возрасте. Противопоказанием к использованию может
быть повышенная чувствительность к компонентам препарата (Гуревич К. Г.,
2004). Из побочных эффектов в редких случаях встречаются небольшие неприятные ощущения в эпигастральной области, а также послабление стула.
На современном фармацевтическом рынке среди гепатопротекторных препаратов на долю содержащих фосфолипиды приходится не более 16 % средств от их
общего количества, которые представлены следующей линейкой: Фосфолип, Эссенциале, Ливолин форте, Лактулоза, Фосфоглив, Фосфотодилхолин, Эплир. В ветеринарной практике: Тиаун форте, Hepatiale Forte, Омега-3 масло криля и др.
Необходимо отметить, что основным местом в терапевтическом эффекте препаратов эссенциальных фосфолипидов является количественное содержание в препаратах активного вещества – фосфотидилхолина, высокому качеству очистки, отсутствиию нежелательных примесей, от которых в конечном итоге зависит успех лечения (Ушкалова Е. А., 2003).
1.3 Применение фосфолипидов в животноводстве и птицеводстве
Фосфолипиды получают в виде побочного продукта начальной стадии рафинации растительных масел, а именно, гидратации под установившимся товарным названием «фосфотидный концентрат». По своим физико-химических показателям фосфотидные концентраты делят на пищевые и кормовые. Кормовые как
правило содержат в среднем 50 % непосредственно фосфолипидов (Корнена Е. П.,
1986; Тютюнников Б. Н., Бухштаб З. И., Гладких Ф. Ф.,1992). Особую важность
представляют непосредственно фосфатиды, имеющие в своем составе лецитины,
кефалины и некоторые другие вещества. Даются фосфатиды с заменителеми
26
цельного молока и комбикормами обычно такими же способами, что и жиры
(Скипин А. И., 1954; Редько Н. В., Антонов А. Я., Солнцев К. М., 1990).
Е. К. Алимова (1975) и О. А. Нигоев (1996) считают, что липиды вместе
с белками и углеводами, являются незаменимыми компонентами кормов сельскохозяйственной птицы. Усвояемость липидов предельно высокая и привязана к их
физико-химических свойствам и жирнокислотному составу, а также зависит от
сбалансированности кормов по протеину, незаменимым аминокислотам, минеральным веществам и другим составляющим. Поэтому птице необходимо вводить
в состав рациона и растительные жиры.
В организме птиц жиры распадаются на глицерин и жирные кислоты с помощью фермента липазы и при непосредственном участии желчи в этом процессе.
В клетках организма синтезируется жир, отличающийся своими качествами от
первоначального, поступившего с рационом. Получается, что жир разных видов
птиц и жир одного вида птиц, взятый из различных тканей, разный по составу
жирных кислот. Количество жиров, попадающих с кормом, и их химический состав дают начало химическому составу и специфическому привкусу жира, образующемуся в организме. Например, при частом скармливании рыбьего жира птице, их мясо и жир приобретают привкус рыбы (Крюков В. С., 1972).
У птиц лимфатическая система не задействована в транспорте всасывающихся из кишечника липидов. Образующиеся в клетках стенки кишечника хиломикроны попадают непосредственно в портальную систему и перенаправляются в
печень. В процессе синтеза тканями, сами молекулы триглицеридов подвергаются
мгновенному гидролизу. Синтезируемые при этом процессе жирные кислоты идут
на ресинтез триглицеридов и фосфолипидов или окисляются до углекислоты (Васильева Е. А., 1976).
В. М. Зайцева (1971) считает, новообразованные липиды частично используются в печени, тем не менее, основной путь их реализации – это постоянная секреция в виде липопротеидов. Триглицериды в основном связаны с липопротеинами
низкой плотности или беталипротеинами. В месте с тем фосфолипиды и холестерин
взаимодействуют с фракцией липопротеинов высокой плотности. Однако, в момент
27
нарушения синтеза протеиновой или фосфолипидной части липопротеинов, возникает проблема с поступлением липидов из печени в кровь. Тогда образование жиров
обычно продолжается, и, как следствие, возникает ожирение печени.
Установлено, что микросомы печени в организме птиц гораздо быстрее
превращают насыщенные жирные кислоты в ненасыщенные, чем это происходит
в организме млекопитающих (Wahle K. W., 1974).
Имеются данные, что у 7-дневных цыплят скорость включения глюкозы
в 10 раз, а у 28-дневных – в 160 раз выше в печени, чем в жировой ткани
(Leveille G. A., 1968).
По данным А. Фишера (1961), основная роль печени не в жировом обмене,
а в углеводном и белковом. Основной из многочисленных ее задач является синтез жира из сахара.
D. Balneve, J. Pearce, (1976); А. И. Демитро, С. Антонов, П. Ситоянов (1980)
имеют мнение, что регулярным проявлением нарушения обмена жиров в печени
является ожирение этого органа. Чем ближе момент яйцекладки у молодок, тем
сильнее увеличиваются размеры печени, в ней возрастает содержание липидов,
вместе с тем повышается скорость синтеза жирных кислот. На эти изменения
направлено увеличенное образование липидов, которые необходимы для нормального формирования яйца. В каждом снесенном яйце несушка выделяет до 6г жира,
что составляет 2–3-кратный оборот липидов печени. У петухов в период полового
созревания значимых изменений в обмене веществ не происходит (Geraer P. A., Padilha I. C., 1996). У неполовозрелых птиц, как у многих прочих видов животных,
количество жира в печени гораздо ниже (Vandepopuliete J. M., 1977).
По результатам исследований Е. Т. Moran, S. Muirhead (1989) с увеличением
содержания жира в кормах, относительная необходимость липогенеза в организме
в роли поставщика жирных кислот для синтеза жира снижается.
M. M. Lipstein, S. Bornstein, I. Bartov (1975) утверждают, что гормон щитовидной железы блокирует накопление в клетках печени жира при помощи холина.
Установлено, что щитовидная железа увеличивает эффект, производимый холином в отношении увеличения количества жира в клетках печени при недостатке
28
белка. Внутреннее образование холина не прекращается при блокаде работы щитовидной железы, если в кормах присутствует метионин.
Жиры кормов могут оказывать направленное влияние на важнейший обмен
веществ посредством щитовидной железы.
Особенно сильное влияние производят жиры с высоким содержанием ненасыщенных кислот. Ученые предполагают, что присутствие в растительных маслах
гойтрогенов увеличивает потребность организма в йоде. По мимо этого установлено, что влияние жиров на работу щитовидной железы зависит от количества
протеина в кормах.
Увеличение количества жира повышает эффективность использования нежировых компонентов кормов в результате уменьшения скорости прохождения
пищевой массы по желудочно-кишечному тракту, в результате чего увеличивается время пребывания пищи для переваривания и дальнейшего усваивания
(Mateos G. G., Sell J. L., 1980; Mateos G. G., Sell J. L., 1981).
Для увеличения прироста более рационально используется энергия жиров
рациона, чем
энергия
углеводов и белков.
Стоит обратить внимание,
что энергия жиров переходит в обменную энергию практически на 90 %, усвояемых углеводов – на 75 %, белков – на 60 % (Moran E. F., Todd M. C., 1994;
Lusgaard T., 1999; Нигоев О. А., 1996; Гущин В. В., 1999).
По мнениию А. П. Калашникова (1988) главным коэффициентом питательности кормов является содержание в них липидов. Во многих растительных кормах содержание липидов небольшое: в зерне кукурузы и овса – 4–5 %, в зерне
прочих злаков и бобовых: гороха, а также вики – 1–2 %, в зеленых кормах – 0,5–
1 %, в шротах–2–3,5 %. Особо богаты липидами зерна масличных культур (30–
40 %), бобы сои (15–16 %) и жмыха (6–9 %).
Основываясь на представленных данных, делаем вывод: липиды играют
разнообразную роль в жизнедеятельности живого организма и, в основном, обслуживая энергетические потребности, являются сберегающим фактором в отношении протеина рационов.
29
Исследователи считают, что введение фосфолипидов в рацион молодым
животным позволяет существенно поднять приросты, улучшить их развитие и,
что особенно важно, содействует формированию достойной физиологической активности итоговых продуктов животноводства (Батюжевский Ю. Н., Стефанович
А. Н., Финагин Л. К., 1990; Чарочкина Л. Л., Финагин Л. К., Стефанович А. Н.,
1990; Арьков А. А., Хорошевская Л. В., 1990).
В работах О. П. Звягиной, М. Ф. Нестеина (1980) отмечено, что введение в высококалорийный, богатый липидами корм только фосфатидилинозитола предупреждало развитие пищевой гиперлипидемии и гиперхолестеринемии. Есть работы, доказывающие стабилизирующее влияние фосфолипидов, при введении их в рацион,
на липидный обмен, на соотношение белка в печени, на эффективность пищеварительных ферментов (Голубятников В., Кортун С., Мигулин Б., 1994; Калинина Е. Н.,
1999; Takagi T., Sasaki, 1979; Wong E. K., Nicolosi R. J., Low P. A., 1980).
Фосфолипиды отмечены и как
источник фосфора, недостаток которого
в рационах отражается на развитии скелета у животных и птиц, а также оказывают существенное влияние на качество итоговых продуктов животноводства.
А. Я. Данилевский (1891) и его сторонники особо обращали внимание на
роль фосфолипидов, в особенности лецитина. Они считали, что лецитин представляется таким же необходимым питательным элементом, как белок пищи, потому предлагали рассматривать пищевые продукты кормов животных не только
по белкам, жирам, углеводам и содержанию минеральных веществ, но и непосредственно по содержанию в них лецитинов.
Принято давать оценку эффкективности кормов и рационов при выращивании сельскохозяйственной птицы как по совокупности питательных и биологически активных веществ, так и по доступной для клеток организма энергии, содержащейся в единице массы корма (Кальницкий Б. Д., Орлов Л. В., 1977;
Kranen P. W., Lanbooij E., Virkamp C. H., 2000). Результаты работ, приведенные
в исследованиях Я. И. Лабуды, П. В. Демченко (1976), О. Д. Синцеровой (1982),
показали, что недостаточное содержание энергии в рационе – гораздо быстрее
30
приводит к снижению продуктивности птицы, чем нехватка аминокислот, витаминов и минералов.
Обращая внимание, что естественные фосфолипиды выделяются своей повышенной биологической активностью, способы их получения из липидосодержащего сырья, растительного происхождения, непосредственно влияют на пищевую ценность получаемых конечных фосфолипидных продуктов.
Вышеуказанные свойства дают возможность рассматривать фосфолипиды
как необходимый биокорректор клеток живого организма, умело управляющий механизмом гомеостаза, поддерживающий относительное динамическое постоянство
состава и свойств внутренней среды, устойчивость первостепенных физиологических функций живого организма. Таким образом, фосфолипиды можно считать незаменимым компонентом полноценного кормления (Никулин И.А., 2005).
Фосфолипиды в молекулах, имующие в своем составе витамин В4, являются
не только регуляторами процессов обмена веществ, но и необходимым строительным материалом. Выяснено, что такой физиологически необходимый процесс
в обмене веществ, как переаминирование, происходящий в организме птиц возможен только при участии холина. Он является донатором метильных групп для
образования метионина, при нехватке этого элемента у птицы нарушается использование азота корма, ухудшается синтез гемоглобина, окислительные процессы и
др. Возможность холина переносить метильные группы создает биохимические
предпосылки для научно обоснованного более рационального использования его
в кормах, содержащих неполноценные белки (Маслиева О. И., 1975).
Организм взрослой птица способен к небольшому образованию холина при
наличии метильных групп, которые он может продуцировать лишь в очень ограниченной степени. Главным донаторами этих групп представлены другие вещества, например метионин, присутствующий в составе полноценных белков. В связи с этим, при невысоком уровне или недостаточном белковом питании, добавление в корма холина или метионина строго необходимо (Вальдман А. Р., 1977). У
молодняка птиц, в отличие от млекопитающих, не имеется в организме первая
ферментная система, метилируются этанолами (Jukes Т. Н., Oleson J. J., Dorubush
31
F. C., 1945). Вследствие чего возникает необходимость, во всяком случае, в раннем возрасте, пока внутренний синтез холина не может происходить, постоянное
введение холина с пищей.
В настоящее время отечественные рекомендации советуют вводить в рационы для птиц всех видов и возрастов 1кг холинхлорида на 1 т (Рекомендации по
кормлению с/х птицы, 1999; Руководство по вет.-сан. экспертизе продуктов животного и растительного происхождения, 1998).
Важное значение в рационе птиц имеет соотношение насыщенных кислот:
пальмитиновой и стеариновой. Эти кислоты относятся к насыщенным жирным
кислотам, а к ненасыщенным – олеиновая, линолевая и линоленовая кислоты.
Большое биологическое значение имеют высоконенасыщенные жирные кислоты –
арахидоновая, линолевая и линоленовая. В организме животных из пальмитиновой кислоты образуются все высшие жирные кислоты, за исключением линолевой, которая поступает в организм экзогенным путем (Garton G. F., 1969). Линолевая кислота поступает в организм животных с растительным кормом, где из нее
в ходе ряда превращений образуется арахидоновая кислота, особенно при наличии достаточного количества витаминов группы В (Покровский А. А., 1977).
По мнению Ленинджера А. (1976), биосинтез высших жирных кислот в животном организме в основном происходит в растворимой фракции цитоплазмы
тканей и органов из активированной уксусной кислоты – ацетил КоА, происходящей от митохондриального КоА. Непосредственным предшественником и одновременно координатором синтеза и окисления жирных кислот является малонил КоА. Предполагают, что такой путь превращения углеводов в липиды отмечен не только при обычных режимах питания. Усиленный биосинтез жирных кислот их углеводов отмечен при ограниченном кормлении молодых кур мясных пород (Архипов А. В., 1980).
По данным Кретининой А. Г. (2004) добавление 1 % лецитина в кормосмесь
ремонтным молодкам и курам-несушкам оказывает благотворное воздействие
на рост и развитие птицы и способствует повышению продуктивности.
32
В энергетическом обмене участвуют главным образом триглицериды экзогенного и эндогенного происхождения. Несмотря на то, что энергетическая часть
обычных рационов животных и птиц представлена в основном углеводами, в их
организме они не могут депонироваться, так как постоянно находятся в окружении
водной фазы, что делает их малоустойчивыми к хранению. Углеводы обладают не
большой энергетической емкостью (8 МДж вместо 30–40 МДж ОЭ в 1 кг жира),
поэтому превращение углеводов в более концентрированную форму – липиды, –
является важной приспособительной функцией животного организма, позволяющей постоянно обеспечивать его потребности энергией (Архипов А. В., 1982).
Большой интерес представляет тот факт, что в 1 кг растительного и животного жира в среднем содержится 8 500–8 700 ккал обменной энергии для свиней
и птицы, что в 2,3 раза больше, чем в углеводах (Алиев А. А., 1980). Энергия жиров преобразуется а организме птицы в обменную энергию на 91 %, усвоенных
углеводов на 75 %, белков – на 65 % (Синцерова О. Д., 1982). Известно, что в составе жира содержится около 90 % жирных кислот и 10 % глицерина. По содержанию энергии глицерин близок к углеводам и протеину (4,5 ккал/г). По сравнению с глюкозой жир отличается большим содержанием атомов углерода и водорода по отношению к кислороду, что определяет его более высокую энергетическую ценность; естественно, что она связана с остатками жирных кислот
(Крюков В. С., 1972).
Исследования волгоградских ученых свидетельствуют о более интенсивном
обмене веществ и об усилении окислительно-восстановительных процессов в организме животных, получавших в рационах природный бишофит в сочетании с подсолнечным фосфатидным концентратом (Водяников В. И., Саломатин В. В., 2006).
По результатам исследований И. Мошкутело, М. Вишнякова отмечено,
что добавление в комбикорм хрякам 2,12 % линолевой кислоты увеличивало: объем эякулята, концентрация спермиев и их общее количество в эякуляте. Эти же
ученые определили, что оптимальный уровень линолевой кислоты в рационе хряков-производителей, который увеличивает перевариваемость протеина – на 3,7 %,
жира – на 11,2 % и использование фосфора – на 2,1 %, составляет 2,1–2,2 %.
33
Резюмируя вышеперечисленное можем сделать вывод, что имеющиеся в
настоящее время научные данные дают возможность довольно широко использовать эффекты эссенциальных фосфолипидов в медицинской и ветеринарной практике, и они как лекарственные средства заслужено завоевали признание даже несмотря на многолетнее использование. Клиническое значение эссенциальных
фосфолипидов не снижается, а напротив, регулярно возрастает и круг показаний
к использованию расширяется.
В ветеринарной практике спектр этих препаратов не так велик, поэтому разработка и применение лекарственных веществ группы эссенциальных фосфолипидов является перспективным направлением, особенно в ветеринарной гепатологии.
34
2 МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
Работу начали с 2006г. на базе отдела ветеринарной фармации ГНУ Краснодарского НИВИ Россельхозакадемии, в хозяйствах Краснодарского края в соответствии с научной тематикой Краснодарского НИВИ.
Алгоритм исследований:
1. Изучение биологических свойств препарата гепавет.
2. Исследование токсикологических свойств препарата гепавет – путем
определения острой и хронической токсичности, общего воздействия на организм, раздражающего действий, а также ветеринарно-санитарной оценки продуктов убоя и патоморфологических исследований органов и тканей животных.
3. Сравнительная оценка профилактических свойств препаратов гепавета,
фосфатидного концентрата и селенита натрия при гепатозах животных – на основании анализа данных сохранности, роста, продуктивности животных, клинических показателей; морфологического и биохимического состава крови.
4. Определение экономической эффективности применения гепавета в ветеринарии – путем проведения соответствующих расчетов.
При постановке экспериментов были использованы токсикологические,
фармакологические, клинические, биохимические, морфологические и иммунологические методы исследований.
Токсикологические характеристики препарата изучали путем определения
параметров острой и субхронической токсичности, местнораздражающего действия, и ветеринарно-санитарной экспертизы продуктов убоя и патоморфологического исследования органов и тканей.
Эксперименты по изучению токсикологических свойств гепавета проводили
на белых крысах, кроликах, птице, свиньях.
Острую и хроническую токсичность, в том числе раздражающее действие
на слизистую оболочку глаза и кожно-резорбтивное действие препарата гепавет
определяли согласно методических рекомендаций по изучению общетоксикологического действия фармакологических средств, методологические указания
35
по токсикологической оценке новых препаратов для лечения и профилактики незаразных болезней животных ГОСТ Р ИСО 10993-11-2009 «Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 10, 11 «Исследование раздражающего и сенсибилизирующего действия» и «Исследование общетоксического действия». Для оценки безвредности препарата было использовано 152 белых крысы.
Определение результатов острой токсичности проводили на 72 белых крысах. Животные были распределены на 9 групп по 8 крыс в каждой группе массой
180–200 г. Животным 1–8 группы задавали препарат с кормом в различных дозах,
которые отличались друг от друга приблизительно в 1,5 раза. 9-я группа животных была контрольной, им препарат не вводили.
Исследуемый препарат задавали крысам с кормом. Для этого его смешивали
с вареным яичным желтком, который формировали в виде шариков. После поедания отмечали характер токсического воздействия, особо обращая внимание на поведенческие рефлексы, подвижность, отправление физиологических функций, состояние шерсти и кожных покровов, аппетит животных.
Изучение хронической токсичности проводили на беспородных белых крысах массой 150–200 г в соответствии с ГОСТ Р ИСО 10993-11-2009 «Оценка биологичского действия медицинских изделий. Часть 11 «Исследование общетоксического действия». В опыте использовалось 80 крыс, распределенных на 4 группы. Животным первой группы гепавет задавали с вареным яичным желтком
по непрерывной схеме в рекомендованных дозах и дозах, превышающих рекомендуемую терапевтическую в 3 и 5 раз. При регулярных наблюдениях учитывали расход корма, воды, состояние шерстного покрова и слизистых оболочек, показатели дыхания. На начало опыта, через 45 дней, через 90 дней после начала
введения препарата исследовали морфологический состав периферической крови
(количество эритроцитов, лейкоцитов, тромбоцитов, уровень гемоглобина), биохимические показатели (уровень общего белка, мочевины, креатинина, глюкозы,
общего холестерина, активность некоторых ферментов сыворотки крови (аспартат- и аланинаминотрансферазы, щелочная фосфатаза).
Для определения указанных показателей кровь у крыс брали из хвостовой вены.
36
Подсчет форменных элементов крови производили на автоматическом
счетчике крови «Пикоскель» (ВР). Уровень гемоглобина определяли гемоглобинцианидным методом. Уровень глюкозы определяли с помощью наборов фирмы
«Labsystems» (Финляндия), общий белок, креатинин и мочевину, а также активность щелочной фосфатазы – с помощью наборов фирмы «Диаком-Синтеко»
(Россия). Уровень содержания и активность аспартат- и аланинаминотрансфераз
определяли с помощью наборов фирмы «KONE» (Финляндия), уровень общего
холестерина с помощью наборов фирмы «RANDOX» (США).
Биохимические показатели и активность ферментов определяли на биохимическом полуавтоматическом анализаторе ФП-901, «Labsystems» (Финляндия).
После окончания хронического эксперимента проведена эвтаназия крыс передозировкой диэтилового эфира для патморфологического исследования внутренних органов и тканей животных.
Вскрытие животных проводили сразу же после их гибели, по полной патологоанатомической схеме, что исключало возможный аутолиз тканей и позволяло
проводить дополнительные исследования.
На каждое животное составляли полный протокол вскрытия с характеристикой патологоанатомических признаков во всех органах и системах организма.
Морфометрическую оценку параметров массы тела и органов подопытных
животных проводили с помощью электронных весов «Сарториус» (Германия) с
дальнейшим вычислением коэффициентов массы органов, и их стандартных отклонений.
Для патоморфологического исследования образцы свежей ткани подвергали
криостатированию с получением срезов в 5–7 мкм или фиксировали их в 10%-ом
нейтрализованном растворе формалина для получения в последующем парафиновых срезов толщиной в 2–5 мкм.
Обезвоживание, обезжиривание и проводку тканей с их уплотнением в парафинах с различной температурой плавления (37–57 °С) проводили в микропроцессорном автомате «Сакура» (Япония) по заранее составленной программе. Заливка
тканей в парафин с воском и формирование тканевых блоков – ручным способом.
37
Микротомирование парафиновых блоков тканей осуществляли с помощью санного
(Россия) и ротационных (Райхерт, Австрия; АО-820, США) микротомов, что позволяло получить серийные срезы. После депарафинирования, срезы окрашивали гематоксилин-эозином, заключали в пихтовый (канадский) бальзам под покровные
стекла и готовили для визуального просмотра постоянные микропрепараты.
Статистическую обработку всех полученных результатов проводили с помощью компьютера.
В длительных опытах на свиньях использовали 122-дневных свиней, подобранных по принципу аналогов, распределенных на 3 группы по 26 голов
в каждой, которым по схеме задавали гепавет в течение 60 дней. Поросята второй
опытной и третьей опытных групп дополнительно к стандартному рациону получали гепавет в количестве 1 %, 3 % от массы корма. Животным первой контрольной группы препарат не назначали. Через 60 суток от начала эксперимента
одно животное из каждой группы умертвляли. В желудке определяли степень
хронизации язв, а печень подвергали гистологическому исследованию и описанию. Материал фиксировали в 10%-ном водном растворе нейтрального формалина, обезвоживали в спиртах восходящей крепости и заливали в парафин по стандартной методике (Gulling C.F., 1975). Срезы, приготовленные на санном микротоме, толщиной 4,0–6,0 мкм окрашивали гематоксилином и эозином, приготовленном по прописи Эрлиха (Уша Б. В., 2002).
Морфометрические исследования печени выполняли с помощью окулярного
микрометра МОВ-1-15М. Обработку цифрового материала осуществляли методом
вариационной статистики, с использованием стандартной программы Microsoft Excel.
Во время проведения исследований у подопытных животных брали кровь:
определяли морфологический состав крови (в счетной камере с сеткой Горяева),
выводили лейкоформулу по В. Г. Мухину, гематокрит в капиллярах с центрифугой МЦГ-8, содержание гемоглобина (гемоглобинцианидным методом).
Раздражающее действие гепавета на органы и системы подопытных животных оценивали в результате патоморфологического изучения при макро- и микроскопическом исследовании и взвешивании внутренних органов крыс.
38
Раздражающее действие препарата проводили в двух сериях опытов
на 4 молодых кроликах – альбиносах, массой 2 300–2 700 г и 20 морских свинках
массой 250–270 г в соостветствии с «Оценкой биологического действия медицинских изделий. Часть 10 «Исследование раздражающего сенсибилизирующего действия», утвержденной и введенной в действие Приказом Федерального агентства
по технологическому регулировании и методологии от 6 августа ГОСТ Р ИСО
10993-10-2009.
В первой серии опыта в первой группе морских свинок выстригали шерсть
ближе к середине туловища размером 2 × 2 см за 24 часа до начала опыта. Изучаемое
средство смешивали с водой до получения кашицеобразной консистенции, наносили на выстриженные участки на протяжении двух недель пять раз в неделю. Участки
с нанесенным препаратом сверху покрывали кусочками марли, сложенными вчетверо и фиксировали окклюзионной повязкой. Время экспозиции не менее 4 часов.
В контрольной группе вместо препарата применяли дистиллированную воду.
Реакцию кожи учитывали ежедневно по шкале оценки проб через 1 час после удаления образца. После последней аппликации регистрировали состояние
каждого участка через 5 мин, 30 мин, 1, 24, 48 и 72 часа после снятия образцов.
Во второй серии опыта нами измельчался препарат до пылеобразного состояния и вводился в нижний отдел конъюнктивального мешка глаза кролику.
Во второй глаз закапывали 0,1 мл дистиллированной воды в качестве контроля.
После инсоляции веки соединяли и удерживали в течение 1 секунды. Осмотр обеих глаз кроликов проводили через 1, 24, 48 и 72 часа после воздействия и оценивали по приведенной шкале в ГОСТе.
Фармакологические свойства гепавета оценивали по его воздействию на основные показатели белкового, липидного и углеводного обмена, состоянию органов кроветворения, морфологическому составу крови и интенсивности роста животных.
Исследования биохимических изменений в сыворотке крови проводили путем определения общего белка (колориметрически), белковых фракций (нефелометрически), мочевины (цветной реакцией с диацетилмонооксимом и тиосемикар-
39
базидом), глюкозы (ферментативно), общих липидов с помощью наборов реактивов фирмы «Лахема».
Подсчет форменных элементов крови производили на автоматическом
счетчике крови «Пикоскель» (ВР). Уровень гемоглобина определяли гемиглобинцианидным методом. Уровень глюкозы определяли с помощью наборов фирмы
«Labsystems» (Финляндия), креатинин, а также активность щелочной фосфатазы –
с помощью наборов фирмы «Диаком-Синтеко» (Россия). Уровень содержания
триглицеридов и активность аспартат- и аланинаминотрансфераз определяли с
помощью наборов фирмы «KONE» (Финляндия), уровень общего холестерина с
помощью наборов фирмы «RANDOX» (США).
Биохимические показатели и активность ферментов определяли на биохимическом полуавтоматическом анализаторе ФП-901, «Labsystems» (Финляндия).
Терапевтические свойства препарата проверяли на больных гепатозами животных и птице (цыплята-бройлеры), профилактические свойства исследовали на
клинически здоровых животных. И здоровые и больные животные и птица, участвовавшие в испытаниях, подвергались клиническим испытаниям по общепринятым методикам.
Комплексные испытания велись с учетом условий кормления подопытных
животных, их содержания и ухода.
При проведении экспериментов на больных животных учитывали их общее
состояние, активность, снижение упитанности, замедление в росте и отставания
развития.
Выводы о положительном влиянии препарата делали по полученным результатам комплексных клинических, биохимических, гематологических методов
исследования.
Постановка опытов, состав рационов каждой группы животных и птиц
(цыплят-бройлеров), представлен в работе. В экспериментах был использован
концентратный тип кормления животных.
За всеми подопытными животными в период назначения гепавета вели клинические наблюдения и регистрировали их общее состояние, изменения аппети-
40
та, продуктивность, заболеваемость и сохранность животных. Показателем продуктивности считали прирост массы тела животных. Взвешивали животных индивидуально до применения препарата и по завершению опытов. Используя полученные данные, высчитывали средний прирост живой массы животного и его
среднесуточный привес.
Результаты исследований проходили биометрическую обработку с помощью программного обеспечения фирмы Microsoft , фирмы Carl Zeiss . Критерий достоверности определяли по таблице Стъюдента.
Микроскопию проводили на микроскопах (Люмам-И, Россия, Йенамед, Докувал, Германия).
41
3 РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
3.1 Фармако-токсикологические свойства гепавета
3.1.1 Состав, физико-химические свойства гепавета
Гепавет представляет собой сухой порошок серого цвета без запаха и вкуса.
Для производства премикса применяют следующее сырье и материалы:
 фосфолисан, полученный из пищевого фосфатидного продукта или фосфатидной эмульсии по ТУ 9146-002-57531875-2000;
 экстракты
натуральные
растворимые
из
растительного
сырья
по ТУ 9140-004-57531875-004;
 бентонит по ТУ 2164-002-00136716-2001;
 бентонит натрия для комбикормовой промышленности по ТУ 39-01-302-77;
 глины бентонитовые Герпежского месторождения по ТУ 21-12-8/12-2-90;
 мука кормовая по нормативной документации;
 отруби по нормативной документации.
По органолептическим и физико-химическим показателям гепавет должен
соответствовать требованиям, указанным в таблице 1.
Таблица 1 – Физические свойства гепавета
Наименование показателя
Внешний вид и цвет
Запах
Массовая доля влаги %, не более
Содержание металломагнитной примеси:
 частиц размером до 2мм включительно, мг/кг, не более
 частиц с острыми краями и размером свыше 2мм, мг/кг
Характеристика и норма
Мелкодисперсный порошок
серо-желтого цвета
Слабый специфический
запах
12,0
Методы контроля
ГОСТ 13496.13
ГОСТ 13496.13
ГОСТ 13496.3
100
ГОСТ 13496.9
не допускается
ГОСТ 13496.9
Гепавет по содержанию токсичных элементов, микотоксинов, пестицидов,
нитратов и нитритов, радионуклеидов; по микробиологическим показателям
и токсичности не должен превышать нормативы, установленные ветеринарно-
42
санитарными требованиями, утвержденными в установленном порядке и указанные в таблице 2.
Таблица 2 – Допустимый уровень содержания тяжелых металлов, микотоксинов, пестицидов
в препарате гепавет
Допустимый уровень содержания, мг/кг
(для радионуклеидов Бк/кг), не более
Токсичные элементы:
50,0
50,0
2,2
0,6
2000,0*
Наименование вещества (элемента)
Свинец
Мышьяк
Кадмий
Ртуть
Фтор
Радионуклеиды:
Цезий 137,134
Стронций -90
Микотоксины:
 афлатоксин В1;
 зеараленон (Ф-2 токсин);
 Т-2 токсин;
 ДОН (дезоксиниваленол, вомитоксин);
 охратоксин
Пестициды:
 Гексахлорциклогексан (сумма изомеров);
 ДДТ (сумма изомеров и метаболитов)
Нитраты
Нитриты
Микробиологические показатели:
 Энтеропатогенные типы кишечной полочки в 50 г;
 токсинообразующие анаэробы в 50 г;
 протей в 50 г;
 сальмонеллы в 50 г;
 ботулинический токсин в 1,0 г
Токсичность
370
50
0,025
не допускается
0,1
2,0
10,0
0,05
0,05
500
10
не допускаются
не допускаются
не допускаются
не допускаются
не допускаются
не допускаются
* Фтор определяется только в премиксах, вырабатываемых на основе минеральных наполнителей
Гепавет в воздушной среде в присутствии других веществ не образует токсичных соединений и в организме не аккумулируется. Хранят гепавет при относительной влажности 75 % – 6 месяцев со дня изготовления.
Контроль за качеством новых препаратов, их биохимической активностью и
безопасностью для человека, животных и экологии при определенных способах
применения в животноводстве и ветеринарии – основной вопрос в исследовании
43
новых биологически активных средств. В связи с этим проведено изучение токсикологических свойств гепавета.
3.2 Оценка острой токсичности гепавета
Изучение токсичности гепавета проводили в остром опыте на лабораторных
животных (крысах). С этой целью было взято 72 белых крысы массой 180–200 г.
Длительность наблюдения за опытными животными составила 14 дней.
В этот период велись наблюдения за крысами, регистрируя их поведение, двигательную активность, поедаемость корма, корнеальные и кожные рефлексы. Животных разделили на 9 групп по 8 крыс в каждой и поместили в специальные
клетки для адаптации. Кормили животных полноценным кормом, состоящим
из смеси пшеницы, овса, ячменя, подсолнечника. Животные получали также белый хлеб, морковь. Доступ к воде – свободный.
Гепавет задавали с кормом, предварительно смешав его с вареным яичным
желтком. Каждой группе соответствовала своя доза гепавета от 1,4 г/кг до 24 г/кг.
Контрольным животным 9-й группы вводили яичный желток в тех же количествах. Данные опыта представлены в таблице 3.
Таблица 3 – Определение острой токсичности для крыс при применении гепавета
№
Масса тела, г
1
2
3
4
5
6
7
8
9
187±2,08
190±1,15
189±3,04
194±3,12
186±2,46
193±1,93
196±2,38
195±3,01
–
Доза, г/кг
массы тела
1,4
2,1
3,2
4,7
7,1
10,7
16,0
24,0
–
Доза, г/
животное
0,26
0,40
0,61
0,91
1,32
2,07
3,14
4,68
–
Смертность
–
–
–
–
–
–
–
–
–
Введение гепавета крысам в диапазоне испытанных доз 1,4–24,0 г/кг не вызывало каких-либо признаков интоксикации. Гибель животных не зарегистрирована.
В течение последующих 14 дней за животными вели клиническое наблюдение,
обращая внимание на аппетит, общее состояние, поведение, картину интоксикации.
44
В результате проведенных исследований установлено, что гепавет
при назначении внутрь, даже в максимально возможной дозе для внутреннего
применения в течение всего периода наблюдения не вызывал гибели и острой интоксикации у подопытных животных. У крыс не отмечали изменений в поведении, сохранялись рефлексы. В конце срока наблюдения опытных и контрольных
животных подвергали эвтаназии, вскрывали и проводили паталогоанатомическое
исследование внутренних органов, при проведении которого патологических изменений в организме животных обнаружено не было.
Следовательно, гепавет по степени воздействия на теплокровных животных
относится к веществам малоопасным 4 класс опасности по ГОСТ 12.1.007-76.
3.2.1 Параметры хронической токсичности гепавета
Исследования выполнены на 80 крысах массой 150–200 г, которые были
разделены на 4 группы по 20 животных в каждой. Кормили животных полноценным кормом, состоящим из смеси пшеницы, овса, ячменя, подсолнечника. Животные получали также белый хлеб, морковь. Доступ к воде – свободный. Гепавет
задавали с кормом предварительно смешав его с вареным яичным желтком.
Первая опытная группа животных получала с кормом терапевтическую дозу
гепавета (1 г/кг массы тела), вторая опытная группа животных получала трехкратную дозу гепавета (3 г/кг массы тела), третья опытная группа – пятикратную (5 г/кг
массы тела) дозу препарата. Четвертая группа животных служила контролем.
В течение всего эксперимента отмечали изменения в общем состоянии и
поведении животных (изменения массы тела, подвижность, аппетит, состояние
шерсти и кожного покрова).
В начале, середине и конце опыта каждые 1,5 месяца у крыс исследовали
морфологический состав периферической крови и отмечали изменения в количестве эритроцитов, лейкоцитов, тромбоцитов, в уровне гемоглобина, регистрировали биохимические показатели (уровень общего белка, мочевины, креатинина,
глюкозы, общего холестерина, активность таких ферментов сыворотки крови как
аспартат- и аланинаминотрансферазы, щелочная фосфатаза).
45
При исследовании морфологического состава периферической крови крыс, получавших гепавет, зарегистрировано однократное умеренное снижение лейкоцитов у
животных опытных I и II групп по сравнению с контролем, через 1,5 месяца после
начала опыта. К концу хронического эксперимента исследуемый показатель нормализовался, и количество лейкоцитов у животных всех подопытных групп соответствовало средним величинам, характерным для данного вида лабораторных животных.
На протяжении
хронического эксперимента не выявлено статистически
значимых отклонений в количестве эритроцитов, тромбоцитов и уровне гемоглобина у животных, получавших гепавет, по сравнению с контролем (таблица 4).
Таблица 4 – Морфо-биохимические показатели крови крыс при назначении гепавета
Группы животных
1
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Периоды наблюдения
начало опыта
1,5 мес.
2
3
12
Эритроциты,10 /л
8,3±0,2
8,0±0,2
8,3±0,6
8,5±0,2
8,0±0,2
8,3±0,2
8,7±0,4
8,2±0,2
9
Лейкоциты, 10 /л
10,5±0,3
10,8±0,5
10,7±0,6
9,3±0,4
10,0±0,3
9,0±0,3
11,2±0,3
9,1±0,7
Тромбоциты, 109/л
295,3±0,16
296,7±0,24
276,9±0,11
239,4±0,17
328,2±0,27
249,5±0,25
300,1±10,9
263,3±0,23
Гемоглобин, г/л
131±0,4
136±0,5
130±0,6
132±0,5
135±0,3
137±0,3
136±0,5
133±0,5
Общий белок г/л
98,2±1,8
100,2±1,0
98,7±1,6
102,0±1,1
99,9±1,5
106,1±1,3
100,6±1,4
103,8±1,2
Аспартатаминотрансфераза, Е/л
117,9±7,1
128,4±8,6
3 мес.
4
8,2±0,4
7,9±0,2
8,4±0,2
8,5±0,2
12,3±0,5
11,6±0,4
12,8±0,8
11,6±0,4
278,9±0,30
271,9±0,21
330,7±0,37
230,3±0,33
135±0,6
136±0,4
131±0,4
131±0,2
106,6±1,9
103,5±1,4
103,4±1,5
106,7±1,4
125,3±7,0
46
Продолжение таблицы 4
1
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
Контроль
Опытная I
Опытная II
Опытная III
2
3
124,7±3,1
135,6±5,9
118,0±8,2
127,1±6,9
123,2±9,6
134,0±6,1
Аланинаминотрансфераза, Е/л
135,8±7,2
111,4±4,4
136,7±4,6
119,0±3,3
132,0±8,4
110,0±8,3
129,4±5,2
118,7±2,9
Щелочная фосфотаза, Е/л
1086,5±21,6
1112,0±22,8
1205,8±23,5
1114,8±24,3
1214,0±20,3
1143,2±21,6
1074,2±26,2
1209,7±29,3
Мочевина, моль/л
9,4±0,4
8,7±0,4
9,6±0,7
8,2±0,9
9,7±1,1
8,3±0,4
8,8±1,1
9,1±1,0
Креатинин, мкмоль/л
99,7±7,7
98,9±4,4
90,5±6,3
93,6±5,6
89,2±6,2
102,1±5,7
85,3±5,8
82,9±8,8
Глюкоза (ммоль/л)
9,9±0,4
10,8±0,6
9,4±0,5
9,7±0,5
9,6±0,4
10,6±0,3
9,2±0,5
10,8±0,4
Холестерин общий, моль/л
2,20±0,08
2,15±0,05
2,14±0,07
2,11±0,09
2,28±0,07
211±0,07
2,51±0,08
2,10±0,05
4
119,8±9,9
125,8±9,3
115,8±9,9
137,6±5,2
139,4±3,7
131,6±6,9
136,2±9,8
1215,0±20,3
1198,2±21,6
1185,9±25,0
1203,3±26,5
8,8±0,4
9,6±0,8
9,2±0,6
9,1±0,9
101,8±8,7
94,6±5,7
96,1±7,9
88,3±4,7
11,3±0,8
10,1±0,5
9,2±0,4
10,1±0,5
2,07±0,06
2,05±0,06
2,09±0,06
2,03±0,11
В условиях хронического опыта на крысах при применении гепавета в дозах
1, 3 и 5 г/кг не замечено существенных изменений в уровне общего белка в сыворотке крови, что подтверждает стабильность белковообразующей функции печени.
Для выявления возможного повреждающего действия гепавета на печень,
исследовали активность аспартат- и аланинаминотрансфераз, щелочной фосфатазы сыворотки крови. Анализ данных показал, что через 1,5 месяца введения гепавета отмечалось умеренное снижение активности аланинаминотрансферазы и щелочной фосфатазы у крыс опытной II группы. К 3 месяцам применения препарата
47
гепавет данные показатели нормализовались. Изменения активности этих ферментов не выходили за пределы физиологической нормы для данного вида лабораторных животных и поэтому могут быть расценены как функциональные. Активность аминотрансфераз, а также щелочной фосфатазы у животных опытной I
и III, получавших гепавет в течение всего эксперимента, существенно не отличались от соответствующих показателей в контроле (таблица 4).
Для оценки влияния гепавета на углеводный обмен и функцию поджелудочной железы в условиях 3- месячного длительного эксперимента определяли
содержание глюкозы в сыворотке крови испытуемых животных. В результате
проведенных исследований установлено, что в течение всего эксперимента гепавет в дозах 1, 3 и 5 г/кг не влиял на уровень глюкозы в сыворотке крови крыс; ее
параметры не пересекали границы допустимых колебаний для этого вида лабораторных животных (таблица 4).
Уровни содержания мочевины и креатинина в сыворотке крови животных,
которым вводили гепавет на протяжении всего опыта, не отличались от аналогичных показателей в контроле (таблица 4).
Для определения возможного повреждающего действия гепавета в условиях
длительного эксперимента на липидный обмен было изучено содержание
в сыворотке крови подопытных животных общего холестерина. В результате проведенных исследований установлено, что назначение гепавета крысам в течение
всего периода исследований в дозах 1, 3 и 5 г/кг отрицательно не влияло на перечисленные показатели липидного обмена.
После окончания хронического эксперимента проведена эвтаназия крыс передозировкой диэтилового эфира для патморфологического исследования внутренних органов и тканей животных. Вскрытие животных проводили сразу же после их гибели, по полной патологоанатомической схеме, что исключало возможный аутолиз тканей и позволяло проводить дополнительные исследования.
У животных контрольной группы внутренние органы были анатомически
правильно расположены. Серозные оболочки полостей были гладкие и блестящие. Легкие серо-розового цвета, нормального размера и формы, симметрично
48
расположены. Плевра гладкая и ровная. Сердце нормального размера, перикард
и эпикард гладкие, блестящие. Миокард неуплотненный, ярко-красный. Серозная
оболочка желудка и кишечника серого цвета, ее поверхность гладкая, ровная, с
блеском. Слизистая оболочка желудка, тонкого и толстого отделов кишечника по
всей длине ярко-розовая, поверхность ее без изъязвлений, гладкая, ровная и блестящая. Печень соответствующего размера, ее края заострены, капсула гладкая, на
поверхности и на разрезе темно-вишневого цвета, рисунок выражен четко. Соскоб
скудный. Желчный пузырь заполнен жидкой желто-зеленой желчью. Проходимость желчных протоков присутствует. Селезенка в норме, вытянутой формы, с
острыми краями и гладкой капсулой, светло-серого цвета. На разрезе структура
органа хорошо выражена, соскоб с пульпы скудный. Почки симметричной формы, в норме, темно-вишневого цвета. Фиброзная капсула почек снимается без затруднения. Корковое и мозговое вещество на разрезе четко различимы, эпителий
лоханки светло-розового цвета, гладкий, блестящий.
Крысы опытной I группы, получавшие гепавет в количестве 1 г/кг, с ровным
шерстью,
чистыми
кожными
покровами
и
ровными
слизистыми,
с умеренным подкожно-жировым слоем. Оболочки мозга слегка просвечиваются,
гладкие, блестящие. Извилины мозга четко выражены. На границе разреза вещество головного мозга влажное, блестящее, рисунок строения остается симметричным. В основании мозга сосуды также симметричны, со спавшимися стенками.
Внутренние органы грудины и брюшины расположены правильно. В полости отсутствуют жидкости и спайки. Слюнные железы упругие, светло-серого цвета,
сочные. Язык ровный, без налета. Слизистая пищевода серого цвета, ровная, без
изменений и язв. Желудок с четко выраженными складками слизистой оболочки.
Слизистая желудка серого цвета, гладкая, блестящая. Печень на поверхности
гладкая, блестящая, на разрезе темно-вишневого цвета. Поджелудочная железа
светло розовая, плотная, на разрезе мелкозернистая. Кишечник заполнен небольшим количеством каловых масс. Слизистая кишечника образует поперечные
складки, влажная. Язв и образований не обнаружено. Слизистые верхних дыхательных путей розового цвета, гладкие, влажные, блестящие. Легкие пористые,
49
свободные, розоватого цвета, плевра без изменений, уплотненная, нижние доли с
неравномерным кровенаполнением. Сердце соответствующей формы, хорошо сокращено. Коронарные сосуды расположены правильно. Створки клапанов сохранены, хорошо просвечиваются. Эндокард гладкий, блестящий. Аорта эластичная
и гладкая, интима осталась чистой. Гипофиз овальной формы, инкапсулированный.
Доли щитовидной железы расположены правильно, симметрично, плотные, на разрезе светло-коричневого цвета, мелкозернистой структуры. Тимус серо-розового
цвета. Надпочечники сохраняют бобовидную форму, с хорошо выраженым делением паренхимы на корковый и мозговой слои. Фиброзная капсула почки отделяется
легко, поверхность почек гладкая, на разрезе почки небольшого кровенаполнения с
резким делением на слои. Слизистые мочевыводящих органов серого цвета, влажные, блестящие. Селезенка не увеличена, с гладкой капсулой на разрезе сиреневого
цвета, пульпа без соскоба. Семенники овальной формы, на разрезе мелкозернистые. Яичники не увеличены, без изменений. Матка на разрезе плотная, темнокрасного цвета.
Данные массы внутренних органов животных опытной I группы представлены в таблице 5.
Таблица 5 –Массы тела внутренних органов крыс, получавших гепавет, г
Органы
Головной мозг
Легкие
Сердце
Надпочечники
Почка
Поджелудочная железа
Селезенка
Печень
Семенники
Яичники
контроль
0,53±0,04
0,81±0,07
0,40±0,03
0,04±0,003
0,44±0,04
0,34±0,06
0,39±0,03
4,71±0,55
0,75±0,07
0,03±0,004
Группы животных
I
II
0,54±0,05
0,56±0,05
0,83±0,07
0,85±0,07
0,42±0,03
0,48±0,03
0,03±0,004
0,03±0,004
0,43±0,02
0,48±0,02
0,37±0,07
0,37±0,07
0,39±0,03
0,40±0,03
4,47±0,54
4,88±0,54
0,73±0,07
0,70±0,07
0,03±0,002
0,04±0,003
III
0,55±0,03
0,85±0,07
0,51±0,06
0,03±0,003
0,50±0,05
0,39±0,02
0,43±0,04
5,12±0,53
0,76±0,07
0,04±0,003
Данные свидетельствуют о том, что токсическое действие препарата у животных этих групп отсутствует.
50
Крысы опытной II группы, получавшие гепавет в количестве 3 г/кг, с густой
лоснящейся шерстью, умеренного питания, с чистыми кожными покровами и видимыми слизистыми. Головной мозг на поверхности серого цвета, влажный, блестящий,
немного
кровенаполнен.
Извилины
мозга
четко
выражены,
на разрезе вещество мозга влажное, блестящее с параллельным рисунком строения. У основания сосуды тонкие, со спавшимися стенками. Внутренние органы
тела расположены правильно. Язык без налета, влажный. Зубы целые, слегка желтоватые. Слюнные железы плотные, светло-серого цвета. Слизистая пищеварительной системы без язв и образований, складчатая, влажная, блестящая. Слизистая желчного пузыря имеет бархатистую поверхность. Печень не увеличена,
дольчатая, с блестящей поверхностью, на разрезе серовато-коричневого цвета,
небольшого кровенаполнения. Поджелудочная железа плотная, ровная, на разрезе
зернистая. Содержимое отделов кишечника соответствует, количество каловых
масс незначительное. Слизистая верхних дыхательных путей влажная, блестящая.
Легкие пористые, пушистые, серовато-розового цвета, в нижних долях немного
кровенаполненные. Перикард серого цвета, влажный, блестящий. Сердце овальной
формы, достаточно сокращено, клапаны сердца сохранены, тонкие, довольно эластичные. Эндокард серого цвета, гладкий, блестящий. При разрезании мышцы
сердца упругие, серовато-коричневого цвета, влажные: аорта эластичная, интима ее
ровная. Гипофиз овальной формы. Доли щитовидной железы расположены правильно и симметрично, при разрезе серовато-коричневого цвета, поверхность мелкозернистая. Тимус серовато-желтого цвета, небольшого кровенаполнения. Надпочечники бобовидной формы с хорошо выраженной желтой корой и мозговым слоем серо-красного цвета. Капсула почки отделяется легко, поверхность почек гладкая, ровная, без образований. На разрезе почки умеренного кровенаполнения, с хорошо выраженным делением на слои. Слизистая мочевыводящей системы серого
цвета, влажная, блестящая. Селезенка с упругой капсулой, на разрезе сероватокрасного цвета, соскоб пульпы отсутствует. Костный мозг упругий, сероватого
цвета. Предстательная железа плотная, светло-розового цвета. Семенники правиль-
51
ной формы, равномерные, при разрезе серовато-желтого цвета. Яичники без изменений, не увеличены. Матка плотная, упругая, сероватая при разрезе.
Массы внутренних органов экспериментальных животных опытной II группы представлены в таблице 5.
Макроскопические данные свидетельствуют о том, что животные данной
группы составили практически здоровые.
Крысы опытной III группы, получавшие гепавет в количестве 5 г/кг с хорошо
развитым шерстным покровом, умеренного питания с целыми кожными покровами
и видимыми слизистыми. Головной мозга на поверхности серого цвета, блестящий,
равномерно немного кровенаполнен. Извилины мозга четко выражены, при разрезе
вещество мозга влажное, блестящее с синхронным рисунком строения. У его основания сосуды тонкие, со спавшимися стенками. В грудной и брюшной полостях органы расположены правильно. В серозных полостях отсутствуют спайки и жидкости. Зубы слегка желтоватые, не стертые. Слюнные железы упругие, серого цвета.
Слизистая верхних отделов пищеварительного тракта складчатая, серого цвета,
увлажненная, блестящая. Слизистая оболочка желчного пузыря имеет бархатистую
поверхность. Печень не увеличена, дольчатая, на поверхности гладкая и блестящая,
при разрезе серовато-коричневого цвета, равномерного кровенаполнения. Поджелудочная железа в норме, плотная, при разрезе зернистая. Содержимое желудочнокишечного тракта соответствует каждому из отделов. Слизистая верхних дыхательных путей серого цвета, влажная, блестящая. Легкие пористые, воздушные, темнорозового цвета, в нижних долях слегка кровенаполненные. Сердце овальной формы,
достаточно сокращено, клапаны сердца сохранены, тонкие, довольно эластичные.
Эндокард гладкий, блестящий. При разрезе сердечные мышцы сероватокоричневого цвета, упругие. Аорта эластичная, интима ее ровная. Гипофиз овальной
формы. Щитовидная железа с паралельно расположенными долями, при разрезе
красноватого цвета, мелкозернистой структуры. Тимус имеет желтоватый цвет, небольшого кровенаполнения. Надпочечники бобовидной формы с желтоватой корой
и мозговым веществом серо-красного цвета. Капсула почки отделяется легко, оболочки почек гладкие, блестящие. При разрезе почки небольшого кровенаполнения с
52
резким делением на слои. Слизистая мочевыводящей системы серого цвета, влажная, блестящая. Селезенка с ровной капсулой, при разрезе имеет серовато-красный
цвет, соскоб пульты отсутствует. Костный мозг упругий, имеет сероватый цвет.
Предстательная железа упругая, на разрезе беловато-розового цвета. Семенники
расположены в мошонке равномерно, имеют мелкозернистую структуру, сероватожелтого цвета. Яичники без изменений. Матка не увелчена, плотная.
Массы внутренних органов экспериментальных животных
опытной III
группы представлены в таблице 5.
Макроскопические данные, представленные в таблице 5, свидетельствуют
о том, что дополнительной нагрузки на органы нет, токсическое действие препарата гепавет у животных этих групп отсутствует.
Таким образом, в экспериментах по определению хронической токсичности
гепавета было установлено, что в период длительного применения препарата в
дозах, во много раз превышающих терапевтическую, какого-либо вредного действия препарата не выявилось, гистологическая структура и главные функции основных жизненно важных органов и систем не изменились.
При исследовании изменения массы тела крыс (таблица 6) выявили возрастание массы тела животных всех опытных групп. Отмечено, что максимальный
прирост наблюдался при введении гепавета в дозе 3 г/кг массы тела. Непосредственно в первой группе прирост массы тела на 1 крысу составил 115,8 %, во
второй – 121,9 %, а в третьей – 117,1 % по отношению к контролю.
Таблица 6 – Динамика массы тела крыс при изучении хронической токсичности гепавета, г
Средний прирост
массы на 1 крысу
Группы
в сутки
животных
начало
1,5
3
начало 1,5
3
опыта
мес.
мес.
опыта мес. мес.
Контроль
185,0±1,35 228,0±2,17 267,0±2,37
–
0,96
0,7
I
184,0±1,11 235,2±2,33 279,0±2,43
–
1,14 0,97
II
187,0±1,08 237,5±2,53* 287,0±3,05
–
1,1
0,83
III
193,1±2,13 243,8±2,07* 289,2±2,65
–
1,13 0,76
* – Степень достоверности Р≤ 0,05 по отношению к контролю
Средний вес крысы в группе
Прирост Прирост
за период за период
опыта
опыта, %
82
95,0
100,0
96,1
100
115,8
121,9
117,1
53
Таким образом, по результатам проведенных экспериментов установлено,
что в период длительного назначения препарата гепавет не только не оказывал
негативного влияния на рост и развитие лабораторных животных, но и способствовал увеличению их массы тела.
3.2.2 Местно-раздражающее действие гепавета
Местно-раздражающее действие гепавета изучали на 4-х кроликах и 20 морских свинках.
Кожные пробы проводились методом многократных аппликаций на морских свинках. Животным выстригали участок шерсти в середине туловища размером 2 × 2 см и ежедневно наносили гепавет и выдерживали 4 часа, после чего
препарат удаляли. Опыт продолжали в течение 14 дней.
В этот периода за морскими свинками установили наблюдение, проводили
контроль толщины кожной складки на месте аппликации, а в частности эритемы,
пузырей, микровизикул, определяли местную кожную температуру. Каких-либо
изменений в месте аппликации гепавета не обнаружено как в период использования препарата, так и после его применения. Эластичность и упругость кожи подопытных животных оставалась в пределах нормы. При пальпации в местах аппликации болевая реакция не выявлена. Покраснения, отека кожи и геморрагий не
отмечалось.
Кроликам под верхнее веко правого глаза вводили измельченный гепавет.
Для контроля в левый глаз этим же животным закапывали дистиллированную воду. Реакцию смотрели через 5 минут, 30 минут и 1 час с момента введения препарата и учитывали состояние слизистых оболочек глаз. Через 5 минут у кроликов
регистрировалось повышенное выделение слезы, которое исчезало через 15–20
минут. Наблюдение за животными велось в течение 14 дней. Гиперемии конъюнктивы, химатоза, помутнения роговицы и сужения зрачка не наблюдалось. Радужная оболочка без видимых изменений
На основании всего перечисленного местно-раздражающую реакцию организма животных оценили как отрицательную.
54
3.2.3 Действие гепавета на биохимические и морфологические
показатели животных
В целях изучения действия гепавета на морфо-биохимические показатели
крови свиней был поставлен опыт, целью которого явилась оценка действия на
свиней в период откорма в сравнении с фосфатидным концентратом.
Исследования проводились в условиях ЗАО «Премикс» Тимашевского района на свиньях 122-дневного возраста. По принципу аналогов, с учетом веса и физиологических показателей, было сформировано 3 группы – 1 контрольная (26 голов) и 2 опытные по 26 голов.
В 1 опытной группе животных дополнительно к основному рациону в течение 60 дней задавали с кормом 3 % фосфатидного концентрата к корму,
а во 2 опытной группе 5 % гепавета к корму. Кормление животных опытной
и контрольной групп – 3-х разовое, тип кормления, применяемый в соответствие
с технологией промышленного свиноводства, включал в себя: 20% пшеницы, 40 %
ячменя, 20 % кукурузы + добавки. Условия содержания животных идентичные.
В течение всего опыта за животными всех групп вели клиническое наблюдение, обращая внимание на общее состояние, поедаемость кормов, изменение
массы тела.
Для изучения влияния препаратов на биохимические показатели отбирали
кровь у десяти свиней из каждой группы. Исследовали и анализировали следующие биохимические показатели: гематологические показатели крови, лейкограмму, общий белок и белковые фракции, глюкоза, мочевина, клеточные ферменты
аминокислотного обмена – аланинаминотрансфераза, аспартатаминотрансфераза.
Установлено, что при проведении опыта животные опытных групп вели себя активно и не страдали потерей аппетита.
На протяжении всего эксперимента велось наблюдение за клиническим состоянием животных: во всех группах брали кровь для гематологического исследования, проводимого по общепринятым методикам. Биохимическими исследованиями сыворотки крови определяли общий белок, билирубин, АсАТ, АлАТ, амилазу, глюкозу.
55
В результате проведенных опытов было установлено, что в контрольной
группе вначале опыта отмечали уменьшение количества эритроцитов, а в дальнейшем данный показатель недостоверно возрастал. С 22-го дня было отмечено незначительное снижение количества эритроцитов, которое фиксировалось до завершения опыта. Нами также отмечалось, что количество гемоглобина у животных на
начало опыта составляло в контроле 115,2±1,52 г/л, на момент завершения эксперимента снижалось до 112,45±0,45 г/л, в то время как в двух опытных группах количество гемоглобина крови увеличивалось к концу опыта до 108,2± 1,47 г/л
и 108,5± 1,22 г/л соответственно.
Количество лейкоцитов на протяжении всего опыта изменялось волнообразно. В контрольной группе данный показатель возрастал к 40 дню опыта, а к 60
дню снижался. Однако следует отметить, что в контрольной группе количество
лейкоцитов было ниже физиологической нормы и составлял на 20 день опыта
6,12±0,22 109/л, а на 60 день опыта 8,78±0,39 109/л, в то время как количество лейкоцитов у опытных животных было в пределах возрастной нормы.
Результаты биохимического анализа крови показали, что показатель общего
белка в опытных группах находился в пределах физиологической нормы, чего
нельзя сказать об этом показателе в контрольной группе. Он возрастал, начиная с
40 дня превышая верхние границы нормы и был выше, чем в опытных группах на
11% относительно группы животных, которым применяли фосфатиды и на 4,6%
по сравнению с группой, в которой применяли гепавет. В опытных группах показания общего белка находились в пределах нормы. В группе, получавшей гепавет,
отмечено повышение количества общего белка в сравнении с начальными показателями в данной группе животных. Показания аланинаминотрансферазы снизились на 21,5%, а аспартатаминотрансфераза на 44% в сравнении с контрольной
группой (таблица 7).
56
Таблица 7 – Показатели крови свиней при назначении гепавета, (n=26)
Контроль
Показатель
Эритроциты, 1012/л
Гемоглобин,г/л
20 день
5,63±0,10
115,2±1,5
2
40 день
4,5±0,19
97,7±1,82
6,12±0,22
11,4±0,26
Э, %
Б, %
П, %
С, %
Мон, %
Л, %
Общий белок, г/л
7,2±0,26
1,3±0,26
6,1±0,18
30,4±0,25
4,2±0,13
50,8±1,02
71,4±0,31
10,8±0,63
1,4±0,27
5,3±0,27
30,1±0,41
2,6±0,12
49,8±0,48
90,5±0,33
Альбумины, %
α-глобулины, %
β-глобулины, %
γ-глобулины, %
Глюкоза, моль/л
Мочевина, моль/л
43,5±0,27
12,1±0,48
8,2±0,38
35,3±0,41
3,83±0,88
6,3±0,26
33,6±0,48
23,6±0,31
11,7±0,15
31,1±0,23
5,20±0,16
14,0±0,26
АлАТ, Е/л
39,9±0,81
38,7±1,03
АсАТ, Е/л
57,1±0,39
77,4±0,62
20 день
6,12±0,06
108,4±1,4
4
11,91±0,4
7
Опыт
Гепавет
40 день
6,15±0,12
103,5±1,0
2
60 день
6,03±0,10
108,5±1,22
10,9±0,34
10,1±0,38
7,1±0,14
0,6±0,05
5,2±0,46
31,4±0,23
4,8±0,22
50,9±0,36
81,2±0,53
6,5±0,19
0,6±0,07
4,2±0,23
34,4±0,29
4,5±0,28
49,8±0,35
86,3±0,51
6,1±0,23
0,5±0,03
5,2±0,24
33,8±0,41
4,7±0,14
49,7±0,29
87,8±0,59
36,8±0,63
19,5±0,51
19,2±0,21
23,7±0,35
5,06±0,16
9,2±0,43
39,3±0,37
18,3±0,68
18,1±0,33
24,4±0,35
4,31±0,20
6,9±0,36
42,2±0,31
18,5±0,52
15,8±0,19
23,4±0,43
4,84±0,31
5,3±0,35
38,8±0,45
32,5±0,37
30,7±0,41
43,2±0,34
66,2±0,35
37,7±0,33
56
Лейкоциты,109/л
Опыт
Фосфатиды
60 день
20 день
40 день
60 день
5,06±0,2
5,26±0,14 5,67±0,19 5,47±0,14
112,45±0,4 100,0±0,5 104,2±1,4 108,4±1,3
5
9
7
7
11,85±0,1
8,78±0,39 12,3±0,26 11,4±0,21
9
Лейкограмма
12,5±0,48
5,7±0,03
6,4±0,23
6,2±0,11
1,3±0,26
0,3±0,17
1±0,19
0,3±0,19
9,4±0,26
5,3±0,2
5,7±0,29
6±0,26
24,5±0,41 35,4±0,39 32,1±0,43 34,9±0,29
2,2±0,13
4,0±0,1
4,8±0,25
4,2±0,22
50,1±0,67 48,6±0,35
50±0,35
48,4±0,36
91,6±0,35 89,5±0,34 80,3±0,38 79,8±0,52
Белковые фракции
40,0±0,88 38,3±0,36 44,2±0,51 41,8±0,39
17,8±0,32 18,8±0,38 17,1±0,33 19,7±0,83
9,9±1,18
14,9±0,34 16,6±0,28 15,2±0,28
32,2±0,33 28,1±0,29 21,9±0,67 23,1±0,43
4,52±0,21 5,10±0,34 4,87±0,27 5,39±0,23
10,1±0,56
8,7±0,37
5,6±0,35
6,65±0,31
32,15±0,7
39,1±0,23 30,7±0,67 33,6±1,01
5
67,3±0,4
43,5±0,68
46,5±0,4
45,0±0,46
57
Таким образом, в опытных группах животных морфологические и биохимические показатели крови находились на уровне физиологической нормы, чего
нельзя сказать о группе контроля, в которой отмечали, повышение уровня белковых фракций выше нормы, и незначительное повышение в сыворотке крови мочевины.
Резюмируя выше приведенные результаты мы отмечаем, что применение
гепавета приводит к стабилизации функциональной работы печени и к нормализации биохимических и морфологических показателей крови.
Во втором опыте исследования гепавета были проведены в условиях
ООО «Первомайская ИПС» Ленинградского района.
Материалом
для
исследования
служили
цыплята-бройлеры
кросса
«СК Русь 6» с 7-го дня вылупления до 7-ми недельного возраста. Кросс мясных
кур «СК Русь 6» специализированы для технологии клеточного и напольного
содержания.
В период выращивания цыплят-бройлеров изучали эффективность применения гепавета в комбикормах в дозе 5% к корму, его влияние на развитие и рост
птицы, на биохимические показатели крови.
Контрольную и опытную группы подбирали по принципу аналогов. В качестве
сравнения использовали фосфотидный концентрат, как добавку к основному корму.
В изучении влияния гепавета на организм цыплят-бройлеров несомненный
интерес представляет изучение сыворотки крови на содержание в ней общего
белка и его фракций, большинство которых образуется в печени.
Учитывая, что химический состав крови здоровых животных постоянен, несмотря на непрерывное поступление и выведение из нее различных веществ, данные, представленные в таблице 8, свидетельствуют о влиянии гепавета на содержание белка и его фракций в сыворотке крови. Систематизируя полученные данные этой таблицы, можно отметить, что содержание общего белка у цыплят контрольной и опытных групп находилось в пределах нормы.
58
Таблица 8 – Содержание общего белка и белковых фракций, щелочной фосфатазы,
кальция и фосфора в сыворотке крови цыплят-бройлеров
Показатели
Общий белок, г/л
Альбумины, %
α – глобулины, %
β- глобулины, %
γ- глобулины, %
Глобулины всего, %
Отношение альбуминов
к глобулинам
Щелочная фосфатаза, Ед.
Кальций, ммоль/л
Фосфор, ммоль/л
АлАТ, Е/л
АсАТ, Е/л
1 контрольная
42,7±0,16
31,9±0,16
18,8±0,13
11,9±0,08
37,4±0,15
68,1
Группы
2 опытная (фосфот.)
43,3±0,18
33,7±0,16
18,2±0,18
10,6±0,09
37,5±0,18
66,3
3 опытная (гепавет)
44,3±0,14
34,9±0,25
17,2±0,21
10,2±0,15
37,7±0,18
65,1
0,47
0,51
0,54
505,2±3,68
2,7±0,16
2,01±0,07
4,27±0,15
221,34±2,21
430,8±0,9
2,6±0,18
1,96±0,07
3,34±1,12
198,15±5,43
440,3±1,36
2,8±0,14
1,98±0,07
3,17±0,13
183,85±8,83
Согласно приведенным данным можно отметить незначительное повышение
общего белка в опытных группах, которое превысило контроль на 1,4 %
и на 3,7 % соответственно. Альбумины создают коллоидно-осмотическое давление
крови, обеспечивая перенос промежуточных продуктов обмена. По результатам
опыта, мы видим небольшое повышение альбуминов в крови цыплят-бройлеров
опытных групп на 5,6 % и на 9,4 % соответственно. Вероятно, содержание альбуминов повышает синтез белков в тканях. Отмечено незначительное повышение
γ-глобулинов, которое способствует повышению защитных функций организма.
Как видно из таблицы 8 активность щелочной фосфатазы в опытных группах находилось в пределах нормы и составила 430,8±0,9 Ед и 440,3±10,36 Ед,
а в контрольной группе было выше нормы (505,2±3,68 Ед). Содержание кальцияв
крови в контрольной и опытных группах было в пределах нормы. Фосфор в контроле чуть превышал норму, но в опытных группах показания стабилизировались
и составили 1,96±0,07 ммоль/л и 1,98±0,07 ммоль/л, соответственно. Активность
аланинаминотрансферазы в группах, которых применяли препараты была ниже
контрольной на 21,8% и 25,8% соответственно. Активность аспартатаминотрансферазы в опытных группах понижается на 10,5% и на 17% соответственно.
59
На основании полученных данных этого опыта можно судить о стабилизирующем действии гепавета на биохимический состав крови цыплят-бройлеров.
Снижение активности трансаминаз указывает на отсутствие патологии печени у
подопытной птицы.
3.2.4 Патморфология и ВСЭ при применении гепавета
Исследования были проведены на поросятах, который участвовали в эксперименте по изучению морфо-биохимические показатели крови. Нами был проведен убой по 1-му животному в каждой группе (опытной и контрольной). Вскрытие животных производили с полной эвисцерацией и внимательным осмотром органов и систем. При этом для гистологического исследования отобрали кусочки
печени, почек.
Полученный материал фиксировали в 10%-ном растворе нейтрального формалина. После закрепления и сушки кусочки заливали в парафин и из полученного материала делали срезы толщиной 5–7 мкм, которые далее окрашивали гематоксином и эозином.
При визуальном осмотре внутренних органов поросят контрольной и опытных групп патологоанатомических изменений не выявлено.
Расположение внутренних органов было анатомически правильным. Плевра
и брюшина были ярко-розового цвета. Поверхность данных органов была гладкая
и блестящая.
Легкие правильной формы и размера, ярко-розового цвета, пушистые. Легочная плевра оставалась гладкой и блестящей.
Сердце нормального размера, правильное, конусовидное. Перикард прозрачных, гладкий и блестящий. В перикардиальной полости небольшое скопление
светло-желтой прозрачной, без примесей жидкости. Эпикард ровный и блестящий. Сердечная мышца имеет ярко-красный цвет, умеренно плотная. Эндокард
гладкий, блестящий, имеет светло-розовый цвет.
Селезенка не увеличена в размере, имеет заостренные края, капсула гладкая,
блестящая. Цвет на поверхности сероватый, при разрезании имеет
темно-
60
вишневый оттенок. Рисунок данного органа хорошо выражен, соскоб с разреза
отсутствует.
Печень имеет правильную форму и размер, края заостренные. Капсула
гладкая и блестящая. Цвет на поверхности и при разрезании темно-вишневый.
Контуры четко выражены, соскоб с поверхности разреза небольшой. Консистенция органа достаточно плотная. В желчном пузыре присутствует темно-зеленая
жидкая желчь. Проходимость протоков органа сохранена.
Почки симметричные, правильной бобовидной формы, не увеличены. Жировая капсула в норме. Фиброзная капсула легко снимается. Консистенция умеренно плотная, имеет темно-вишневый цвет. Между зонами мозга довольно хорошо выражен рисунок. Лоханка без содержимого. Слизистая оболочка ее розового цвета, гладкая, блестящая.
Желудок немного заполнен кормовыми массами. Слизистая оболочка желудка светло-розовая, без изъязвлений, блестящая, со скудным количеством прозрачной слизи. Поджелудочная железа в норме, дольчатой формы, имеет яркорозовый цвет, мягкая. Тонкий кишечник свободный на всем протяжении. Слизистая оболочка имеет ярко-розовый цвет, блестящая и гладкая. Толстый кишечник
немного заполнен каловыми массами. Слизистая оболочка имеет розовый цвет,
гладкая и блестящая. Мочевой пузырь заполнен небольшим количеством светложелтой прозрачной мочи. Слизистая мочевыводящей системы имеет яркорозовый цвет, гладкая, блестящая.
В результате гистологического исследования органов животного контрольной группы выявлена гидроническая дистрофия эпителия канальцев почек. В цитоплазме обнаружены вакуоли. Клетки увеличены в размере, округлой формы, в
отдельных клетках наблюдается кариолизис (рисунок 2).
61
Рисунок 2 – Зернистая дистрофия почки (контроль).
Окрас гематоксилином-эозином. Увеличение × 100
При гистологическом исследовании печени животного контрольной группы
была обнаружена белковая дистрофия печени. В цитоплазме отдельных гепатоцитов отмечена ацидофильная зернистость. Эти клетки были сильно увеличены в
размере и имели овальную форму. Наблюдалась единичная дискомплексация балочной структуры, атрофия гепатоцитов (рисунок 3, 4, 5, 6).
Рисунок 3 – Печень в разрезе (контроль)
Рисунок 4 – Зернистая дистрофия печени
(контроль). Окрас гематоксилиномэозином. Увеличение × 200
62
Рисунок 5 – Зернистая дистрофия печени
(контроль). Окрас гематоксилиномэозином. Увеличение × 250
Рисунок 6 – Печень в норме (опыт).
Окрас гематоксилином-эозином.
Увеличение × 250
Проведенные гистологические исследования печени животных находящихся в опытной группе указывают на отсутствие в ней различных патологических
процессов (рисунок 6).
В результате данных проведенных исследований нами установлено, что
введение в рацион свиней гепавета не вызывает токсического действия на органы
и ткани и не приводит к структурным изменениям в них.
Ветеринарно-санитарная экспертиза мяса проводилась на тех же свиньях,
на которых изучали морфо-биохимические показатели крови. Исследования проводились в лаборатории фармакологии Краснодарского НИВИ.
После окончания эксперимента по 1 животному из опытных и контрольной
групп убивали и проводили полный осмотр туш и органов, исследование мяса и
жира проводилось как органолептически, так и биохимически.
При экспертной органолептической оценке продуктов готовили мясной бульон и мясо отварное. Для этого определяли упругость мяса, его сочность,
насколько оно жестко, оценивали его аромат и цвет. Для отваривания исследуемых
продуктов от каждого животного брали бедренные мышцы (по 400г, и жир – по
50г в соотношении 1:2), которые подвергали кипячению в течение 30 минут. Далее
готовые продукты дегустировали.
Органолептическая оценка бульона и отварного мяса установили его хорошие вкусовые качества. Результаты дегустаций выявили, что запах бульона всех
63
проб был достаточно ароматным и специфическим. Посторонние запахи не были
отмечены, бульон был желтоватого цвета, прозрачным с небольшим скоплением
жира. Отварное мясо было светло-желтым, имело специфический приятный вкус
и запах, отличалось сочностью, было очень нежным без присутствия посторонних привкусов.
В биохимические исследования мяса входило определение рН, реакции
на пероксидазу и с сернокислой медью в бульоне.
При установлении концентрации водородных ионов в пробирку определяли
10,0 г мелко нарезанной мышечной ткани, затем вводили 90 мл дистиллированной
воды. Далее, все содержимое колбы интенсивно перемешивали в течении 2 минут,
потом содержимое отстаивали 30 минут и фильтровали через бумажный фильтр, а
затем определяя величину рН.
При определении реакции на пероксидазу в колбу помещали 2,0 мл экстракта из мяса и добавляли дистиллированной воды, в соотношении 1:4, затем добавляли 5 капель 0,2%-го спиртового раствора бензидина, содержимое пробирки как
следует взбалтывали, добавляли 2 капли 1%-го раствора перекиси водорода и
встряхивали колбу. Содержимое пробирки окрашивалось в сине-зеленый цвет,
который через 2 минуты становился буро-коричневым. Это изменение цвета указывало на присутствие в изучаемом материале фермента пероксидазы и характеризовало исследуемое мясо как свежее.
Для определения в бульоне продуктов распадов белка проводили реакцию с
сернокислой медью. Для постановки эксперимента в пробирки опускали около
20г мясного фарша и добавляли 60 мл дистиллированной воды. Далее пробирки
несколько раз интенсивно встряхивали и нагревали до полного закипания для
осаждения белков. Полученную смесь прогоняли через бумажный фильтр и охлаждали. Далее, в несколько пробирок наливали по 2,0 мл профильтрованных проб
бульона и в каждую вводили по 3 капли 5%-го водного раствора сернокислой меди, взбалтывали и отстаивали в течение 5 минут. В полученном бульоне не было
обнаружено хлопьев и желеобразных сгустков, что явилось подтверждением свежести исследуемого бульона и подтвердило качество исследуемого мяса.
64
Опираясь на проведенную ветеринарно-санитарную экспертизу можно
утверждать, что использование гепавета в дозе 5 % к корму отрицательно не влияет на качество и вкусовые особенности мяса свиней.
3.3 Специфические свойства гепавета
3.3.1 Ростостимулирующее действие гепавета
Исследования были проведены на цыплятах-бройлерах ППЗ «Русь». Цыплят содержали в клеточных батареях типа КБУ-3. В каждой группе по 57 голов,
доступ к воде и корму свободный, вода проточная. Ветеринарно-профилактические мероприятия во всех подобранных группах проходили независимо от
проводимого опыта по схеме, утвержденной на племзаводе. Зоогигиенические и
технологические параметры выращивания были идентичными для птиц и соответствовали технологическим нормам. Вся подопытная птица находилась в одинаковых условиях ухода, кормления и содержания, кроме дополнительного включения в рацион опытных групп испытуемых препаратов.
Схема научно-хозяйственного опыта приведена в таблице 9.
Таблица 9 – Схема опыта на цыплятах-бройлерах при применении гепавета
Группа
1-контрольная
2-я опытная
3-я опытная
Характеристика кормления
Стандартный комбикорм (СК)
СК + фосфотидный концентрат
СК + 1 % гепавета
Кормовые смеси составлялись из полнорационных комбикоров, энергетическая ценность которых соответствовала рекомендациям ВНИТИП (1999) кормлению
сельскохозяйственной птицы. Рацион в период опыта включал: кукуруза + пшеница, рыбная мука – 6 %, дрожжи – 3 %, жмых подсолнечниковый – 5 %, премикс
Старт 3.Дополнительно к рациону групп были включены препараты: 2-я опытная
группа – 3 % фосфотидного концентрата; 3-я опытная группа – 1 % гепавета.
65
О влиянии исследуемого препарата гепавет на организм подопытных цыплят судили по динамике массы. В таблице 10 приведены данные об изменении
массы птиц.
Таблица 10 – Динамика массы и сохранность бройлеров при применении гепавета, г
Возраст, недель
2-я
3-я
4-я
5-я
6-я
7-я
Сохранность, %
1- контроль
157,67±2,21
413,67±7,65
793,33±4,05
1243,67±1,97
1752,33±2,21
2212,67±7,73
94
Группы
2-я опыт (фосфотид.)
159±3,72
424,33±3,01
822±3,48
1259±1,71
1755±2,07
2250±1,48
96
3-я опыт (гепавет)
155±2,11
425,67±3,22
808±2,05
1238,67±1,39
1742,67±1,06
2261,67±3,29
98
Так, к 7-ми недельному возрасту средняя масса цыпленка 3-опытной группы
составила 2261,67 г, что на 49г (2,2 %) превысило показатели контроля. Цыплята 2-й
опытной группы по живой массе примерно были равны 3-й опытной группе.
Следовательно, мы можем сделать вывод, что введение гепавета в количестве 1 % к корму оказало положительное действие на рост и развитие цыплят.
Сохранность бройлеров всех подопытных групп была довольно высокой и находилась в пределах 94–98 %.
Характеристику энергии более полно можно определить вычислением прироста массы (таблица 11).
Таблица 11 – Среднесуточный прирост массы цыплят-бройлеров при применении гепавета
Возраст,
недель
2-я
3-я
4-я
5-я
6-я
7-я
1-я контрольная
г
%
15,97
100
36,52
100
54,27
100
64,44
100
72,61
100
65,83
100
Группа
2-я опытная (фосфотид.)
г
%
16,1
100,81
37,91
103,81
56,86
104,77
61,91
96,07
69,85
96,20
69,70
105,88
3-я опытная (гепавет)
г
%
15,6
97,68
38,62
105,75
55,39
102,06
61,66
95,68
70,97
97,74
73,26
111,29
До 3-х недельного возраста среднесуточный прирост, как в контрольной, так
и в опытной группах был примерно одинаковым (15,97 г и 16,1 г), на 5-ой
66
и 6-ой недели среднесуточный прирост цыплят 3-й опытной группы составил
61,66 г, 70,97 г, что ниже контроля на 2,8 г и 1,64 г. А к 7-ми недельному возрасту
среднесуточный прирост увеличился на 11,29 % по сравнению с группой контроля.
Увеличение среднесуточного прироста говорит о положительном воздействии гепавета на рост массы растущих цыплят-бройлеров.
Развитие молодняка птицы и наращивание мышечной ткани в ее организме,
основным компонентом которой является белок, осуществляется за счет процесса
биосинтеза белка. Поэтому, чтобы охарактеризовать процесс пищеварения, остановимся на определении расхода комбикорма.Фактический расход корма при выращивании цыплят до 7-недельного возраста отражен в таблице 12.
Таблица 12 – Фактический суточный расход корма по периодам для цыплят-бройлеров
при применении гепавета
Возраст,
недель
2-я
3-я
4-я
5-я
6-я
7-я
Итого за 6 недель
1-я контрольная
гр
%
23
100
55,14
100
81,40
100
128,23
100
157,56
100
163,26
100
608,59
100
Группы
2-я опытная (фосфотид.)
гр
%
22
95,7
56,11
101,7
83,58
102,68
127,53
99,45
163,45
103,74
167,28
102,46
619,95
101,87
3-я опытная (гепавет)
гр
%
22,5
97,8
56,38
102,2
83,08
102,06
128,25
100,01
115,42
98,64
165,357
101,41
611,20
100,43
В результате проведенного опыта нами установлено, что суточный расход
корма у цыплят-бройлеров третьей опытной группы, в которой применяли гепавет, постепенно увеличивается до 5-недельного возраста по сравнению с контролем. На 6-й неделе расход корма уменьшается на 1,36 %. К концу опыта расход
корма в третьей опытной группе превышает контроль на 0,43 %.
При проведении опыта нами выявлено, что наибольшая оплата рациона
приростом массы тела отмечена у цыплят третьей опытной группы, в ней на 1кг
прироста массы тела было использовано на 1,53 % корма ниже, а прирост на
11,29 % выше, чем в контроле. Это отражено в таблице 13.
67
Таблица 13 – Затраты кормов на 1кг прироста цыплят-бройлеров при применении
гепавета, кг
Возраст,
недель
2-я
3-я
4-я
5-я
6-я
7-я
За 6 недель
В % к 1 группе
1-я контрольная
1,44
1,51
1,50
1,99
2,17
2,48
1,96
100
Группы
2-я опытная (фосфотид.)
1,37
1,48
1,47
2,06
2,34
2,40
1,98
101,02
3-я опытная (гепавет)
1,44
1,47
1,50
2,08
2,19
2,26
1,93
98,47
Влияние изучаемой кормовой добавки увеличило массу цыплят-бройлеров и,
как следствие, привело к изменениям их мышечной ткани и внутренних органов.
Для
оценки
качества
мяса
и
некоторых
других
показателей
в 49-дневном возрасте был проведен контрольный убой цыплят-бройлеров. Основные результаты его приводятся в таблице 14.
Таблица 14 – Показатели контрольного убоя цыплят-бройлеров при применении гепавета
в 49 дней, n=3
Показатели
Живая масса перед убоем, г
Масса непотрошеной тушки, г
Масса потрошеной тушки, г
Выход потрошеной тушки, %
1-я контрольная
2108
1986,34
1526,42
72,2
Группы
2-я опытная
(фосфот.)
2147
2034,43
1574,57
73,4
3-я опытная
(гепавет)
2154,32
2067,92
1601,52
74,4
Из данных таблицы видно, что выход потрошенной тушки в третьей опытной группе на 3 % выше, чем в контроле.
Изучение морфологического состава мышечной ткани было произведено на
основании результатов анатомической обвалки тушек (таблица 15).
68
Таблица 15 – Соотношение мышц в тушке цыплят-бройлеров при применении гепавета
в 49 дней, г
Показатели
Мышцы:
Бедра
Голени
Грудные
Остальные
Сумма всех мышц
1-я контрольная
Группы
2-я опытная (фосфот.)
3-я опытная (гепавет)
153,8
118,4
206,9
145,0
624,1
158,7
130,3
237,2
155,2
681,4
166,7
140,0
244,7
167,3
718,7
Анализ обвалки тушек цыплят-бройлеров показывает, что испытываемый
нами препарат оказал благоприятное влияние на формирование мясной продуктивности. Молодняк опытной группы, который получал гепавет, имел хорошо
выраженные показатели развития грудных и ножных мышц. Так, при скармливании гепавета, мышечная масса цыплят-бройлеров, выше контроля на 15 %.
Важнейшим методом по изучению действия различных препаратов на организм подопытной птицы является определения их влияния на перевариваемость
питательных веществ и обмен азота, кальция и фосфора. Изучение перевариваемости питательных веществ кормосмесей с добавлением гепавета дает возможность определить его влияние на пищеварение.
Для определения перевариваемости питательных веществ кормосмеси
в конце выращивания цыплят-бройлеров был проведен физиологический обменный опыт. Определенные коэффициенты перевариваемости питательных веществ
кормосмеси приводятся в таблице 16.
Таблица 16 – Коэффициент перевариваемости питательных веществ комбикорма в организме
цыплят-бройлеров при применении гепавета на 49–51 день, %
Показатели
Органическое вещество
Сырой протеин
Сырой жир
Сырая клетчатка
БЭВ
1-я контрольная
70,53
84,6
73,4
17,9
78,3
Группы
2-я опытная (фосфот) 3-я опытная (гепавет)
72,1
73,4
86,2
86,4
83,1
83,3
26,3
28,6
82,3
87,9
69
В результате проведенного опыта было установлено, что перевариваемость
органического вещества корма в группе, получавшей гепавет, была выше, чем в
контроле на 4 %, и на 1,8 % выше, чем в группе, получавшей фосфотидный концентрат. Коэффициент перевариваемости протеина в третьей опытной группе
превысил контроль на 2 %.
Следовательно, при поступлении протеина с кормом в группе, получавшей
гепавет, использование сырого протеина было рациональней, чем в контроле, что
подтверждается данными о массе и среднесуточных приростах за период опыта.
Коэффициент перевариваемости сырого жира, сырой клетчатки и безазотистых
экстративных веществ у цыплят третьей опытной группы также был выше, чем у
цыплят контрольной группы.
Следовательно, введение гепавета в кормосмеси улучшило использование
питательных веществ корма третьей опытной группы по сравнению с показателями контроля.
Данные по использованию азота в организме цыплят-бройлеров отражены
в таблице 17.
Таблица 17 – Среднесуточный баланс и использование азота в организме цыплят-бройлеров
при применении гепавета, г
Группы
1-я контрольная 2-я опытная (фосфот.)
Принято с кормом
3,680
3,620
Выделено в помете
2,00
1,750
Усвоилось
3,016
2,982
Баланс
1,680
1,870
Использовано, % к принятому
45,65
51,66
к переваренному
55,71
62,71
Показатели
3-я опытная (гепавет)
3,679
1,749
3,022
1,930
52,45
63,86
Анализируя полученные результаты по использованию азота в организме
цыплят-бройлеров, можно отметить, что коэффициент к принятому третьей опытной группы был выше на 14,8 %, к переваренному на 14,6 % по сравнению
с контролем. Таким образом, можно сделать вывод, что введение гепавета в рацион цыплят-бройлеров повышает использование азота организмом птиц.
70
Данные по балансу кальция и фосфора в период 46–50 день приведены
в таблице 18.
Таблица 18 – Баланс кальция и фосфора в организме цыплят-бройлеров при применении
гепавета, г
Показатели
Принято с кормом
Выделено с пометом
Отложено в теле
Коэффициент использования, %
Потреблено с кормом
Выделено с пометом
Отложено в теле
Коэффициент использования, %
1-я контрольная
Кальций
1,15
0,57
0,58
50,20
Фосфор
0,89
0,52
0,38
43,32
Группы
2-я опытная
(фосфот.)
3-я опытная
(гепавет)
1,24
0,60
0,63
51,21
1,22
0,59
0,63
51,25
0,87
0,48
0,39
44,82
0,92
0,51
0,42
45,07
Следует отметить, что коэффициенты использования этих важных в питании
птиц макроэлементов у цыплят-бройлеров третьей опытной группы превышали контроль по усвояемости кальция и фосфора соответственно на 1,05 % и на 1,75 %.
Полученные данные показывают, что включение гепавета в кормосмеси
для цыплят-бройлеров, способствует повышению перевариваемости и усвояемости питательных веществ корма. Положительное влияние гепавета отразилось
на более высокой скорости роста опытной группы, по сравнению с контролем,
при меньших затратах корма на прирост массы.
Исследование ростостимулирующего действие препарата гепавет на свиньях проводилось в двух сериях опыта. В первой серии мы исследовали его на свиньях 120-дневного возраста в условиях ОАО племзавод «Индустриальный». Порода – крупная белая. По принципу аналогов было сформировано две группы –
опытная (25 голов) и контрольная (23 головы).
Кормление животных опытной и контрольной группы 3-х разовое, тип концентратный СК-2, применяемый в соответствии с технологией промышленного
свиноводства. Условия содержания животных были идентичные.
71
В опытной группе животным дополнительно к основному рациону в течение 30 дней задавали с кормом 1 % гепавета. В течение всего опыта
за животными обеих групп вели клиническое наблюдение, обращая внимание
на общее состояние животных, поедаемость кормов, изменение массы тела животных. Взвешивание проводили перед началом опыта, через 15 дней и в конце опыта.
Для изучения влияния препарата на биохимические показатели у 10 свиней
опытной и 10 свиней контрольной группы в начале и в конце опыта брали кровь.
Исследовали и анализировали следующие биохимические показатели: общий белок и белковые фракции, билирубин (общий, прямой, непрямой), клеточные ферменты аминокислотного обмена, катализирующие реакции переаминирования –
аланинаминотрансфераза, аспартатаминотрансфераза, щелочная фосфатаза.
Результаты проведенного опыта показали, что свиньи переносили применение препарата в указанных выше дозировках хорошо. Животные во все дни
наблюдения были активными, поведением и аппетитом не отличались от поросят
контрольной группы. Заболеваний среди поросят всех групп не регистрировали в
течение всего срока опыта.
Из данных, полученных в результате проведенных исследований, установлено, что препарат гепавет стабильно стимулирует рост массы тела свиней. Средняя масса тела опытной и контрольной группы составила 58 и 55,5 кг соответственно. Среднесуточный прирост в опытной группе на 21,7 % выше, чем в контроле (таблица 19).
Таблица 19 – Динамика массы тела свиней при применении гепавета
Показатели
Количество голов, шт.
Ср. масса тела, кг: начало опыта
через 15 дней
через 30 дней
Среднесуточный прирост, г
Сохранность, %
Группы
1-я опытная
25
43,4±1,55
50,7±1,43
58,0±2,07
487
100
2-я контрольная
23
43,5±0,98
49,5±2,01
55,5±1,91
400
100
Стимулирующий эффект препарата при всех равных условиях содержания и
кормления очевиден. Гепавет способствует лучшему усвоению корма и предот-
72
вращает поступление в организм животных, продуктов переокисления путем ингибирования свободно радикальных продуктов метаболизма и стабилизации мембранных липопротеидов.
Результаты исследований биохимии сыворотки крови в начале опыта, как
в контрольной, так и в опытной группах у большинства животных, показали
на наличие воспалительных процессов в организме, а в частности в печени, которые отразились в виде снижения содержания общих белков от нормы, онижения
количества γ-глобулинов и понижения α-глобулиновых фракций. Результаты биохимических исследований представлены в таблице 20.
Таблица 20 – Биохимические показатели сыворотки крови свиней при применении гепавета
Общий белок
Альбумины
Альфа-глобулины
Бетта-глобулины
Гамма-глобулины
г/л
%
%
%
%
Группы животных
контрольная
опытная
в начале
в конце
в начале
в конце
69,3±3,55
67,6±2,21
70,9±2,23
77,7±3,45
34,2±4,27
35,0±1,20
34,9±5,23
40,1±3,28
13,9±2,11
14,5±0,17
14,2±2,15
15,7±3,20
15,7±1,18
16,4±3,21
15,9±2,09
17,6±5,27
36,2±4,30
34,1±4,39
26,6±3,36
35,0±5,19
Общий билирубин
АсАТ
АлАТ
Щелочная фосфатаза
мкмоль/л
ед/л
ед/л
ед/л
1,7± 4,08
92,8±2,55
34,7±3,34
41,64±4,19
Показатели
Единицы
измерения
1,54±2,02
81,64±3,28
37,64±4,32
42,4±5,26
1,5±3,02
91,73±2,45
33,6±2,36
42,0±3,24
1,47±3,03
52,2±40,42
21,42±3,28
41,38±1,20
После 30 дней опыта результатами исследований биохимии сыворотки крови установлено, что включение в рацион препарата оказало нормализующее влияние на обмен веществ и состояние печени свиней. У животных опытной группы
на конец опыта уровень белковых фракций: альфа-, бетта-, глобулинов- стало выше
на 8,2 % и 7,3 % по сравнению с контролем, количество гамма глобулинов поднялось на 31,5% за период опыта ,тогда как в контроле этот показатель снизился.
Наблюдалось понижение содержания билирубина на 4,6% по сравнению с контрольными данными. Активность аланинаминотрансферазы (АлАТ) в сыворотке
крови понижалась на 36,3 % по сравнению с фоном, а по сравнению с контролем на
43,1%, уровень аспартатаминотрансфиразы понизился (АсАТ) на 43,1% в сравнении с фоном за период опыта.
73
Таким образом, применение препарата свиньям в первый период откорма
способствует лучшему усвоению корма, стимулирует рост массы тела, а также
нормализует основные показатели работы печени в организме.
Во второй серии опыта мы провели исследования ростостимулирующего
действия гепавета на свиньях в хозяйстве ЗАО «Премикс» Тимашевского района.
Были сформированы группы по 26 животных по принципу аналогов.
Кормление животных опытной и контрольной групп 3-х разовое, тип кормления, применяемый в соответствие с технологией промышленного свиноводства.
Условия содержания животных идентичные.
В 1 опытной группе животных дополнительно к основному рациону в течении 60 дней задавали 3 % фосфатидного концентрата к корму, а во 2 опытной
группе 1 % гепавета к корму.
В течение всего опыта за животными всех групп вели клиническое наблюдение, обращая внимание на общее состояние, поедаемость кормов, изменение
массы тела.
При проведении опыта животные опытных групп вели себя активно, поведением и аппетитом не отличались от животных контрольной группы.
Прирост за первый опытный период в 1 опытной группе на 27,6 % выше,
чем в контроле, во 2 опытной группе на 19,6 % больше, в сравнении с контролем
(таблица 21).
Таблица 21 – Динамика прироста молодняка свиней при применении гепавета на момент 1-го
взвешивания
Показатели
1-я контрольная
Общая живая масса при посадке, кг
Общая живая масса, кг
Средняя живая масса при посадке, кг
Средняя живая масса, кг
Прирост за период, кг
Среднесуточный прирост, г
Общий расход к/к за период, кг
Затраты к/к на 1 кг прироста
В среднем на 1 гол, кг
1145
1481
44,04
56,96
336
416,87
1500
4,46
1,86
2-я опытная
фосфатидный
концентрат
1137
1566
43,73
60,23
429
532,26
1560
3,64
1,94
3-я опытная
гепавет
1150
1552
44,23
59,69
402
498,76
1560
3,88
1,94
74
Прирост за весь опытный период в 1 опытной группе на 20,6 % выше,
чем в контроле, во 2 опытной группе на 17,1 % больше, в сравнении с контролем (таблица 22).
Таблица 22 – Динамика прироста молодняка свиней при применении гепавета на момент 2-го
взвешивания
Показатель
Контрольная
Общая живая масса при посадке, кг
Общая живая масса, кг
Средняя живая масса при посадке, кг
Средняя живая масса, кг
Прирост за весь период, кг
Среднесуточный прирост, г
Общий расход к/к за период, кг
Затраты к/к на 1 кг прироста
Затраты к/к на 1 кг прироста, руб
В среднем на 1 гол кг.
Общие затраты к/к, руб
Цена к/к 40–70кг, руб
В среднем на 1 гол, руб
1145
1955
44,04
75,19
810
494,51
3300
4,07
32,23
2,01
26103
7,91
15,94
2-я опытная
фосфатидный
концентрат
1137
2114
43,73
81,31
977
596,46
3300
3,38
26,62
2,01
26004
7,88
15,88
3-я опытная
гепавет
1150
2099
44,23
80,73
949
579,37
3650
3,85
35,15
2,23
33361
9,14
20,37
Из данных, полученных в результате проведенных исследований на свиньях, установлено, что испытуемые препараты стабильно стимулируют рост массы
тела свиней.
3.3.2 Действие гепавета на сперму у хряков
Была поставлена серия экспериментов, которая преследовала цель оценить
действие препарата на спермопродукцию хряков-производителей в ООО «Кубанский бекон» Павловского района.
Проведен комплексный научно-хозяйственный эксперимент по изучению влияния разных уровней гепавета в комбикормах на спермопродукцию хряковпроизводителей, определены ее оптимальный уровень и эффективность использования таких комбикормов. В экспериментальном хозяйстве подобрали по принципу
аналогов четыре группы хряков-производителей по 4 животных в каждой крупной
белой породы заводского типа. В предварительный период всем животным скармли-
75
вали комбикорм контрольного варианта СК-4. В экспериментальный период животные контрольной группы получали тот же комбикорм, в опытные (три группы) –
комбикорм, в состав которого введен препарат гепавет в разных дозах.
Подопытным животным в сутки скармливали 4 кг комбикорма и 2 л обезжиренного молока. Кормление двух разовое, равными дозами.
После 45 дней опыта изучена оплодотворяющая способность семени путем
искусственного осеменения свиноматок разбавленными эякулятами.
Установлено, что у хряков, получавших комбикорм с 3 % гепавета к корму,
объем эякулята, концентрация спермиев и их общее количество в эякуляте были
выше, чем у животных других групп (таблица 23).
Таблица 23 – Качество спермы хряков после применения гепатета
Показатели
Уровень гепавета в составе комбикорма, %
Кол-во исследованных эякулятов
Объем эякулята, мл
Концентрация сперматозоидов, млн/мл
Общее кол-во живых спермиев в эякуляте, %
Оплодотворяющая способность семени
(при двухкратном осеменении), %
Количество полученных спермодоз
от одного хряка
контроль
–
48
307
190
58,3
Тип комбикорма
опытная
опытная
1%
3%
1
3
48
48
239,8
351
210
162
69,2
73,7
опытная
5%
5
48
275,6
146
44,6
76
78
79,4
78
187
189
236
223
Согласно данным, отраженным в таблице, видно, что объем эякулята
в I опытной группе снизился на 21,9 %, во II опытной группе увеличился
на 14,3 % и в III опытной группе уменьшился на 10,3 % в сравнении с контролем.
Концентрация сперматозоидов в I опытной группе увеличилась на 10,5 %,
во II опытной группе уменьшилась на 14,8 % и в III опытной группе уменьшился
на 23,2 % в сравнении с контролем. Общее количество спермиев в эякуляте в первой опытной группе выросло на 18,6 %, во второй опытной на 25,5 %, в третьей
опытной уменьшилось на 23,5 % по сравнению с контролем. Увеличилась оплодотворяющая способность семени во всех опытных группах на 2,6 %; 4,4 %
и 2,6 % соответственно. Количество полученных спермодоз выросло на 1 %,
на 26,2 % и на 13,1 % соответственно. Снижение эффективности гепавета в дру-
76
гих опытных группах скорее связано с известной закономерностью: при повышении липидов после определенного уровня на каждый процент ввода в состав комбикорма необходимо увеличить на 0,5 % уровень протеина.
Оплодотворяющая способность спермы хряков всех подопытных групп составила 78 % и превысила на 4 % технологический норматив. Использование
комбикорма с уровнем гепавета 3 % отмечено как более эффективное.
3.3.3 Действие гепавета на поросят-сосунов
Изучение проводили на глубоко-супоросных свиноматках и поросятахсосунах в ООО «Кубанский бекон» Павловского района. Эффективность гепавета
изучена в двух сериях опытов. В первой серии опытов гепавет назначали за 15–20
дней до опороса, во второй – в течение 10–15 дней до и после опороса.
В первой серии опытов мы отобрали животных по принципу аналогов. Было
подобрано 3 группы глубоко-супоросных свиноматок. Животным опытных групп
за 15–20 дней до опороса назначали гепавет, свиноматкам первой группы (n=12)
в дозе 1 % и второй – 3 % гепавета к корму. Свиньям третьей группы (n=35) препарат не назначали, и они служили контролем.
Данные свидетельствуют о том, что назначение гепавета глубокосупоросным свиноматкам положительно влияло на развитии новорожденных поросят. При опоросе свиноматок в контрольной и опытных группах количество поросят было практически одинаковыми по (9,2-10,1 поросенка на свиноматку).
Осмотр новорожденных поросят, как в опытных так и в контрольной группах, показал, что поросята были хорошо и удовлетворительно развитыми. Однако уже
к 30-дневному возрасту количество поросят на 1 матку в опытных группах было
на 2,9–3,5 % больше, а хорошо и удовлетворительно развитых на 5–6,9 %.
Результаты исследований представлены в таблице 24.
77
Таблица 24 – Продуктивность свиноматок при назначении им гепавета до опороса
и сохранность поросят
Показатели
Количество свиноматок, гол
Получено поросят всего на свиноматку, гол
из них: удовлетворительно и хорошо развитых, %
отставших в росте, %
Количество поросят на матку в 30-дневном возрасте, гол.
из них: удовлетворительно и хорошо развитых, %
отставших в росте, %
Получено поросят на свиноматку при отъеме, гол
из них: удовлетворительно и хорошо развитых, %
отставших в росте, %
Переболело за период опыта, %
из них выздоровело, гол.
%
осталось больных, гол
Пало поросят к отъему, гол
Сохранность, %
Масса тела поросят: при рождении, кг
%
в 30-дневном возрасте, кг
%
при отъеме, кг
%
Группы животных
1
2
контроль
12
12
35
9,3
10,1
9,2
87,0
88,6
87,3
13,0
11,4
12,7
8,85
8,9
8,6
90,5
88,9
84,6
9,5
11,1
15,4
8,75
8,7
8,11
85,3
92,4
83,8
14,7
7,6
16,2
102
102
277
87
96
236
85,2
85,3
92,3
15
8
41
6
6
36
94,4
94,4
88,5
0,89±0,15
0,98±081
0,91±0,4
97,8
107,6
100,0
5,70±0,3
6,0±0,25
5,50±0,4
103,6
109,0
100,0
14,0±0,2
12,2±0,4
10,1±0,8
138,6
120,7
100,0
К отъему в опытных группах свиноматок в помете в среднем было 8,7–8,75
поросенка, что на 7,2–7,8 % больше, чем в контрольной группе, а количество хорошо и удовлетворительно развитых – на 1,7 % и 10,2 %.
Таким образом, назначение гепавета глубоко-супоросным свиноматкам существенно сказалось: на приросте массы тела поросят к отъему. Поросята от свиноматок первой опытной группы, получавших гепавет в дозе 1 % к корму имели
массу тела к отъему на 3,9 кг (на 38,6 %), а второй (3 % к корму) – на 2,1 кг
(на 20,7 %) больше, чем свиньи контрольной группы.
Результаты исследований показали, что назначение гепавета свиноматкам
до опороса, привело к увеличению в их пометах количества хорошо и удовлетворительно развитых поросят, увеличению массы тела поросят к отъему, а также их
сохранности. При этом лучший результат получен при назначении гепавета в дозе
1 % к корму (опытная группа 2).
78
Во второй серии опытов по применению гепавета под наблюдением находились 4 группы глубоко-супоросных свиноматок: контрольная и 3 опытные,
по 10 голов в каждой.
Свиноматкам первой, второй и третьей опытных групп гепавет назначали
в течение 10–15 дней до и после опороса в дозах соответственно 1 и 3 % к корму.
Свиньям контрольной группы препараты не назначали. Результаты исследований
представлены в таблицах 25–26.
Данные таблицы дают основание утверждать, что назначение свиноматкам
гепавета до и после опороса благоприятно влияет на рост и развитие поросят. Так,
масса тела поросят опытных групп на 6 день после рождения была на 0,1–0,3 кг
(на 4,0–12,0 %) выше, чем у поросят контрольной группы. Эта же тенденция сохранилась и к 35 дню.
Таблица 25 – Эффективность действия препарата гепавета на прирост поросят
Группы
Доза гепавета
(% к корму)
Контрольная
Опытная 1
%
Опытная 2
%
–
1
к контр.
3
к контр.
Получено
поросят
на 1 свиноматку
8,5
8,75
102,9
8,8
103,5
Масса тела поросят
1 день
6 день
35 день
1,06
1,12
105,7
1,08
101,9
2,5
2,8
112,0
2,6
104,0
4,7
5,0
106,4
5,6
119,1
Средне
суточный
прирост, г
104
109
104,8
130,0
125,0
Среднесуточный прирост массы тела был наиболее высоким у поросят полученных от свиноматок опытных групп – на 25,0 % выше, чем у поросят контрольной группы.
Назначение гепавета свиноматкам до и после опороса способствовало значительному улучшению состояния обмена веществ в организме поросят опытных
групп. Результаты гематологических и биохимических исследований проб крови
от поросят на 20 день после их рождения представлены в таблице 26.
79
Таблица 26 – Гематологические и биохимические показатели крови поросят при назначении
гепавета свиноматкам до и после опороса
Показатели
Гемоглобин, г/л
Лейкоциты 109/л
Эритроциты, 1012/л
Гематокрит, %
Белок общий, г/л
Глюкоза, моль/л
AсАТ, ЕД/л
AлАТ, ЕД/л
контроль
109,9±0,27
12,8±0,23
5,89±0,41
38,2±2,13
62,0±0,25
3,60±11,9
68,21±3,75
65,6±0,14
Группы животных
опытные
1
2
119,4±0,36
111,0±0,39
9,4±1,43
10,2±0,54
6,20±0,36
5,92±0,16
42,6±1,69
39,8±1,66
74,1±0,19
75,1±0,09
4,70±10,1
4,20±8,3
21,90±4,77
19,60±5,48
45,40±0,02
42,13±0,15
3
115,7±0,42
9,9±1,32
6,55±0,39
43,4±1,69
71,9±0,11
4,70±12,8
23,80±3,99
47,95±0,22
Следовательно, применение гепавета оказывает положительное влияние
на организм животных, что проявляется увеличением в сыворотке крови общего
белка на 19,5 %; 21,1 %; 15,9% и снижением в крови поросят количества лейкоцитов на 26,6 %; 20,4 %; 22,7 % относительно контроля. Активность аланинаминотрансфераы снизилась на 30,8%, 35,8% и 27% в сравнении с контролем, активность аспартатаминотрансферазы снизилась на 68%, 73,1% и 65,2% в сравнении с
контролем, что говорит о снижении патологии печени.
3.4 Лечебно-профилактическое действие гепавета при гепатозах птиц
Профилактическое действие препарата гепавет определяли в опытах
на цыплятах-бройлерах с двухнедельного возраста в хозяйстве ООО «Первомайская ИПС» Ленинградского района.
Группы цыплят-бройлеров из 100 голов трехнедельного возраста была разделена на три равные группы. Первая группы была контрольной и получала
обычный кормовой рацион. Во второй опытной группе цыплятам-бройлерам добавляли 3 % фосфотидный концентрат к основному корму. В третьей опытной
группе добавляли премикс гепавет 1 % к основному корму. Цыплят всех групп
подвергали систематическим исследованиям, в начале и конце опыта взвешивали.
В начале опыта четыре цыпленка было забито для взятия сыворотки крови
для биохимического анализа.
80
В таблице 27 приведены данные об изменении живой массы и сохранности
подопытных цыплят.
Таблица 27 – Динамика массы и сохранность цыплят-бройлеров при профилактике
гепатозов, г
Возраст, недель
3-я
4-я
5-я
6-я
7-я
Сохранность, %
контроль
%
403,57±5,03
793,83±3,25
1243,31±0,93
1738,31±2,25
2212,01±3,72
69
100
100
100
100
100
100
Группы
2-я опытная
%
(фосфотид.)
426,34±2,02
105,6
821,23±2,41
103,4
1269,33±2,71
102
1765±2,34
101,5
2251,5±1,49
101,7
85
130
3-я опытна
(гепавет 1 %)
428,77±1,21
818,45±2,25
1280,67±1,41
1748,67±1,36
2281,73±3,26
94
%
106,2
103,1
103
100,5
103,1
136,2
К концу опыта средняя масса цыпленка 3-й опытной группы составила
2281,73±3,26 г, что на 3,1 % превысило показатели контроля. Был отмечен падеж
животных, в контрольной группе погибло 10 цыплят-бройлеров, во 2-й опытной
2 цыпленка. Сохранность третьей опытной группы превысила контроль на 36,2 %.
Отсюда можно сделать вывод, что введение гепавета в количестве 1 %
к корму положительно сказалось на росте и развитие цыплят. Использование гепавета в рационах исследуемой птицы оказало стимулирующее действие на развитие внутренних органов. Эти данные представлены в таблице 28.
Таблица 28 – Развитие внутренних органов цыплят-бройлеров, г
Показатели
Сердце
%
Печень
%
Железистый желудок
%
Мышечный желудок
%
Кишечник
%
Масса непотрошеной тушки
1 контрольная
7,85
0,40
52,0
2,62
6,23
0,31
36,60
1,84
70,63
3,55
1987
Группы
2-я опытная
(фосфот.)
7,77
0,38
46,20
2,27
6,47
0,32
34,12
1,68
76,15
3,74
2034,52
3-я опытная
(гепавет)
7,83
0,38
43,86
2,12
6,77
0,33
33,42
1,62
77,44
3,75
2066,92
81
Пищеварительная система птиц представляет собой отдел, который отвечает за усвоение питательных веществ корма.
По данным убоя мы установили, железистый желудок цыплят-бройлеров,
получавших гепавет, имеет большую массу, чем в контроле (на 8,6 %). Тогда как
мышечный желудок у цыплят опытных групп имеет сниженную массу, а в отношении развития кишечника у цыплят-бройлеров, получавших гепавет, масса выше, чем в контроле, что создает условия для более полного усвоения питательных
веществ рациона в организме подопытной птицы (рисунок 7 и 8).
Рисунок 7 – Гипертрофированный железистый желудок у цыплят контрольной группы в
возрасте 40 дней.
Рисунок 8 – Утолщенная стенка железистого желудка у цыплят контрольной группы в
возрасте 40 дней.
82
Анализируя данные по массе сердца, тенденции в развитии этого органа
под воздействием испытуемого препарата не обнаружено.
Печень – это важный орган, ответственный за формирование направленности обмена веществ. Он играет главную роль в липидном обмене. Улучшение липидного обмена стимулирует снижение массы печени у цыплят-бройлеров опытных групп. Наиболее это заметно в третьей опытной группе, получавшей гепавет.
По наблюдению за развитием печени мы можем сделать вывод об интенсивности
прохождения обмена веществ в организме.
Вычисление процентного отношения массы печени цыплят к массе непотрошеной тушки установило, что печень составляет следующее отношение: 2-я
опытная – 2,27 %, 3-я опытная – 2,21 %. Эти значения не выходят за пределы
норм для птиц.
Показатели массы печени в опытных группах ниже на 15,7 %, чем в контрольной, так как гепавет оказывает благоприятное влияние на процессы обмена,
происходящего в печени.
При гистологическом исследовании у цыплят-бройлеров контрольной группы структура железистого желудка слабо выражена в связи с компактностью всего железистого аппарата. Определяются отложения извести. В железистом желудке мышечный слой и слой желёз хорошо выражены. По всей длине железистого
желудка имеется достаточное количество фолликулов и железистых образований,
которые хорошо просматриваются и представлены в виде лимфоидных фолликулов или лимфоидной массы. Соединительная ткань между железами представлена
образованиями волокон, которые располагаются в 2–3 слоя. Апикальный край
желёз неровный, просветы желёз различной величины. Большое количество эпителиальных клеток лишены ядер, то есть некротинизированны или в стадии
некробиоза. Лимфоидный аппарат: лимфатические фолликулы в одних случаях
уплотнены, в других случаях – разрежены и в них наблюдаются образования типа
желёз, что характерно для предракового состояния (рисунок 9–11).
83
Слизистая оболочка двенадцатиперстной кишки была воспаленной, ворсинки укороченными, строма отечной с интенсивной инфильтрацией плазматическими клетками (рисунок 12).
Рисунок 9 – Отек собственной пластинки
слизистой оболочки мышечного желудка
(контроль). Окраска гематоксилином и
эозином. Увеличение ×200
Рисунок 10 – Отслоение и слущивание
эпителия железистого желудка (контроль).
Окраска гематоксилином и эозином
Увеличение ×200
Рисунок 11 – Железистый желудок цыплятбройлеров. В просвете желудка на единичных сосочках наблюдается образование роговых чешуек (контроль). Окраска гематоксилином и эозином.
Увеличение ×100
Рисунок 12 – Десквамация эпителия
ворсинок двенадцатиперстной кишки
(контроль). Окраска гематоксилином
и эозином. Увеличение ×200.
В печени отмечали характерную дезорганизацию строения долек и утрату
балочной структуры, паренхима находилась в состоянии жировой дистрофии, ци-
84
топлазма гепатоцитов содержала вакуоли, происходил лизис ядер таких клеток.
В печени цыплят контрольной группы в системе триады определяются обширные
пролиферативные процессы, как в стенке желчных протоков, так и в стенке кровеносных сосудов. На поперечном сечении можно увидеть, что просвет желчных
протоков увеличен в объеме, эпителий складчатый и находится в состоянии активной пролиферации (рисунок 14, 15). Наряду с процессом пролиферации обнаруживаются лейкоциты, гнойные тельца и макрофаги. Наблюдается резкая гиперемия кровеносных сосудов, в их просвете видны лейкоциты (рисунок 16, 17). Часто встречались кровоизлияния (рисунок 13).
Рисунок 13 – Кровоизлияния в печени (контроль). Окраска гематоксилином и эозином.
Увеличение ×400
Рисунок 14 и 15 – Пролиферативный холангит. Триада печени. Активная пролиферация
эпителия желчных протоков и образование ложных желчных протоков (контроль).
Окраска гематоксилином и эозином. Увеличение ×200
85
Рисунок 16 и 17 – Периваскулярный полиморфно-клеточный инфильтрат.
Застойная гиперемия капиллярного русла печени. Окраска гематоксилином
и эозином (контроль). Увеличение ×200
У цыплят опытной группы, где применяли гепавет (рисунок 18) эпителий желёз железистого желудка хорошо определяется. Ядра эпителиальных клеток расположены центрично, каждая эпителиальная клетка имеет четко видный апикальный
край. Базальная мембрана чётко просматривается, что придает органу достаточно
хорошо выраженный железистый характер. В некоторых желёзках просматриваются
фигуры митоза, что говорит о хорошо протекающих процессах регенерации. В межуточной соединительной ткани определяются отдельные лимфоциты, производящие
функции дезинтоксикационного барьера. Межуточная соединительная ткань представляет собой тонкие прослойки, разделяющие железы друг от друга. Структура
хорошо выражена. Лимфатические фолликулы округлой формы, одинаково расположены, что подтверждает довольно высокую защитную функцию органа.
При гистологическом изучении срезов печени опытной группы установлено, что структура органа четко выражена. Хорошо видны печеночные балки.
Звездчатые ретикулоэндотелиоциты активизированы. Цитоплазма гепатоцитов
одинаково хорошо окрашена в розовый цвет, что говорит о достаточном количестве белка. Печеночные клетки содержат равномерно окрашенные схожие по
величине ядра, в которых четко просматриваются ядрышки и зерна хроматина.
Глиссонова капсула тонкая, в ней хорошо видны ее элементы. Капиллярное
русло достаточно кровенаполнено. В системе триады артерия, вена и желчный
86
проток
четко
выражены
(рисунок
19).
В
венозном
русле,
наряду
с эритроцитами, видны макрофаги и единичные эозинофилы. В желчных протоках содержится умеренное количество желчи.
Рисунок 18 – В соединительной ткани полиморфоклеточный инфильтрат (опыт).
Увеличение ×200
Рисунок 19 – Система триад (опыт). Окраска гематоксилином и эозином.
Увеличение ×250
Также у цыплят опытной группы в возрастном периоде до 40 дней на протяжении всего эксперимента строение печени четко выражено, границы между печеночными клетками сохранены, печеночные балки четко просматриваются, ядра печеночных клеток одинакового размера. При окраске образцов печени цыплят бройлеров опытной группы в период 38–40 дней, балочное строение четко выражено, в
печеночных клетках просматриваются небольшие вакуоли. В возрасте 40 дней
87
архитектоника печени четко выражена, видно крайне небольшое отложение жировых клеток в гепатоцитах, гиперемия кровеносных сосудов. В гепатоцитах печени птицы опытных групп жир можно увидеть в качестве маленьких пылевидных включений, как правило физиологического характера, что говорит о функциональной активности печени под влиянием применяемого препарата гепавет.
И так, морфологическое изучение печени цыплят опытной и контрольной
групп показало, что в группе с использованием гепавета печень функционирует
активно. Мы видим, что гепавет способствует не только восстановлению функциональной активности печени, но и профилактирует жировую дистрофию.
Анализ биохимических показателей сыворотки крови цыплят-бройлеров отражен в таблице 29.
Таблица
29
–
Биохимические показатели сыворотки
при профилактики лечении гепатозов
Показатели
Фон
Общий белок, г/л
Альбумины
α-глобулины
β-глобулины
γ-глобулины
Тимоловая проба, ед. бод.
Глюкоза, моль/л
АлАТ, Ед/л
АсАТ, Ед/л
Билирубин общий, мкмоль/л
36,84±0,19
30,42±0,21
18,12±0,23
11,95±0,15
39,51±0,17
1,14±0,12
9,45±0,14
6,57±1,95
302,1±0,25
8,14±0,12
крови
цыплят-бройлеров
После назначения препаратов
фосфотидн.
контрольная
гепавет 1 %
концентрат
46,12±0,12
44,56±2,58
48,17±1,32
30,24±0,24
34,04±1,03
34,98±0,12
18,39±0,24
17,01±0,17
18,56±1,52
11,23±0,19
10,14±2,14
11,17±1,23
40,14±0,18
38,81±0,56
35,29±0,54
2,04±1,54
0,8±0,23
0,9±0,35
9,72±0,15
8,17±2,14
8,95±1,23
6,25±1,03
5,61±0,8
5,18±0,16
239,6±0,13
224,15±1,7
221,95±1,3
8,17±1,06
5,14±1,23
4,95±0,98
Из приведенных данных видно, что в течение опыта во всех группах цыплятбройлеров показатели общего белка находились в пределах физиологической нормы. Опытная группа, получавшая фосфотидный концентрат, снизила показатели
белка в сравнении с контролем на 3,4 %, а получавшая гепавет превысила
на 4,4 % в сравнении с контролем. Альбумины в опытных группах увеличились соответственно на 12,5 % и на 15,6 % и составили 34,04±1,03 % и 34,98±0,12 %. Уверенно снизились показания γ-глобулинов в опытных группах на 3,4 % и 12,1 % соответственно и составили 38,81±0,56 и 35,29±0,54. Глюкоза на протяжении всего
88
опыта оставалась в пределах нормы во всех группах животных. Аланинаминотрансфераза снизилась в опытных группах на 10,3 % и на 17,2 %, соответственно, в
сравнении с контролем и составила 5,61±0,8 Ед/л и 5,18±0,16 Ед/л. Аспартатаминотрансфераза уменьшила свои показания в опытных группах соответственно
на 6,5 % и 7,4 % и составила 224,15±1,7 Ед/л и 221,95±1,3 Ед/л. Общий билирубин
в течение опыта в опытных группах снизился на 37,1 % и 39,5 % соответственно.
Снижение уровня γ-глобулинов, активности трансаминаз и билирунина
в крови опытных цыплят-бройлеров указывает на снижение патологии печени
подопытной птицы. Таким образом, проведенные биохимические исследования
крови до и после постановки опыта, дают нам основание утверждать о возможном
развитии у цыплят контрольной группы гепатоза, вызванного несбалансированным режимом кормления, а использование гепавета в качестве профилактического нормализует показатели крови и снижает риск заболеваемости цыплят гепатозом, повышая при этом привесы и снижая падеж.
3.4.1 Лечебно-профилактическое действие гепавета при гепатозах свиней
Эффективность применения гепавета, с целью профилактики гепатозов у
поросят-отъемышей, апробировано в двух сериях научно-производственных опытов, в которых гепавет назначали перед отъемом (первая серия) и после отъема
(вторая серия) в ООО «Кубанский бекон» Павловского района.
Научно-производственный опыт по применению гепавета перед отъемом
поросят проведен на 4 группах поросят: одна контрольная и три опытные.
Животные контрольной группы (n=23) содержались на общехозяйственном
рационе. Поросятам первой опытной группы (n=23) внутримышечно вводили селенит натрия в дозе 0,1 мг/кг массы тела в виде 0,1%-го водного раствора однократно. Животным второй (n=23) и третьей (n=23) опытных групп в течение месяца ежедневно скармливали гепавет в дозах соответственно 1 и 3 % гепавета к
корму. Длительность опыта – 30 суток.
При наблюдении за поросятами контрольной группы было отмечено: состояние животных вялое, аппетит понижен, щетина взъерошена. У трех животных
наблюдалась диарея, двое поросят пало. К концу опыта поросята заметно отстава-
89
ли в росте по сравнению с опытными группами. В опытной группе, получавшей
селенит натрия, отмечен падеж одного животного. В остальных опытных группах
общее состояние животных было удовлетворительным, аппетит хороший, щетина
гладкая. Результаты исследований представлены в таблице 30.
Таблица
30
–
Эффективность применения
для профилактики гепатозов
гепавета
Масса тела (кг)
Группа
Контрольная
Опытная 1
Опытная 2
Опытная 3
Кол-во
жив-х
Заболело/
Пало
23
23
23
23
8/2
5/1
2/0
0/0
начало
опыта
конец
опыта
8,2
10,0
7,8
9,6
14,56
16,90
15,36
18,06
поросятам-отъемышам
Прирост массы тела
валовый
среднеза период
суточный
опыта (кг)
(г)
6,36
212
6,9
230
7,68
256
8,46
283
%
100
108,5
120,0
133,5
Анализируя полученные данные, нами было отмечено, что наибольший
процент заболеваемости поросят гепатозами составил в контрольной группе –
34,7 % при этом смертность составляла 25 % от числа заболевших поросят. В первой опытной группе заболело 21,7 %, летальность составила 20 % соответственно.
Проводя анализ заболеваемости поросят во второй и третьей опытных группах
следует отметить, что за весь период наблюдения смертность в этих группах отсутствовала, однако во второй группе заболело 2 поросенка, что составило 8,6 %.
Немало важным фактором является среднесуточный привес, который был получен при назначении поросятам гепавета в дозе 3 % к корму и составил – 283 г.
На всех этапах постановки опыта нами отбиралась кровь для проведения
биохимического анализа крови поросят (таблица 31).
По результаты биохимических исследований проб крови видно, что применение гепавета в дозе 3 % к корму дает наилучшие результаты. Так, в группах, где
идет применение гепавета стабилизировались показатели белковых фракций. Альбуминовая фракция белков поднялась на 5,2 % и 15,2 % соответственно. Нормализовались и глобулиновые фракции, только в контроле они превысили норму
и стали 31,8±2,9 %. Следует отметить, что применение гепавета нормализует такие ферменты печени как АлАТ и АсАТ. Так аланинамининотрансфераза во вто-
90
рой опытной группе снизилась на 54,9 % и на 57,4 % в третьей опытной группе по
сравнению с контрольной и находится в пределах нормы. Аспартатаминотрансфераза понизилась на 50,6 % и 52,1 % соответственно, а в контроле находилась
чуть выше физиологической нормы и составила 87,3±0,06 Е/л. Показания билирубина находились в пределах нормы во всех группах на протяжении всего опыта.
Таблица 31 – Биохимические показатели крови поросят-отъемышей в связи с назначением
гепавета и селенита натрия
После назначения препаратов
Группы поросят
В начале
Показатели
1
2
опыта
Контрольная
Гепавет
Селенит натрия
1%
Общий белок, г/л
47,2±0,31
43,3±0,46
55,6±0,33
56,1±0,12
Альбумины
35,0±4,14
36,7±3,1
37,3±1,75
38,6±1,70
α-глобулины
12,4±1,89
13,8±1,85
15,1±0,72
17,3±1,37
β-глобулины
15,5±1,37
17,7±0,88
19,6±2,23
18,2±1,3
γ-глобулины
37,1±4,26
31,8±2,9
28,0±0,25
25,9±0,70
Тимоловая проба, ед. бод. 0,70±0,07
16,9±0,32
1,64±0,37
1,91±0,26
Глюкоза, моль/л
3,9±5,7
4,4±2,63
4,7±3,21
4,5±7,9
АлАТ, Е/л
103,7±0,09 109,2±0,11
91,3±0,18
49,3±0,05
АсАТ, Е/л
80,6±0,07
87,3±0,06
67,3±0,04
43,1±0,09
Билирубин общий,
2,1±0,06
2,3±1,35
1,7±1,02
1,9±1,7
мкмоль/л
3
Гепавет
3%
56,2±0,15
42,3±0,12
16,3±0,04
17,3±0,08
24,1±0,1
1,15±0,34
5,0±0,02
46,5±0,11
41,8±0,08
1,5±1,43
Следовательно, данные биохимических изменений крови дают основание
считать, что функциональное состояние печени у опытных поросят находится в
норме.
Вторая серия опытов по применению премикса гепавет проводилась на поросятах отъемного возраста. Для этого были сформированы 4 группы поросят:
одна контрольная и три опытные.
Как и в первой серии проведения опыта сформировали 4 группы поросят
крупной белой породы по 10 голов в каждой. Подопытные животные находились
в аналогичных условиях содержания и кормления. Поросята первой группы служили контролем и получали обычный рацион. Поросятам второй группы внутримышечно вводили селенит натрия в дозе 0,1 мг/кг массы тела в виде 0,1%-го водного раствора однократно. Поросятам третьей и четвертой опытных групп ежедневно скармливали гепавет в дозах соответственно 1 % и 3 % к корму. За всеми
91
животными вели клиническое наблюдение, учитывали общее состояние, телосложение, состояние кожи и щетины, поведенческие рефлексы. На всех этапах постановки опыта отбиралась кровь для проведения биохимического анализа крови
поросят. Опыт проводили в течение 30 суток.
При наблюдении за поросятами общее состояние животных было удовлетворительным, аппетит хороший, щетина гладкая, не наблюдалось отклонений
в поведении. Поросята контрольной группы были менее активны при поедании
корма, отмечалась взъерошенность шерстяного покрова, жажда. Падежа в данном
опыте не наблюдалось. Результаты исследований изложены в таблице 32.
Таблица 32 – Показатели продуктивности поросят-отъемышей после назначения им разных
доз гепавета
Группы
Препарат
Контрольная
Опытная 1
селенит Nа 0,1 % р-р, 0,1мл/кг
Опытная 2
гепавет 1 % к корму
Опытная 3
гепавет 3 % к корму
Масса тела (кг)
до опыта
после опыта
7,2
12,4
10,2
14,2
6,0
13,6
7,8
16,8
Среднесуточный
прирост массы, г
186,0
183,0
271,0
321,0
Данные свидетельствуют, что назначение поросятам гепавета положительно сказалось на их привесах. Так, среднесуточный привес у поросят второй опытной группы был на 45,6 % больше, а в третьей на 72,5%, чем у поросят контрольной группы.
В начале и конце опыта был произведено взятие крови поросят для биохимического исследования. Результаты отражены в таблице 33.
Таблица 33 – Результаты биохимических исследований проб крови поросят-отъемышей
при назначении гепавета
Показатели
В начале
опыта
Общий белок, г/л
Тимоловая проба, ед. бод.
Глюкоза, моль/л
АлАТ, Е/л
АсАТ, Е/л
Билирубин общий, мкмоль/л
63,1±1,34
9,74±0,22
3,8±0,12
71,34±0,29
82,91±0,44
7,9±0,17
После назначения препаратов
группы поросят
1
2
контрольная
Селенит
Гепавет
натрия
1%
71,1±0,25
59,1±0,31
55,6±0,19
11,64±0,41
7,42±0,19
5,3±0,09
4,1±7,6
5,3±1,3
5,0±0,4
67,39±0,1
32,85±0,2
45,5±0,5
89,58±0,8
76,74±0,1
69,3±0,6
7,2±0,16
2,9±0,16
2,3±0,08
3
Гепавет
3%
57,3±0,17
3,9±0,09
4,9±0,4
47,3±0,7
64,75±0,2
2,6±0,11
92
По результатам исследований выявлено, что применение гепавета положительно сказалось на обменных процессах в организме поросят. Содержание общего белка в сыворотке крови поросят контрольной группы превысило норму и составило 71,1±0,25 г/л, в опытных групп, получавших гепавет, общий белок находился в норме и составил соответственно 55,6±0,19 г/л и 57,3±0,17 г/л.
Содержание глюкозы в сыворотке крови поросят опытных групп, получавших гепавет превысило содержание в контрольной группе на 21,9 % и 19,5 %
соответственно.
О степени дистрофических изменений в печени можно судить по активности трансфераз, снижение уровня которой во второй и третьей опытной группе
говорит о положительном влиянии исследуемого гепавета на функцию печени.
Так аланинаминотрансфераза снизилась на 32,5 % и на 29,9 % соответственно,
а аспартатаминотрансфераза снизилась на 22,7 % и на 27,8 %, соответственно.
Содержание общего билирубина в сыворотке крови опытных поросят находилось в пределах физиологической нормы и снизилось по сравнению с контролем на 68,1 % и на 63,9 %, соответственно.
Опираясь на приведенные выше результаты исследований, делаем вывод,
что гепавет является эффективным средством для профилактики гепатозов у поросят-сосунов и поросят отъемного возраста.
Научно-производственный опыт по применению гепавета в качестве профилактирующего средства гепатозов у молодняка свиней в период доращивания
проведен поросятах 3,5–4-х месячном возрасте.
Шестьдесят поросят по принципу аналогов были распределены на две группы:
контрольную (30 животных) и опытную (30 животных). Поросятам контрольной
группы внутримышечно вводили селенит натрия в виде 0,1%-го водного раствора
в дозе 0,1 мл/кг массы тела однократно. Поросятам опытной группы в течение месяца скармливали гепавет в дозе 1 % к корму. У 8 поросят каждой группы были взяты
пробы крови до и через 30 дней после окончания опыта для проведения биохимических исследований.
93
В течение всего опыта за животными велось наблюдение, оценивалось общее
состояние, поведение, аппетит и состояние шерстяного покрова (щетины). Состояние животных всех групп оценивалось как удовлетворительное. Показатели продуктивности и сохранности поросят представлены в таблице 34.
Таблица 34 – Продуктивность и сохранность поросят при гепатозах при назначении гепавета
Группы
Контрольная
Опытная
В % к контролю
Смертность
животных
%
3
10
–
–
Вес поросят (кг)
до опыта после опыта
22
27,2
22,2
32,9
100,9
121,0
Привес (г)
за 34 дня
среднесуточный
5,2
173,0
10,7
320,0
205,8
185,0
Результаты свидетельствуют, что за время проведения опыта масса тела поросят в контрольной – на 5,2 кг, а в опытной группе увеличилась на 10,7 кг, что
почти в 2,1 раза больше. Падежа поросят в опытной группе не наблюдалось, в то
время как в контроле три поросенка пало. Кроме того, назначение поросятам гепавета способствовало значительному улучшению их общего состояния. Применение гепавета благоприятно сказалось и на биохимических показателях крови (таблица 35).
Таблица 35 – Биохимические показатели крови поросят при лечении гепатозов
Показатели
Общий белок, г/л
Альбумины
α-глобулины
β-глобулины
γ-глобулины
Тимоловая проба, ед. бод.
Глюкоза, моль/л
АлАТ, Е/л
АсАТ, Е/л
Билирубин общий, мкммоль/л
Фон
46,5±0,69
41,5±2,83
10,5±1,35
14,3±0,68
33,7±1,93
1,0±0,28
5,8±1,18
35,7±0,15
98,3±0,10
4,7±0,12
После назначения препаратов
группы поросят
контрольная
опытная
49,0±0,57
44,3±1,50
14,2±3,46
19,9±4,53
21,6±4,03
4,39±0,04
4,9±7,7
29,6±0,07
85,4±0,07
4,9±0,35
76,1±0,09
47,3±1,96
16,8±3,98
17,1±5,12
18,8±2,09
1,63±0,51
4,1±3,42
24,2±0,33
63,8±0,15
2,9±0,17
По результатам биохимического анализа крови поросят нами отмечено,
что в контрольной и опытных группах повысилось содержание общего белка
на 5,3 % – в контрольной группе и на 63,6 % в опытной группе, количество альбуминов выросло на 6,7 % и 13,9 % соответственно. Также отмечается как
94
в опытной, так и в контрольной группах понижение гамма-глобулинов по отношению к фоновым данным на 36 % и 44,3 %. Нами выявлено, что после применения
препаратов в обеих группах (контрольной и опытной) происходит понижение аланинаминотрансферазы по сравнению с фоновыми показателями на 17,1% и 32,3%
соответственно. Также отмечено снижение аспартатаминотрансферазы на 13,2 % и
35,1 % по сравнению с фоновой группой.
Таким образом, проведенные биохимические исследования крови до постановки опыта, дают нам основание утверждать о возможном развитии у поросят
гепатоза, а использование гепавета в качестве профилактического нормализует
показатели крови и снижает риск заболеваемости поросят гепатозом, повышая
при этом привесы и снижая падеж.
3.5 Экономическая эффективность гепавета
Расчет экономической эффективности гепавета в свиноводстве провели
по результатам исследования на свиньях в хозяйстве ООО «Кубанский бекон»
Павловского района.
При расчетах использовали Методику определения экономической эффективности ветеринарных мероприятий («Ветеринарное законодательство» под редакцией В. М. Авилова, – Москва, – Т.1. – 2000).
Формулы для расчета экономической эффективности:
1. Стоимость поросенка, полученного от основной свиноматки, руб.
Сп1 = 10,9 × Ц
(1)
где 10,9 – прирост живой массы свиней, который можно получить при использовании кормов, расходуемых на образование одного приплода основной (проверяемой и разовой) свиноматки, кг;
Ц – цена 1 кг живой массы свиней.
На момент проведения опыта закупочная цена 1 кг живой массы свиней составляла 83,2 рубля (ГУ КК «Кубанский сельскохозяйственный ИКЦ», 2010).
95
Сп1 = 10,9 × 83,2 = 906,88 руб
2. Экономический ущерб от падежа, вынужденного убоя, уничтожения молодняка сельхозживотных (телят до 6 мес., поросят, ягнят до 4 мес.) определяют
с учётом фактической стоимости молодняка на день падежа, отчуждения, вынужденного убоя или уничтожения по формуле:
У1 = М × (Сп + Вп × Т × Ц) – Сф
(2)
где М – количество павших животных, гол.;
Сп – стоимость приплода при рождении, руб;
Вп – среднесуточный прирост живой массы молодняка свиней, кг;
Т – возраст павшего, вынужденно убитого, уничтоженного животного, дни;
Ц – закупочная цена единицы живой массы скота, руб;
Сф – выручка от реализации продуктов убоя, трупного сырья (мясо, шкура,
голье), руб;
У1 для контроля составил:
У1 = 2 × (906,88 + 0,042 × 21 × 83,2) – 0 = 1960,52 руб;
В группах получавших гепавет падежа не было. У1 для этих групп был равен нолю.
3. Формула для расчёта экономического ущерба при незаразных, инфекционных и инвазионных болезнях, не имеющих тенденции, к быстрому распространению применяя принцип «аналогов».
У2 = Мз × (Вз – Вб) × Т × Ц
(3)
где Мз – количество заболевших животных, гол.;
Вз и Вб – среднесуточная продуктивность здоровых и больных животных, кг;
Т – средняя продолжительность наблюдения за изменением продуктивности
животных (период заболевания), дни;
У2 для контроля составил:
У2 = 8 × (0,183 – 0,172) × 30 × 83,2 = 199,68 руб;
Общий ущерб (Уо) для контроля составил:
Уо = У1 + У2 = 1960,52 + 199,68 = 2160,20 руб;
96
У2 для гепавета в дозе 1 % составил:
У2 = 2 × (0,271 – 0,230) × 30 × 83,2 = 204,67 руб;
Общий ущерб (Уо) для гепавета в дозе 1 % составил:
Уо = У1 + У2 = 0 + 204,67 = 204,67 руб;
У2 для гепавета в дозе 3 % был равен нулю, следовательно Уо для него равен нулю.
4. Предотвращенный ущерб рассчитываем по формуле:
Пу = М × Кз × Кп × Ц – Уо
(4)
где М – количество животных в группе, гол.;
Кз – коэффициент заболеваемости животных;
Кп – удельная величина экономического ущерба, в расчете на одно заболевшее животное, руб;
Ц – цена реализации единицы продукции;
Уо – фактический экономический ущерб, руб;
Предотвращенный ущерб для гепавета в дозе 1 % составил:
Пу = 23 × 0,18 × 4,7 × 106,58 – 204,67 = 1869,16 руб;
Предотвращенный ущерб для гепавета в дозе 3 % составил:
Пу = 23 × 0,18 × 4,7 × 106,58 – 0 = 2073,80 руб;
Экономическая эффективность ветеринарных мероприятий, руб.
Эв = Пу – Зв
(5)
где Зв – Общая сумма затрат на ветеринарные мероприятия, которая определяется
сложением всех видов расходов, руб:
Зв = Мз + От + Нот + Аос + Рос + Зопу + Зпр
где Мз – материальные затраты;
От – фонд оплаты труда;
Нот – начисления на фонд заработной платы;
Аос – амортизация основных средств;
Рос – ремонт основных средств;
Зопу – затраты на организацию производства и управление;
Зпр – прочие затраты.
(6)
97
Зв = 134 + 230,62 + 59,96 + 50,82 + 0 + 23,1 + 0 = 498,5 руб
Эв для гепавета в дозе 1 % составила:
Эв = 1869,16 – 498,5 = 1370,66 руб
Эв для гепавета в дозе 3 % составила:
Эв = 2073,8 – 498,5 = 1575,3 руб.
5. При этом для гепавета в дозе 1 % экономическая эффективность профилактических ветеринарных мероприятий в расчете на 1 рубль затрат составила:
Эр =
Эв
Зв
1370,66
=
= 2,8 руб
498,5
Эр для гепавета в дозе 3 % составила:
Эр =
Эв
Зв
1575,3
=
= 3,2 руб
498,5
Таким образом, применение гепавета в указанных дозах для профилактики
гепатозов поросят экономически выгодно и обосновано.
Расчет экономической эффективности гепавета в птицеводстве
провели
по результатам исследования на цыплятах-бройлерах в хозяйстве ООО «Первомайская ИПС» Ленинградского района.
Ущерб от падежа птицы рассчитывали по формуле:
У = М × Ж × Ц – Сф
(7)
где М – количество павших животных, гол.;
Ж – средняя живая масса одного животного, кг;
Ц – средняя цена раелизации птицы, р/кг;
Сф – выручка от реализации продуктов убоя, трупного сырья (мясо, шкура, голье), руб;
У для контроля составил:
У = 10 × 1,738 × 120 – 0 = 2085,60 руб;
У для гепавета составил:
У = 2 × 1,748 × 120 – 0 = 419,52 руб;
4. Предотвращенный ущерб рассчитываем по формуле:
98
Пу = М × Кп × Ц – Уо
(8)
где М – количество животных в группе, гол.;
Кп – удельная величина потерь основной продукции, в расчете на одно заболевшее животное;
Ц – цена реализации единицы продукции;
Уо – фактический экономический ущерб, руб;
Предотвращенный ущерб для гепавета в дозе 1 % составил:
Пу = 32 × 0,3 × 120 – 419,52 = 732,48 руб;
Экономическая эффективность ветеринарных мероприятий, руб:
Эв = Пу – Зв
(9)
где Зв – общая сумма затрат на ветеринарные мероприятия, которая определяется
сложением всех видов расходов, руб:
Зв = Мз + От + Нот + Аос + Рос + Зопу + Зпр
(10)
где Мз – материальные затраты;
От – фонд оплаты труда;
Нот – начисления на фонд заработной платы;
Аос – амортизация основных средств;
Рос – ремонт основных средств;
Зопу – затраты на организацию производства и управление;
Зпр – прочие затраты.
Зв = 124,39 + 130,05 + 26,91 + 42,03 + 0 + 14,12 + 0 = 337,50 руб
Эв для гепавета в дозе 1 % составила:
Эв = 732,48 – 337,50 = 394,98 руб
5. При этом для гепавета в дозе 1 % экономическая эффективность профилактических ветеринарных мероприятий в расчете на 1 руб затрат составила:
Эр =
Эв
Зв
394,98
=
= 1,17 руб.
337,50
Таким образом, применение гепавета для профилактики гепатозов цыплятбройлеров экономически выгодно и обосновано.
99
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Во всем мире заболевания печени занимают существенное место среди причин снижения продуктивности и нарушений жизнедеятельности высокопродуктивных животных. Современные экологические условия, увеличение интенсивности
воздействия антропогенных факторов, а также чрезмерное назначение лекарственных препаратов, в том числе антибиотиков и гормонов, несбалансированное кормление создают предпосылки к росту гепатопатий (Уша Б. В., Панина Т. В., 2009).
Среди многообразия препаратов выделяют сравнительно небольшую группу
оказывающих избирательное действие на печень – это гепатопротекторы.
На фармацевтическом рынке среди гепатопротекторных препаратов на долю содержащих фосфолипиды приходится не более 16 % лекарственных средств (Ушкалова Е. А., 2003). Эссенциальные фосфолипиды обладают высоким профилем
безопасности. Они хорошо переносятся и даже при продолжительном приеме
редко вызывают побочные эффекты (Гуревич К. Г., 2004).
Исходя из вышеизложенного изучение фармако-токсикологических свойств
гепавета, основным действующим веществом которого является лецитин, состоящий из эссенциальных фосфолипидов и явилось основанием для выбора темы исследований.
В результате проведенных исследований установлено, что гепавет
при назначении внутрь в дозах от 1,4 г/кг до 24 г/кг белым крысам в течение всего
периода наблюдения не вызывал гибели и острой интоксикации у подопытных
животных. На основании полученных данных экспериментов среднесмертельную
дозу (LD50) определить не удалось, поскольку при всех изученных дозах гибель
опытных животных не наступала. Ввиду того, что введение гепавета в вышеуказанных дозах переносится опытными животными без каких-либо видимых последствий, он определяется как препарат малотоксичный и по ГОСТ 12.1.007-76
«Вредные вещества» относится к 4-му классу опасности (малоопасные вещества).
При определении хронической токсичности гепавета, проведенной на белых
беспородных крысах в дозировках: 1 г/кг, 3 г/кг и 5 г/кг установлено, что доволь-
100
но длительное применение гепавета не оказывает негативного влияния на организм животных. Их физиологическое состояние в течение всего эксперимента
оставалось удовлетворительным. Поведенческие реакции, дыхание, аппетит и рефлексы животных оставались без изменений.
При анализе морфо-биохимических показателей сыворотки крови крыс
установлено, что длительное применение гепавета не влияет отрицательно на организм животных, все параметры не выходили за границы физиологических колебаний данного вида животных.
В результате патоморфологических исследований у экспериментальных
животных как опытных, так и контрольной групп не было обнаружено нарушений
и особенностей в строении внутренних органов. Длительное применение гепавета
в дозах, во много раз превосходящих терапевтическую, отрицательного действия
препарата не выявило, гистологическая архитектоника и основные функции жизненно важных органов и систем находились без изменений.
Значительных колебаний относительных масс органов не регистрировали,
что является показателем отсутствия дополнительной нагрузки на организм, а
также токсического влияния гепавета и о его положительной переносимости животными.
При этом применение гепавета способствовало увеличению массы тела
крыс всех опытных групп. Наибольший прирост наблюдался при введении гепавета в дозе 3 г/кг массы тела.
В течение эксперимента по изучению местно-раздражающих свойств гепавета каких-либо отклонений в клиническом статусе подопытных животных и в пределах аппликации не выявлено. Кожи морских свинок оставалась упругой, эластичной, с неизменной структурой. При пальпации места аппликации болевая реакция не выявлена. Покраснения и отека кожи и геморрагий не установлено. У
кроликов также не наблюдалось изменений радужной оболочки и помутнения роговицы. Таким образом, гепавет можно оценить как не проявляющий местнораздражающего действия.
101
При анализе проведенных нами исследований по оценке действия гепавета
на биохимические и морфологические показатели животных установлено, что
длительное применение гепавет свиньям приводит к нормализации биохимических и морфологических показателей, активизирует органы кроветворения. В результате проведенных опытов отмечено повышение эритроцитов на 19,1 %, повышение гемоглобина на 30,5 %. Общий белок повышался на 8,1%. Содержание
мочевины снизилось на 47,6 %, что указывает на более рациональное использование белков корма. Гепавет благотворно повлиял и на показания аминотрансфераз.
Так аланинаминотрансфераза снизилась на 23,1 %, находясь в пределах нормы, а
аспартатаминотрансфераза снизилась на 44 % до допустимых пределов.
Согласно проведенному опыту в сыворотке крови цыплят-бройлеров можно
отметить незначительное повышение общего белка в опытных группах, которое
превысило контроль на 1,4 % и на 3,7 % соответственно, небольшое повышение
альбуминов в крови цыплят-бройлеров опытных групп на 5,6 % и на 9,4 % соответственно. Вероятно, содержание альбуминов повышает синтез белков в тканях.
Отмечено незначительное повышение γ-глобулинов в сыворотке крови цыплятбройлеров опытных групп, которое способствует повышению защитных функций
организма. Активность щелочной фосфатазы в опытных группах находилось в
пределах нормы и составила 430,8±0,9 Ед и 440,3±1,36 Ед. Активность аланинаминотрансферазы снизилась на 21,8% и 21,5% соответственно, а аспартатаминотрансферазы на 10,5% и 17% соответственно.
На основании полученных данных этого опыта можно судить о стабилизирующем действии гепавета на биохимический состав крови цыплят-бройлеров.
При
проведении
ветеринарно-санитарной
экспертизы
установлено,
что применение гепавета в дозе 1 % к корму не влияет отрицательно на качество
и вкусовые особенности мяса свиней.
Для установления ростостимулирующего действия гепавета был проведен
научно-производственный опыт на цыплятах-бройлерах. На основании полученных результатов можно отметить повышение сохранности поголовья на 4 %
в сравнении с контролем. Затрачено в группе получавшей гепавета на 1,53 % кор-
102
ма меньше, а прирост на 11,29 % больше. Гепавет увеличивает и выход потрошеной тушки на 2,1 % в сравнении с контролем. Также установлено благотворное
влияние на формирование мясной продуктивности, мышечная масса цыплят
на 15 % выше. Применение гепавета улучшило использование питательных веществ
корма, перевариваемость органического вещества на 4 %, использование азота на
14,8 %, а кальция и фосфора на 1,05% и на 1,75 % соответственно выше контроля.
При выявлении ростостимулирующего действия гепавета на свинья в двух
сериях опытов выявлено, что препарат стабильно стимулирует рост массы тела,
на 27,6 % и на 19,6 % выше контроля. При этом данных биохимических показателей сыворотки крови свиней показывают нормализующее влияние гепавета
на обмен веществ и состояние печени животных. У животных опытной группы
в первой серии опытов на конец опыта уровень белковых фракций: альфа-, бетаглобулинов – стало выше на 8,2 % и 7,3 % по сравнению с контролем, количество
гамма-глобулинов поднялось на 31,5 % соответственно. Наблюдалось понижение
содержания билирубина на 4,6 %. Активность аланинаминотрансферазы (АлАТ) в
сыворотке крови снижается на 36,3 %, а уровень аспартатаминотрансфиразы понизился (АсАТ) на 43,1 %.
При оценке действия гепавета в дозах 1 %, 3 % и 5 % к корму на спермопродукцию хряков-производителей было установлено, что объем эякулята в общее количество спермиев в эякуляте в первой опытной группе выросло на 18,6 %,
во второй опытной на 25,5 %, в третьей опытной уменьшилось на 23,5 % по сравнению с контролем. Увеличилась оплодотворяющая способность семени во всех
опытных группах на 2,6 %; 4,4 % и 2,6 % соответственно. Количество полученных
спермодоз выросло на 1 %, на 26,2 % и на 13,1 % соответственно. Использование
гепавета в дозе 3 % к корму отмечено как более эффективное.
При изучении действия гепавета на поросят-сосунах выявлено, что назначение гепавета глубоко-супоросным свиноматкам положительно влияло на развитии новорожденных поросят. При опоросе свиноматок в контрольной и опытных
группах количество поросят было практически одинаковыми по (9,2–10,1 поросенка на свиноматку). Уже к 30-дневному возрасту количество поросят на 1 матку
103
в опытных группах было на 2,9–3,5 % больше, а хорошо и удовлетворительно
развитых на 5–6,9 %.
К отъему в опытных группах свиноматок в помете в среднем было 8,7–8,75
поросенка, что на 7,2–7,8 % больше, чем в контрольной группе, а количество хорошо и удовлетворительно развитых – на 1,7–10,2 %.
Таким образом, назначение гепавета глубоко-супоросным свиноматкам существенно сказалось: на приросте массы тела поросят к отъему. Поросята от свиноматок первой опытной группы, получавших гепавет в дозе 1 % к корму имели
массу тела к отъему на 3,9 кг (на 38,6 %), а второй (3 % к корму) – на 2,1 кг
(на 20,7 %) больше, чем свиньи контрольной группы.
Во второй серии опыта выявлено, что среднесуточный прирост массы тела
был наиболее высоким у поросят полученных от свиноматок опытных групп –
на 25,0 % выше, чем у поросят контрольной группы.
На основании биохимических данных сыворотки крови поросят установлено,
что применение гепавета оказывает положительное влияние на организм животных,
что проявляется увеличением общего белка на 19,5 %; 21,1 %; 15,9 % и снижением
количества лейкоцитов на 26,6 %; 20,4 %; 22,7 % относительно контроля. Активность аланинаминотрансфераы снизилась на 30,8%, 35,8% и 27% в сравнении с
контролем, активность аспартатаминотрансферазы снизилась на 68%, 73,1% и
65,2% в сравнении с контролем, что говорит о снижении патологии печени.
При оценке лечебно-профилактического действия гепавета при гепатозах
птиц установлено, что сохранность при введении в корм гепавета в дозе 1 %
к корму превысила контроль на 36,2 %.
Использование гепавета в рационах исследуемой птицы благотворно повлияло и на развитие внутренних органов. Железистый желудок птицы, получавшей
гепавет, имеет большую массу на 8,6 %, чем контроль. Показатели массы печени
меньше, чем в контроле на 15,7 %, что говорит о снижении нагрузки на орган, ее
строение четко выражено, ядра печеночных клеток одинаковой величины.
По проведенным биохимическим исследованиям сывортки крови цыплят
видно, что в течение опыта во всех группах цыплят-бройлеров показатели общего
104
белка находились в пределах нормы. Опытная группа, получавшая гепавет превысила показатели белка на 4,4 % в сравнении с контролем. Альбумины в опытных
группах увеличились соответственно на 12,5 % и на 15,6 %. Уверенно снизились
показания γ-глобулинов в опытных группах на 3,4 % и 12,1 %. Глюкоза на протяжении всего опыта оставалась в пределах нормы во всех группах животных. Аланинаминотрансфераза снизилась в опытных группах на 10,3 % и на 17,2 % соответственно в сравнении с контролем. Аспартатаминотрансфераза уменьшила свои
показания в опытных группах соответственно на 6,5 % и 7,4 %. Общий билирубин
в течение опыта в опытных группах снизился на 37,1 % и 39,5 % соответственно.
Снижение уровня γ-глобулинов, активности трансаминаз и билирубина
в крови опытных цыплят-бройлеров указывает на снижение патологии печени
подопытной птицы.
При проведении научно-производственного опыта по изучению лечебнопрофилактического действия гепавета на свиней было отмечено, что введение гепавета в дозе 1 % снизило заболеваемость на 13 % по сравнению с контролем.
При введении гепавета в дозе 3 % к корму заболеваемость и гибель отсутствовали. При этом привес в группе, получавшей гепавет в дозе 3 %, прирост массы тела
увеличился, на 33,5 % по сравнению с контролем.
По результаты биохимических исследований сыворотки крови поросят
установлено, что там, где идет применение гепавета стабилизировались показатели белковых фракций. Альбуминовая фракция белков поднялась на 5,2 % и 15,2 %
соответственно. Следует отметить, что применение гепавета нормализует такие
ферменты печени как АлАТ и АсАТ. Так аланинамининотрансфераза во второй
опытной группе снизилась на 54,9 % и на 57,4 % в третьей опытной группе
по сравнению с контрольной и находится в пределах нормы. Аспартатаминотрансфераза понизилась на 50,6 % и 52,1 % соответственно.
Во второй серии опытов по применению гепавета на поросятах-сосунах
установлено, что среднесуточный прирост поросят, получавших гепавет в дозе
3 % к корму превысил контроль на 45,6 %, а получавших гепавет в дозе 3%
к корму – 72,5%
105
В результате биохимических исследований сыворотки крови поросят выявлено, что общий белок в опытных групп, получавших гепавет в дозах 1 %
и 3 % к корму, находился в норме и составил соответственно 55,6±0,19 г/л
и 57,3±0,17 г/л. Содержание глюкозы в опытных групп, получавших гепавет превысило содержание в контрольной группе на 21,9 % и 19,5 % соответственно.
Аланинаминотрансфераза снизилась на 32,5 % и на 29,9 % соответственно, а аспартатаминотрансфераза снизилась на 22,7 % и на 27,8 % соответственно. Содержание общего билирубина в сыворотке крови опытных поросят снизилось
по сравнению с контролем на 68,1 % и на 63,9 % соответственно.
В опытах по установлению лечебно-профилактического действия гепавета
на поросятах 4-х месячного возраста выявлено превышение прироста массы тела
в опытной группе в 2,1 раза.
По данным биохимического анализа крови поросят отмечено, повышение
содержание общего белка на 63,6 % в опытной группе, снижение количества альбуминов на 13,9 %. Выявлено, что после применения препаратов в обеих группах
происходит понижение аланинаминотрансферазы на 17,1% и 32,3% по сравнению
с контрольной. Также отмечено снижение аспартатаминотрансферазы на на 13,2%
и на 35,1 %.
Обобщая результаты опытов по изучению гепавета можно утверждать, что
по токсикометрическим параметрам он относится к 4 классу токсичности, то есть
является малотоксичным. Препарат не обладает кожно-раздражающим свойствами, не оказывает отрицательного влияния на морфо-биохимический состав крови
и не специфическую резистентность организма клинически здоровых животных.
При длительном его применении качество мяса и мясопродуктов не изменяется.
Производством гепавета занимается ООО «ЮВИКС-ФАРМ», Краснодарский
край. Себестоимость его производства не высокая.
Следовательно, результаты проведенных исследований свидетельствуют
о том, что гепавет обладает разносторонним фармакологическим действием, выраженной лечебно-профилактической активностью при гепатозах свиней и птиц,
что проявляется оптимизацией морфологических и биохимических показателей
крови, снижением уровня падежа и заболеваемости животных, а также стабильным ростостимулирующим действием.
106
ВЫВОДЫ
1. Гепавет, новый отечественный препарат, представляет собой сухой порошок серого цвета без запаха и вкуса. В состав гепавета входят: фосфолисан,
растительные экстракты натуральные, бентонит, глины бентонитовые, мука кормовая, отруби.
2. Гепавет является малотоксичным препаратом для животных и в острых, и
в хронических опытах Гепавет не вызывал гибели животных в диапазоне доз
от 1,4 г/кг до 24 г/кг массы тела. Также для гепавета не выявлена среднесмертельная доза (LD50) и доза, провоцирующая появление клинической картины токсикоза, что по ГОСТ 12.1.007-76 «Вредные вещества» дает возможность отнести его к
4-му классу опасности (малоопасные вещества).
3. Длительное введение гепавета в дозах 1 г/кг; 3 г/кг; 5 г/кг не оказывает
отрицательного воздействия на общее состояние подопытных животных и изменения их клинического статуса, на функциональную активность печени, на процессы пищеварения и мочеотделения, на работу центральной нервной системы, на
морфологические и биохимические показатели крови и на патоморфологию внутренних органов.
4. Гепавет не проявляет местного раздражающего действия, не нарушает
физико-биохимических свойств, а также и вкусовые качества мяса.
5. Гепавет обладает хорошо выраженной фармакологической активностью,
нормализующей основные виды обмена веществ, в том числе белкового – за счет
увеличения показателей в среднем от 20 %до 60%. Повышает синтеза белка в организм в результате увеличения альбуминов в сыворотке крови.
6. Гепавет оказывает выраженное ростостимулирующее действие при выращивании цыплят-бройлеров, увеличивая среднесуточный прирост массы
на 11,29 % при введении в объеме 1 % к корму, уменьшая при этом затраты корма
на 1,53 % на 1 кг прироста. При введении 1 % гепавета к корму свиньям среднесуточный привес увеличивается в среднем от 19 % до 27,6%, уменьшая затраты на
1кг прироста на 9 %.
107
7. Гепавет повышает оплодотворяющую способность хряков-производителей на 3,4 %, а количество живых спермиев увеличивает на 26,4 % при введении
3 % препарата к корму.
8. Гепавет обладает профилактической и лечебной эффективностью при гепатозах цыплят-бройлеров и поросят. Под действием препарата прекращается падеж, исчезают признаки заболевания, увеличивается прирост массы тела у цыплят-бройлеров на 3,1 %, у поросят на 33 %, происходит увеличение белка у цыплят-бройлеров на 4,4 %, у поросят на 21,1 %и 63,6%, происходит снижение аланинаминотрансферазы у цыплят-бройлеров на 32,5 %, у поросят на 57,4 %, снижение аспартатаминотрансферазы у цыплят-бройлеров на 27,8 %, у поросят
на 52,1 %.
108
ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ
Для практического животноводства и ветеринарии предлагается препарат
гепавет. Это малотоксичный препарат, очень удобный для группового применения, обладающий хорошо выраженным гепатопротекторным действием. Препарат гепавет рекомендуется для профилактики и лечения болезней печени животных в дозе 1 % и 3 % к корму. Применение препарата регламентируется временной инструкцией по использованию.
109
СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ажгихин, И. С. Простогландины [Текст] / И. С. Ажгихин. – Москва:
Медицина, 1978. – 201 с.
2. Алесеенко, А. В. Роль липидов в функциональной активности и биосинтезе ДНК в нормальных и опухолевых клетках [Текст] / А. В. Алексеенко,
Н. П. Пальмина / Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии: сборник статей. – Москва: Наука, 1982. – 84–100 с.
3. Алиев, А. А. Липидный обмен [Текст] / А. А. Алиев. – Москва: Колос,
1980. – 381 с.
4. Алимова, Е. К. Липиды и жирные кислоты в норме и при ряде патологических состояний [Текст] /Е. К. Алимова, А. Т. Аствацатурьян, А. В. Жаров. –
М.: Медицина, 1975. – 279 с.
5. Алмазов, В. А. Роль гипероксидации липидов в нарушении структурной
организации тромбоцитарных мембран [Текст] / В. А. Алмазов, В. С. Гуревич,
Л. В. Шатилина // Бюлл. эксп. биол. и мед., 1992. – 114. – 9. – С. 265–267.
6. Антипов, В.А. Задачи и перспективы ветеринарной фармации [Текст]/
В.А. Антипов, А.Н.Трошин// Современные проблемы диагностики, лечения и
профилактики болезней животных и птиц. – Выпуск 3. – Екатеринбург, 2010. –
С.9-11.
7.
Антонов, В. Ф. Липидные мембран при фазовых превращениях [Текст] /
В. Ф. Антонов, Е. Ю. Смирнова, Е. В. Шевченко. – М: Наука, 1992. – 136 с.
8. Архипенко, Ю. В. Модификация ферментной системы транспорта Са
в саркоплазматическом ретикулуме при перекисном окислении липидов. Молекулярные
механизмы
изменения
активности
Са-АТФазы
[Текст]
/Ю. В. Архипенко, В. Е. Каган, Ю. П. Козлов // Биохимия. – 1983. – Т. 48.– 3.
– С. 433–441.
9. Архипов, А. В. Изменение обмена липидов у кур в онтогенезе [Текст]
/А. В. Архипов// Научно–теоретический журнал: Сельскохозяйственная биология.
– Сент.-окт. 1980. – Т. 15.– С. 756–761.
110
10. Архипов, В. А. Совершенствование кормления сельскохозяйственной
птицы [Текст] / В. А. Архипов, Н. Н. Григорьев, В. Ф. Беккер. – М.: Колос, 1982.
– 13–27 с.
11. Арьков, А. А. Включение цельного и пророшенного зерна ячменя с кормовыми фосфатидами в рационы цыплят-бройлеров [Текст] / А. А. Арьков,
Л. В. Хорошевская // Проблемы производства продуктов питания, повышения пищевой и биологической ценности на основе улучшения качества животноводческого сырья: Матер. Междунар. Научно-практич. конф. – Волгоград, – 1998. – С. 84.
12. Банкова, В. В. Деградация малонового диальдегида в эритроцитах и ее
возрастные, сезонные и суточные изменения [Текст] / В. В. Банкова, Т. М. Никифорова, С. Д. Поляков, Т. А. Тагиева // Вопросы медицинской химии. – 1988. –
Т. 34. – № 6. – С. 27–30.
13. Барабой, В. А. Перекисное окисление и радиация [Текст] /В. А. Барабой,
В. Э. Орел, И. М. Карнаух. – Киев: Наукова думка. – 1991. – 256 с.
14. Батюжевский, Ю. Н. Эффективность использования концентрата фосфолипидов (побочного продукта производства лецитина) в кормлении племенных
кур [Текст] / Ю. Н. Батюжевский, А. Н. Стефанович, Л. К. Финагин // Научнотехнический бюллетень УНИИП. – Харьков, – 1990. – № 29. – С. 19–21.
15. Байматов В. Н. Гепатозы продуктивных животных и их профилактика
[Текст] / В. Н. Байтматов. – Уфа, 1990. –165 с.
16. Байматов, В. Н. Морфофункциональная диагностика заболеваний печени у животных [Текст] / В. Н. Байтматов // Современные вопросы ветеринарной
медицины и биологии Сборник научных трудов (по материалам Первой международной конференции, 21–22 ноября 2000 года). Уфа, 2000. – С. 23–25.
17. Безкаравайный, Б. А. Препараты природного фосфотидилхолина [Электронный ресурс] / Б. А. Бескаравайный, М. И. Когутинская // журнал «Здоровье ребенка». – 2007. – №9. – Режим доступа: www/mitna/com/archive/article/3648( 28.03.2012).
18. Бергнер, Х. Научная основа питания сельскохозяйственных животных
[Текст] / Х. Бергнер, Х. А. Кетц. Перевод с немецкого Холманова. – М.: Колос
– 1973. – 597 с.
111
19. Березовкий, В. М. Химия витаминов [Текст] / В. М. Березовский. – М.:
Пищепромиздат. – 1959. – 599 с.
20. Бодрова, О. В. Атеросклероз [Текст] / О. В. Бодрова, Н. П. Ларионова.
– М.: «Крон–пресс». – 2000. – 406 с.
21. Бурлакова, Е. Б. Роль антиокислителей в физико-химических процессах
регулирования размножения клеток в кн.: Физико-химические основы авторегуляции в клетках [Текст] / Е. Б. Бурлакова. – М.: Наука. – 1968. – 15–25 с.
22. Бурлакова, Е. Б. Молекулярные механизмы действия антиоксидантов
при лечении сердечно-сосудистых заболеваний [Текст] / Е. Б. Бурлакова // Кардиология. – 1980. – Т. 20. – № 8. – С. 48–58.
23. Бурлакова, Е. Б., Липиды биологических мембран [Текст] / Е. Б. Бурлакова, А. В. Алексеенко, С. А. Аристархова. – Ташкент: Фан. – 1982. – С. 16–23.
24. Бурлакова, Е. Б., Влияние липидов мембран на активность ферментов: в
кн. Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии [Текст] /
Е. Б. Бурлакова, И. И. Джалябова, В. О. Гвахария. – М.: Наука. – 1981.– 156–179 с.
25. Бурлакова, Е. Б., Перекисное окисление липидов мембран и природные
антиоксиданты [Текст] /Е. Б. Бурлакова, Н. Г. Храпова // Успехи химии. – 1985.
– Т. 54. – Вып. 9. – С. 1540–1558.
26. Вальдман, А. Р. Витамины в животноводстве [Текст] /А. Р. Вальдман.
– Рига: Зинатне. – 1977. – 220 с.
27. Васильева Е. А. Клиническая биохимия сельскохозяйственных животных [Текст] / Е. А. Васильева. – М.: Колос. – 1976. – 28 с.
28. Ветеринарное законодательство: сборник нормативных правовых документов по ветеринарии [Текст]. – Москва: Росзооветснабпром, 2000.– Т. 1. – 299–327 с.
29. Владимиров, Ю. А., Перекисное окисление липидов в биологических
мембранах [Текст] / Ю. А. Владимиров, А. И. Арчаков. – М.: Наука. – 1972. – 252 с.
30. Водяников, В. И. Нут и горчичные фосфаты в рационе птицы [Текст] /
В. И. Водянников, В. В. Саломатин, А. Ф. Злепкин // Птицеводство. – 2006. – № 3.
– С. 26.
112
31. Голубятников, В. Фосфотидный концентрат в рационах птицы [Текст] /
В. Голубятников, С. Кортун., Б. Мигулин, Л. Эрнст // Комбикормовая промышленность. – 1994. – № 3. – С. 24–25.
32. Губский, Ю. И. Изменение структуры и реакций липопереокисления
хроматина печени под влиянием 0,0–диметил–0,2,2–дихлорвинилфосфата [Текст]
/ Ю. И. Губский, Е. Л. Левицкий, Р. Г. Примак // Укр. биохим. журнал. – 1992.–
Т. 64. – № 5. – С. 89–91.
33. Губский, Ю. И., Механизмы перекисного окисления липидов фракций
хроматина печени крыс [Текст] / Ю. И. Губский, Е. Л. Левицкий // Биополимеры
и клетка. – 1993. – № 5.– С. 27–34.
34. Гундерманн, K. Применение «Эссенциальных» фосфолипидов при сахарном диабете. [Текст] / К. Гундерманн, М. Kундурович // Пробл. эндокринологии. – 1994. – Т. 40. – № 3. – С. 59–62.
35. Гуревич, К. Г. Какие фосфолипиды «Эссенциальнее»? [Текст] /
К. Г. Гуревич // Клиническая фармакология. – 2004.– № 1. – С. 1–5.
36. Гущин, В. В. Совершенное состояние птицеводства России и пути выхода
его из кризиса [Текст] / В. В. Гущин // Мясная индустрия. – 1999. – №1. – С. 17–19.
37. Данилевкий, А. Я. Вопросы питания и пластики [Текст] / А. Я. Данилевский // Физиологический сборник. – Харьков. – 1891. – Т. 11. – С. 316.
38. Демитров, А. Върху чернодробния на ъсжинеп синдром при кокочки
носачки [Текст] / А. Димитров, С. Антонов, П. Ситоянов // Ветеринарномед.
науки. – 1980. – Т. 17. – № 1. – С. 81–89.
39. Демчук, М. Л. Процессы перекисного окисления липидов и активность
сукцинатдегидрогеназы мозга при черепно-мозговой травме в эксперименте
[Текст] / М. Л. Демчук, А. Е. Медведев, М. И. Промыслов // Вопросы медицинской химии. – 1993. – T. 39. – № 2. – С. 23–25.
40. Дубинина, Е. Е. Антиоксидантная система плазмы крови [Текст] /
Е. Е. Дубинина // Укр. биохим. журнал. – 1992. – Т. 64. – № 2. – С. 3–14.
113
41. Жданов, Г. Г. Свободно-радикальные процессы, гипоксия и применение
антиоксидантов в реаниматологии [Текст] / Г. Г. Жданов, В. Н. Нечаев, М. Л. Модель // Анестезиология и реаниматология. – 1989. – № 4. – С. 63–68.
42. Журавлев, А. И. Биоантиокислители и их роль в регуляции окисли-
тельных процессов: в кн. физико-химические основы авторегуляции в клетках
[Текст] / А. И. Журавлев. – М.: Наука. – 1968. – 14 с.
43. Журавлев, А. И. Развитие идей Б. Н. Тарусова о роли цепных процес-
сов в биологии: в кн. биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме
и патологии [Текст] / А. И. Журавлев. – М.: Наука. – 1982. – 37 с.
44. Журавлев, А. И. Хемилюминисценция липидов и скорость роста ти-
хоокеанских лососей [Текст] / А. И. Журавлев, В. Н. Корженко // докл.
АН СССР. – 1963. – 2. – С. 457–460.
45. Зайцев, В. И. Клиническая диагностика внутренних болезней сельскохозяйственных животных [Текст] / В. И. Зайцев. – М.: Колос. – 1971. – 366 с.
46. Звягина, О. П. Влияние рационов с различным содержанием жира на активность фосфолипиз А1 и А2 и холинэстеразы печени крыс [Текст] / О. П. Звягина, М. Ф. Нестерин // Вопросы питания. – 1980. – № 1. – С. 52–54.
47. Каган, В. Е. Модификация ферментной системы транспорта Са в сар-
коплазматическом ретикулуме при перекисном окислении липидов [Текст]
/ В. Е. Каган, Ю. В. Архипенко, Ф. З. Меерсон // Биохимия. – 1983. – С. 1141–1148.
48. Каган, В. Е. Проблемы анализа эндогенных продуктов перекисного
окисления липидов [Текст] / В. Е. Каган, О. Н. Орлов, Л. Л. Прилипко // Биофизика: Итоги науки и техники. – М. – 1986. – Т. 18. – С. 195.
49. Калашников, А. П. Кормление сельскохозяйственных животных: Справочник [Текст] / А. П. Калашников. – М.: Росагропромиздат. – 1988. – 153 с.
50. Калинина, Е. А. Влияние фосфатидно-белковых добавок в рационах
цыплят-бройлеров [Текст] / Е. А. Калинина // Тезисные доклады IV Межвузовской конференции студентов и молодых ученых Волгоградской области. – Волгоград. – 1999. – С. 40.
114
51. Кальницкий, Б. Д. Влияние разных уровней энергии в рационе цыплятбройлеров на белковый обмен в их организме [Текст] / Б. Д. Кальницкий, Л. В. Орлов
// Научные труды Всесоюзного научно-исследовательского института физиологии,
биохимии и питания с.-х. животных. – Боровск. – 1977. – Т. 17 –С. 52–59.
52. Карагезян, К. Г. Динамика изменений перекисного окисления липидов
и активности супероксиддисмутазы в эритроцитах больных туберкулезом [Текст]
/ К. Г. Карагезян, Э. Т. Карапетян, М. Д. Сафарян // Вопросы мед. химии. – 1989.
– Т. 35. – № 4.– С. 11–12.
53. Кильметова, И.Р. Ультраструктура печени животных в норме и при действии гепатопротекторов [Текст] / И.Р.Кильметова, В.Н.Байматов, Г.Р.Шакирова
// Морфология. – СПб, 1993. – Т.105. – № 9-10. – С.43.
54. Климов, А. Н. Липиды, липопротеиды и атеросклероз [Текст] /
А. Н. Климов, Никульчева Н. Г. – CПб.: Питер Пресс. – 1995. – С. 156–159.
55. Когтева, Г. С. Ненасыщенные жирные кислоты как эндогенные биорегуляторы [Текст] / Г. С. Когтева, В. В. Безуглов // Биохимия. – 1988.– Т. 63. –
Вып. 1. – С.6–16.
56. Кожевников, Ю. Н. О перекисном окислении липидов в норме и патоло-
гии [Текст] / Ю. Н. Кожевников // Вопросы мед. химии. – 1985. – Т. 5.– С. 2–10.
57. Козлов, Ю. П. Биоантиокислители и регуляция окислительных про-
цессов в клетке [Текст] / Ю. П. Козлов, В. С. Данилов, В. Е. Каган – М.: Изд-во
МГУ. – 1972. – 88 с.
58. Колб В. Г. Справочник по клинической биохимии / В. Г. Колб, В. С. Камышников. – Минск: «Белорусь», 1982. – 366 с.
59. Колесова, О. Е. Перекисное окисление липидов и методы определения
продуктов липопероксидации в биологических средах [Текст] / О. Е. Колесова,
А. А. Маркин, Т. Н. Федорова // Лаб. дело. – 1984. – № 9. – С. 540–546.
60. Конопля, Е. Н. Эссенциале как иммуномодулятор при токсическом поражении печени [Текст] / Е. Н. Конопля, О. А. Прокопенко // Экспериментальная
и клиническая фармакология. – 1992. – № 6. – С. 49–50.
115
61. Корнена, Е. П. Химический состав, строение и свойства фосфолипидов
подсолнечного и соевого масла: Дис. … д-ра техн. наук: 05.18.06 / Елена Павловна Корнена. – Краснодар, 1986. – 272 с.
62. Крепс, Е. М. Фосфолипиды в нервной системе [Текст] / Е. М. Крепс //
Успехи современной биологии. – 1956. – Т. 41. – Вып. 3. – С. 261.
63. Кретинина, А. Г. Применение лецитина в кормлении молодняка и взрослых кур адлерской серебристой породы: Дис. ... канд. с.-х. наук : 06.02.02 –
Алла Григорьевна Кретинина. – Краснодар, 2004. –РГБ ОД, 61:05-6/77 – 114 с.
64. Крюков, В. С. Жиры в питании сельскохозяйственной птицы: Обзорная
информация [Текст] / В. С. Крюков. – М. – 1972. – 145 с.
65. Кузьминова, Е.В. Перспективы применения фосфлипидов в ветеринарии/ Кузьминова Е.В., Семененко М.П., Тяпкина Е.В., Стариков Е.А// Материалы
Третьего международного конгресса вет. фармакологов и токсикологов «Эффективные и безопасные лекарственные средства в ветеринарии». – С-Пб, 2014. –
С.153-155.
66. Кузнецов, Н. И. Новые препараты для профилактики токсической гепатодистрофии и лечения животных/ Н. И. Кузнецов // Ветеринария. – 1990. – № 3. – С. 9.
67. Кузнецов, Н. И. Профилактика гепатоза у поросят/ Н. И. Кузнецов,
В. М. Шаронин, С. Р. Мелешкина // Ветеринария, 1999. – № 4. – С. 37–38.
68. Куликов, В.Ю. Перекисное окисление липидов и холодовой фактор
[Текст] / В. Ю. Куликов, А. В. Семенюк, Л. И. Колесникова. – Новосибирск:
Наука. Сиб. Отд-ние. – 1988.– 192 с.
69. Лабуда, Я. И. Кормление высокопродуктивных животных [Текст] /
Я. И. Лабуда, П. В. Демченко. – М: Колос. – 1976. – 336 с.
70. Ланкин, В. З. Степень окисленности мембранных фосфолипидов и активность микросомальной системы гидроксилирования холестеринов в печени
животных при атеросклерозе [Текст] / В. З. Ланкин, Н. В. Котелевцева // Вопросы
медицинской химии. – 1981 . – Т. 27(1). – С. 133–136.
71. Левченко, В. И. Функциональное состояние печени телят при токсической гепатодистрофии при откорме их в промышленных комплексах [Текст] /
116
В. И. Левченко // Меры борьбы с болезнями крупного рогатого скота, – М., 1984.
– С. 5–9.
72. Ленинджер, А. А. Биохимия: пер. с англ. [Текст] / А. А. Ленинджер. –
М.: Мир. – 1974. – 957 с.
73. Маслиева, О. И. Витамины в кормлении птицы [Текст] / О. И. Маслиева.
– М.: Колос. – 1975. – 41 с.
74. Матусис, И. И. Витамины и антивитамины [Текст] / И. И. Матусис.
– М.: Советская Россия. – 1975. – 240 с.
75. Меерсон, Ф. З. Предупреждение активации ПОЛ и повреждения анти-
оксидантных систем миокарда при стрессе и экспериментальном инфаркте
[Текст] / Ф. З. Меерсон, В. Е. Каган, Ю. В. Архипенко // Кардиология. – 1981.
– Т. 21. – П. 12. – С. 55–60.
76. Мошкутело, И. Глютеиновый корм для молодняка свиней [Текст]
/ И. Мошкутело, М. Вишняков, О. Тюрин // Комбикорма. – 2000. – № 2. – С. 38.
77. Немировский, Л. Е. Влияние уровня свободно-радикальных процессов
окисления липидов на рибонуклеотидредуктазную активность ткани печени
[Текст] / Л. Е. Немировский, В. К. Васильев // Биохимия. – 1987. – Т. 52. – Вып.10.
– С. 1614–1617.
78. Нигоев, О. А. Отложение липидов в тушке бройлеров при регулируемом
режиме кормления [Текст] / О. А. Нигоев // Состояние и перспективы развития
научных исследований по профилактике и лечению болезней сельскохозяйственных животных и птиц. Материалы научной конференции, посвященные 50-летию
Краснодарской НИВС. – Краснодар, 1996. – С. 158–159.
79. Никулин, И. А. Клинико-иммунологический статус коров при гепатозе
[Текст] / И.А. Никулин, Ю.А. Шумилин, M.Ю. Нижегородов // Актуальные вопросы ветеринарной медицины Материалы Сиб. Междунар. Веет. конгресса / Новосиб. Гос. аграр. университет — Новосибирск, 2005. — С. 324-325.
80. Оковитый, С. В. Гепатопротекторы / С. В. Оковитый, Н. Н. Безбородкина, С. Г. Улейчик – М.: ГЭОТАР-Медиа, 2010. – 112 с.
117
81. Околелова, Т. Холин восполняет дефицит метионина [Текст] /
Т. Околелова, В. Бондарчук, Т. Сафонова // Птицеводство. – 2003. – № 1.– С. 7–8.
82. Покровский, А. А. Наука о питании, ее значение, задачи и методы
[Текст] / А. А. Покровский. – М.: ЦОЛИУВ, 1977. – 34 с.
83. Поливода, Б. И. Корреляция мембранных и генетических эффектов перекисного окисления липидов [Текст] / И. Б. Поливода, В. В. Конев // Радиобиология. – 1986. – Т. 26.1. – В. 6. – С. 803–805.
84. Прайор, У. Роль свободно-радикальных реакций в биологических системах [Текст] / У. Прайор. – Свободные радикалы в биологии. – М.: Наука, 1979.
– Т. 1. – 13 – 67 с.
85. Редько, Н. В. Справочник по кормовым добавкам – 2-е изд., перераб.
и доп. [Текст] / Н. В. Редько, А. Я. Антонов, К. Н. Солнцев. – Минск: Урожай,
1990. – 197 с.
86. Резникова, М. М. Лечение эритродермий [Текст] / М. М. Резьникова //
РМЖ. – 1998. – Т. 6. – № 6.
87. Рекомендации по кормлению сельскохозяйственной птицы [Текст] /
ВНИИТИП. – Сергиев Посад, 1999. – 68 с.
88. Руководство по ветеринарно-санитарной экспертизе продуктов животного и растительного происхождения [Текст] / Кубанский государственный аграрный университет, государственное Управление ветеринарии администрации
Краснодарского края. – Краснодар: Сов. Кубань, 1998. – 127 с.
89. Рысс, С. М. Витамины [Текст] / С. М. Рысс. – Л.: Медгиз. ленинградское
отделение, 1955. – С. 264–285.
90. Самохин, В. Т. Профилактика нарушений обмена микроэлементов у животных [Текст] / В. Т. Самохин. – М.: Колос, 1981. – 19 с.
91. Сенченко, Б.С. Руководство по ветеринарно-санитарной экспертизе продуктов животного и растительного происхождения/КГАУ, Управление ветеринарии Краснодарского края. – Краснодар, Советская Кубань. – 1998. – Т.1. – 672с.
92. Синцерова, О. Д. Повышение энергетической ценности комбикормов
[Текст] / О. Д. Синцерова // Птицеводство. – 1982. – № 2. – С. 17–19.
118
93. Скакун, Н. П. Материалы V научной сессии института витаминологии
Министерства здравоохранения СССР [Текст] / Н. П. Скакун, И. И. Лесюк. –
М.– 1963. – 70 с.
94. Скатков, С. А. Фосфолипиды и их значение в организме человека
[Текст] / С. А. Скатков // Фарматека, 2001. – № 7. – С. 26–30.
95. Скипин, А. И. Комплексная очистка подсолнечного и соевого масел
с получением фосфатидных концентратов [Текст] / А. И. Скатков. – М.:
Пищепромиздат, 1954. – 59 с.
96. Солнцев,
К. М.
Справочник
по
кормовым
добавкам
[Текст]
/
К. М. Солнцев. – Минск: Урожай, 1975. – 215 с.
97. Таракулов, Я. Х., Биохимия липидов и их роль в обмене веществ [Текст]
/ Я. Х. Таракулов, Т. С. Саатов. – М., 1981.– С. 139–147.
98. Тютюнников, Б. Н., Химия жиров [Текст] / Б. Н. Тютюнников,
З. И. Бахштаб, Ф. Ф. Гладкий. – М.: Колос, 1992. – 448 с.
99. Уша, Б. В. Ветеринарная гепатология [Текст] / Б. В. Уша. – М.: Колос,
1979.– 263 с.
100. Ушкалова, Е. А. Место эссенциальных фосфолипидов в современной
медицине [Текст] / Е. А. Ушкалова // Фарматека. Гастроэнтерология.– 2003.–
№ 10. – С. 10–15.
101. Фишер, А. Физиология и экспериментальная патология печени
[Текст] / А. Фишер. – Венгрия: изд. акад. наук, 1961. – С. 135–179.
102. Хеннинг, А. Минеральные вещества, витамины, биостимуляторы в кормлении сельскохозяйственных животных [Текст] / А. Хеннинг. – М.: Колос. – 1976. – 560 с.
103. Хефтман, X. Биохимия стероидов [Текст] / Х. Хефтман. – М.: Мир,
1972. – 175 с.
104. Чарочкина, Л. А. Использование фосфотидного концентрата, побочного продукта производства лецитина из растительного сырья, в кормлении племенных кур [Текст] / Л. А. Чарочкина, Л. К. Финагин, А. Н. Стефанович // тез. доклад
Всесоюзная научно-техн. конференция. – Новороссийск, 1990. – С. 78–79.
119
105. Черданцева, Г. А. Дифференциальный скрининг анализ гемостазиограммы при не осложненном и осложненном течение беременности [Текст]
/ Г. А. Черданцева, Н. В. Башмакова, О. И. Якубович. – Екатеринбург, 1999. – 52 с.
106. Черкес, Л. А. Холин как пищевой фактор и патология холинового обмена [Текст] / Л. А. Черкес. – Изд. АН УССР. С., 1953 – 13 – 18 с.
107. Шилов, П. И. Основы клинической витаминологии [Текст] / П. И. Шилов, Т. Н. Яковлев. – Л.: Медицина. Ленингр., 1974. – 60–61 с.
108. Эммануэль, Н. М., Цепные реакции окисления углеводородов в жидкой
фазе [Текст] / Н. М. Эммануэль, Е. Т. Денисов, З. К. Майзус.– М.: Наука, 1965. – 115 с.
109. Arton, C. J. Biol. Chem. – 1953, – vol. 205. – P. 101.
110. Balnave, D. Aspect of lipid and carbohydrate metabolism, dietary biotin and
fatty livel and kidney syndrome in broilers // Brit. Poultry Sc. – 1976. – V.17. – № 6. –
Р. 627–636.
111. Bindoli, A. Lipid peroxidation in mitochondria // Free Radic. Biol, and
Med. – 1988. – № 4. – P. 247–261.
112. Garton, G. A. Lipid metabolism of farm animals // J. Sci. Food. Agr., 1969
– V. 20. – P. 335–360.
113. Geraer, P. A. Metabolic and endocrine changes induced by chronic heat exposure in broiler chickens // Brit.J.Nutr. – 1996. – V. 75. – № 2. – P. 210.
114. Horton, E. W. Prostaglandins. New York. – 1972 – P. 1–181.
115. Jukes, T. H. Obeservatione on monomethylaminotthanol and dimethylaminatanol on the diet of cicks // J. Nutr., 1945. – V.30. – № 10. – P. 219–223.
116. Juozulynas, A. Lipidu peroksidacijos procesai ir fiziologine antiok-sidacine
sistema // Aktualus medziagu apykaitos klausimal. – Vilnius, 1994. – P. 85–86.
117. Kennedy, E. P. The function of cytidine coenzymes in the biosynthesis of
phospholipids // J. Biol. Chem. – 1956. – V. 222. – № 1. – P. 250–251.
118. Kesanimi, A. Effects of dietary polyenylphosphatidylcholine and tridlycerides
in hypertriglycerdemic. Patient // Amer. J. Chin. Natr. – 1986. – V. 43. – № 1. – P. 98–101.
119. Kranen, P. W. Haemorrhages in muscles of broiler–chickens // World’s
Poultry Scince Journal. – 2000. – V. 56. – № 2. – P. 93–126.
120
120. Leveille, G. A. In vivo lipogemesis in the domestic chicken // Proc. Soc exp.
Eiol. med., 1968. – P. 398–401.
121. Lipstein, M. M. The replacement of some of soybean meal by the first limiting
amino acids in practical broiler diets // Brit. Poultry Sc. – 1975. – V. 15. – № 6. – P. 626–635.
122. Litovitz, T. L, Klein–Schwartz W, Caravati E.M. 1998 annual report of the
American Association of Poison Control Centers Toxic Exposure Surveillance System
// Am J Emerg Med. – 1999. – 17:435–87.
123. Lusgaard, T. Animal welfare of poultry meat industry in the light of a giobal market// Proceedings of 24 European Symposium on Quality of Poultry Meat,
1999. – Бионья, Италия – Т.1 – С. 639–646.
124. Mateos, G. G. Influence of graded levels of fat on utilization of pure carbohydrate by the laying hens // Journal of Nutrition. – 1980. – № 110. – Р. 1894–1903.
125. Mateos, G. G. Nature of the extrametabolice effect of supple mental fat used in
semipurified diets for laying hens // Poultry Science. – 1981. – № 60. – P. 1925–1930.
126. Mock, Т. Mechanism of lysophosphatidylcholine accumulation in the ischemic canine heart // Lipids. – 1990. – Vol. 25. – № 2. – P. 357 – 362.
127. Moran, E. T. Continuous submarginal phosphorus with broilers and the effect of preslaugter transportione carcass defects, further processiong yields, and tibiafemur integrity // Poultry Science. – 1994. – V. 74. – № 9. – P. 1448–1457.
128. Moran, E. T. Muirhead S. feed energy, protein balace critical in buoiler pelleted feeds // Feedstuffs. – 1989. – V. 62. – P. 9.
129. Murakami, J. Biochim. Biophys. Acta. – 1986. – V. 863. – P. 23–32.
130. Niederau, C. Polyunsaturated phosphatidylcholine and interferon alpha for
treatment of chronic hepatitis B and C: multicenter, randomized, doubleblind, placebo'controlled trial /C. Niederau, G. Strohmeyer, T. Heinges // Hepatogastroenterology. –
1998. – Vol. 45. – P. 797–804.
131. Novogrodsky Hydroxyl radical scavengere inhibit limphocyte mitogenesis //
Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 1982. – N 19 – P. 1171–1174.
132. Nygaard, A. P. The effect of lecithinase on the succinoxidasse system //
J. Biol. Chem. – 1953. – V. 200. – № 2. – P. 723–729.
121
133. Pogowizd, S. M., Onufer, J. R., Kramer, J. B., Sobel, B. E. and Corr, P. B.
Circul. Res. – 1986. –V. 59. – P. 416–426.
134. Rivera-Penera, T, Outcome of acetaminophen overdose in pediatric patients
and factors contributing to hepatotoxicity // J Pediatr. – 1997. – 130:300–4.
135. Sallman, Van H.–P. Zur endogenen lipidper-oxidation bit diatetiacher belastung des masthuns // Fett Wiss. Technyl. – 1991. – Bd. 93. – № 12. – P.457–462.
136. Serykh, M. M. Age-associated chandes of membrane protein, mitochondrial
ATPase and lipid peroxide oxidation in the rat liver / M. M. Serykh, L. P. Dnyaglina,
I. F. Vasilyeva // Rejuvenation. – 1992. – V. 20. – № 2. – P. 34–36.
137. Sevanian, A. Mechanisms and consequences of lipid peroxidation in biological systems / Annu. Rev. Nutr. – 1985. – V. 5. – P. 365.
138. Takagi, R. Phospholipiddeaclating mucosa // J. Biochem. – 1979. – № 85.
– P. 29–39.
139. Tanaka, H. Use of chloride blockers: a novel approach for cardioprotection
against ische-miareperfusion damage // J. Pharmacol. Exp. Ther. – 1996. – №2 78. –
P. 854–861.
140. Tappel, A. L. Damage to DNA, enzymes and proteins by lipid peroxidation
and other oxidant reactions / A. L. Tappel // J. Amer. Oil. Chem. Soc. – 1986. – V.63.
№ 4. – P. 406.
141. Vandepopuliete, J. M. Convert hatchery wastes into feedstuffs // Poultry
guide. – 1977. – V. 14. – № 10. – P. 38–40.
142. Wahle, K. W. Desaturatione of long-chain fatti acid by tissue preparations
of the sheep, rat and chicken // comp. biochem and physiol, 1348. – 1974. – № 1.
– P. 87–105.
143. Wong, E. K., Nicolosi R.J., Low P.A. etal // Licithin influence on hiperlipemia in rhesus monkeys / Lipids. – 1980. – V. 15. – № 6 – P. 428–433.
122
ПРИЛОЖЕНИЯ
Скачать

4 - Кубанский государственный аграрный университет