РАЗВИТИЕ БИОТЕХНОЛГИИ В ЖИВОТНОВОДСТВЕ
advertisement
УДК 604.6:636 Мырзахметов Т. М., Оспанова Г. З. Роль биотехнологии в развитии животноводства: Аналит. Обзор. – Алматы: НЦ НТИ, 2009. – с. В обзоре анализируются отечественные и зарубежные материалы по трансплантации эмбрионов, излагаются результаты внедрения биотехнологии в практику разведения сельскохозяйственных животных. Рассматриваются также перспективы генной инженерии и получения идентичных близнецов на основе клонирования, сохранения редких и исчезающих животных, создания банка-хранилища эмбрионов от высокоценных родительских пар методом криоконсервирования. Акцентирована роль биотехнологии в дальнейшем развитии животноводства. Рассматриваются ветеринарные аспекты трансплантации эмбрионов. Аналитический обзор предназначен для научных работников и специалистов в области селекции и разведения животных, а также для работников сельского хозяйства, специалистов сферы управления и планирования агропромышленного комплекса. Библиограф. 88. Т. М. Мырзахметов, Г. З. Оспанова РОЛЬ БИОТЕХНОЛОГИИ В РАЗВИТИИ ЖИВОТНОВОДСТВА ВВЕДЕНИЕ Биотехнология является одним из ведущих направлений научно-технического прогресса и занимает ключевую позицию в экономике многих высокоразвитых государств. Именно поэтому проблема развития биотехнологии становится одним из социально экономических и политических приоритетов, пользующихся государственной поддержкой. Научно-техническая политика в области биотехнологии нацелена на организацию высокоэффективных импортозамещающих производств, способствующих обеспечению материального благополучия народа и экономической независимости страны. Бурное развитие биотехнологии коренным образом изменило возможности и эффективность селекции. Широкое применение в практике получила клеточная инженерия и трансплантация эмбрионов. Это позволило ускорить темпы генетического совершенствования племенных и товарных стад, создавать высокоценных животных с запрограммированными продуктивными признаками, генетически клонировать их, ускоренно получать рекордисток и целые стада с рекордными удоями, управлять онтогенезом. В Казахстане сложилась довольно сложная ситуация в обеспечении населения биопрепаратами медицинского и ветеринарного назначения, а также продуктами питания. За последние несколько лет снизилось поголовье скота, уменьшилась площадь посевных земель и резко упала урожайность продовольственных и кормовых культур, в результате чего значительную часть сельскохозяйственных продуктов наша страна вынуждена импортировать. Появилась продовольственная зависимость от зарубежных фирм, что негативно сказывается на экономике республики. Воспроизводство животных – основной фактор, лимитирующий эффективность производства животноводческих продуктов. Новые научные открытия в области физиологии, генетики, иммунологии и системного анализа существенным образом расширяют возможности в деле регулирования воспроизводства, повышения продуктивности и общей экономической эффективности выращивания сельскохозяйственных животных. Все эти методы связаны с манипулированием на уровне клеток (главным образом половых) или эмбрионов с использованием физиологических активных соединений (биологических, полусинтетических или синтетических гормональных препаратов и др.). По этой причине методы целенаправленного регулирования процесса воспроизводства домашнего скота были названы биотехнологическими. К их числу относят: стимуляцию и синхронизацию охоты, суперовуляцию, искусственное осеменение, трансплантацию эмбрионов, хранение гамет и эмбрионов, целенаправленное получение двоен, регулирование пола, раннюю диагностику беременности, управление процессом родов, создание химер и др. Трансплантация эмбрионов рассматривается не как замена, а как дополнение к методу искусственного осеменения. При различном использовании этого метода можно значительно увеличить генетическую ценность сельскохозяйственных животных, успешно преодолеть ряд форм бесплодия, обеспечить благоприятные условия для осуществления специальных селекционных программ. Расширение технологии трансплантации эмбрионов позволило провести ряд исследований для совершенствования и контроля процессов разделения и их замораживания, пересадки зигот и определения времени и места их аппликации. Эти достижения очень ценны в изучении генетических показателей и функций воспроизводства сельскохозяйственных животных. Возможность индуцирования полиовуляции позволила значительно повысить эффективность трансплантации путем получения большего количества генетически ценных потомков. Теоретически от генетически выдающейся коровы при помощи метода пересадки зигот можно получить более 100 телят за период ее использования в качестве донора (1,5 - 2 года). В области селекции крупного рогатого скота трансплантация эмбрионов обеспечивает более интенсивное размножение животных с высокой генетической ценностью и животных малочисленных пород, сокращает генерационный интервал, предоставляет возможность проводить более строгую селекцию матерей быков, улучшает контроль за наследственностью матерей племенных быков. Этот метод предоставляет большие возможности для использования мировых генетических ресурсов: транспортировка глубокоохлаждонных эмбрионов вместо животных, устранение ветеринарных препятствий в международной торговле, исключение необходимости адаптации импортированного генетического материала к новым условиям среды. В трансплантации эмбрионов животных – огромный прогресс, вследствие чего этот метод занял прочное место в современных программах селекции. Благодаря ему за 10 лет можно добиться генетического улучшения стада, а при традиционном методе селекции это достигается только за 30 лет. Метод трансплантации вместе с искусственным осеменением рассматривается как основа современной биотехнологии воспроизводства высокопродуктивных племенных животных. 1. РАЗВИТИЕ БИОТЕХНОЛГИИ В ЖИВОТНОВОДСТВЕ Прогресс современной сельскохозяйственной биотехнологии в животноводстве неразрывно связан с расширением и совершенствованием арсенала используемых методов исследований. В области зооинженерии во многих странах мира биотехнологические методы нашли широкое применение при решении проблем повышения воспроизводительной функции и создании новых типов животных (трансгенных). Использование методов генной инженерии способствовало восстановлению и сохранению исчезающих видов сельскохозяйственных и диких животных. По своему содержанию, целям и задачам биотехнология становится важнейшей составной частью экономики мира, в том числе и агропромышленного производства. В его основе лежит использование биологических объектов – растений, животных и микроорганизмов, биологических процессов, эффективное управление которыми и составляет суть биотехнологии в традиционном и современном смысле. Процесс генетического улучшения продуктивных и адаптивных качеств животных обеспечивается выявлением, интенсивным размножением и рациональным использованием наиболее ценных в генетическом плане особей, поскольку такие особи, встречаются в природе крайне редко, то возникает проблема их ускоренного воспроизводства, что особенно важно в отношении малоплодных животных. При традиционных методах воспроизводства репродуктивный потенциал маток полностью не реализуется и получение животных с желательным типом относительно мало и требует длительный срок для осуществления намеченной цели. Это происходит, во-первых, по причине их низкой воспроизводительной способности и, во-вторых, из-за признаков, обусловленных рецессивными генами подавляющих в принятых подборах пар. Следовательно, совокупность таких биологических факторов становится все более очевидным, фундаментальной особенностью популяционного уровня и ее следует решать качественно иными методами, в частности методами современной биотехнологии. Биотехнология на сегодня представляет собой ультрасовременный этап научнотехнического прогресса аграрной науки. Пионерами методов биотехнологии, которые уже широко применяются в животноводстве, являются трансплантация и криоконсервация генетических материалов животных (гамет и эмбрионов), на базе которых решается проблема ускоренного размножения и сохранения генофонда ценных генотипов и создания на их основе новых высокопродуктивных пород животных с запрограммированными качествами. Однако, некоторые биотехнологические и селекционно-генетические аспекты сохранения, ускоренного размножения и племенного улучшения животных мало изучены и недостаточно разработаны. В частности, не всегда дают стабильные результаты гормональная стимуляция суперовуляции у овец-доноров и извлечение эмбрионов, являющиеся исходным материалом для метода трансплантации и криоконсервации эмбрионов. Остается проблемным вопрос приживляемости эмбрионов после пересадки их реципиентам, а также не достаточно изучены влияние условий кратковременного и длительного хранения и состава сред на жизнеспособность эмбрионов овец, которые необходимы для успешного выполнения программы сохранения и ускоренного размножения высокопродуктивных племенных животных. В современных условиях развития животноводства особую актуальность приобретает разработка прогрессивных методов биотехнологии ускоренного размножения и сохранения высокоценных племенных животных, направленных на повышение эффективности методов трансплантации и криоконсервации эмбрионов в овцеводстве и разработка методов оценки племенных качеств животных в министадах, обеспечивающих ускорение селекционного прогресса в популяциях. Приоритетными направлениями в области животноводства и ветеринарии являются: создание, сохранение, развитие и использование генетических ресурсов животных для выведения новых высокопродуктивных, устойчивых к стрессовым факторам среды пород, линий, типов и кроссов сельскохозяйственных животных, птиц; разработка эффективных технологий их содержания с учетом породного районирования; совершенствование биотехнологических методов сохранения и размножения генофонда сельскохозяйственных животных; разработка эффективных методов диагностики, терапии и профилактики болезней животных. Проанализировав деятельность научных организаций, МСХ РК сделан вывод, что в настоящее время развитие агропромышленного комплекса страны сдерживается не столько из-за отсутствия или недостатка научных разработок, рекомендаций, пород, типов и линий животных, сколько из-за недостаточного их внедрения в производство [1]. Разработан метод определения и управления полом на клеточном уровне, имеющий большие перспективы для оптимизации структуры стада. С помощью биотехнологии решаются проблемы получения резистентных к заболеваниям животных. Так, некоторые породы скота имеют низкую продуктивность, но высокую устойчивость к тропическим паразитам (например, зебувидный скот). Пересадка от них генов резистентности высокопродуктивным животным и наоборот позволяет одновременно решать проблемы продуктивности и здоровья. Одним из основных методов совершенствования пород крупного рогатого скота в республике является искусственное осеменение и использованием высококлассных быков-производителей. На современном этапе имеющееся поголовье высокопродуктивных коров не обеспечивает полную потребность племпредприятий в быках-производителях. Использование метода трансплантации эмбрионов в селекционноплеменной работе открывает возможности ускоренного размножения генетически ценных животных по материнской линии. В настоящее время технология трансплантации эмбрионов включена в долгосрочные племенные программы многих развитых стран мира по разведению, улучшению и сохранению существующих пород скота. Углубленные исследования репродуктивной функции животных, ее возможная регуляция, микрохирургические манипуляции с зародышами показали, что метод трансплантации может являться основой ускоренного воспроизводства высокопродуктивных коров и целых популяций. Практическое применение этого метода в скотоводстве обеспечивает интенсивное размножение животных с высокой генетической ценностью, ускоренное получение высокоценных племенных быков, матерями которых являются выдающиеся родоначальницы, способствует повышению эффективности племенной работы, оздоровлению стада и защите от ряда заболеваний. Мировой опыт свидетельствует, что трансплантация эмбрионов может ускорить селекционный прогресс в молочном скотоводстве в 6-7 раз по сравнению с обычными методами разведения. Результаты применения трансплантации эмбрионов на практике показывают, что этот метод позволяет получать при разовом использовании донора 2,53,0 теленка в год, при многократном (2-5 раз в год) – 6-20 и более телят. Метод трансплантации позволяет получать зародыши от одной самки 4-5 раз в год, вследствие чего очевидна реальная возможность ежегодного получения от коровырекордистки до 10-30 и более телят. Это позволяет значительно ускорить ежегодный генетический прогресс в стаде путем интенсивного отбора, точности оценки матерей быков и племенного использования животных с высоким генетическим потенциалом. Трансплантация эмбрионов позволяет быстро размножить импортируемые группы животных. Кроме того, ввозить зародыши гораздо дешевле, чем животных. Разработанная технология криоконсервирования эмбрионов обеспечивает длительное их хранение и создание криобанка зародышей выдающихся животных. Для комплектации собственной племенной базы быками-производителями АО «Асыл тулiк» закупило из Республики Словакия 200 глубокозамороженных эмбрионов, полученных от высокоценных родительских пар зарубежной селекции, из которых 100 эмбрионов голштинской черно-пестрой породы, 50 эмбрионов голштинской краснопестрой породы и 50 эмбрионов швицкой породы. Средняя продуктивность матерей отцов эмбрионов по голштинской черно-пестрой породе составляет от 10 000 до 17 000 кг молока в год с жирностью 3,5-4,5 %. Продуктивность коров-доноров составляет от 9 000 до 12 000 кг молока в год с жирностью 3,6-4,7 %. За 4 года работы было проведено 96 эмбриопересадок, приживляемость эмбрионов составляет от 33 до 60 %, что является хорошим показателем. Получено 22 теленкатрансплантанта, из них 9 бычков-трансплантантов находятся на предприятии и от них получают сперму, наряду с этим они поставлены на оценку по качеству потомства в хозяйствах ряда областей. Данные по оценке показывают, что дочери быковтрансплантантов превышают по продуктивности сверстниц в 2-2,5 раза. Телкитрансплантанты остаются в хозяйствах и используются для «заказного» спаривания. Таким образом, трансплантация эмбрионов играет важную роль в молочном и мясном скотоводстве страны, и ее значение будет постоянно возрастать, т.к. она позволяет лучше использовать биологические резервы самок для повышения производства продуктов животноводства. Залогом успешной работы по трансплантации эмбрионов являются: выбор правильной структуры управления и формы организации работ по трансплантации, наличие современного оборудования, инструментария, эффективных биопрепаратов, полноценное кормление, хороший уход и содержание коров-доноров и телок-реципиентов, создание условий при проведении работ высококвалифицированными специалистами, считает Ж. Алмантай [2]. В животноводстве США, имеющем высокий уровень развития, многие породы и виды животных уже практически не различаются по продуктивности. Поэтому важное значение имеет сохранение биологического разнообразия генофонда сельскохозяйственных животных. Решение данной проблемы ученые связывают с биотехнологией. В этой связи актуальны следующие направления научных исследований: картирование генов животных и разработка методов генной инженерии; использование генов диких близкородственных видов для совершенствования сельскохозяйственных форм; разработка биотехнологических приемов создания новых и размножения имеющихся лучших животных. Генетические ресурсы животных представляют ценный и стратегически важный капитал любой страны, так как они связаны с решением проблемы обеспечения населения страны продовольствием, промышленности – сырьем. В целях сохранения генофонда сельскохозяйственных животных необходимо осуществить мероприятия на двух уровнях: популяционном и клеточно-биотехнологическом. На популяционном уровне следует создать реликтовые фермы по регионам для сохранения исчезающих пород и популяций животных в генофондовом хозяйстве; получение от них достаточного количества гамет и эмбрионов и их криоконсервация; ускоренное воспроизводство ценных особей путем трнсплантации эмбрионов; генетическая экспертиза существующих в республике и завозимых в страну племенных животных с целью охраны геноресурсов животноводства Казахстана от дрейфа нежелательных генов. Необходимость данных мероприятий вызвана возможностью завоза вредных генов, чреватых самыми непредсказуемыми и нежелательными последствиями [3]. Одним из ключевых моментов ускоренного размножения ценных генотипов животных является разработка фундаментально-прикладных основ биотехнологических методов, таких как трансплантация эмбрионов, криоконсервация гамет и эмбрионов, направленные, прежде всего, на максимальное использование воспроизводительных способностей маток-доноров эмбрионов. В процессе совершенствования поголовья животных резко возросла роль производителей, а влияние маток осталось незначительным из-за малого числа производимого ими потомства. Так, число потомков от одной овцы и коровы за всю ее жизнь составляет от 3 до 6 голов. Потомство же генетически ценных быков и баранов-производителей при искусственном осеменении может насчитывать до нескольких десятков тысяч голов. Между тем биологические возможности воспроизводства маток велики, яичники новорожденных телочек и ярок содержат до 50-70 тыс. потенциальных яйцеклеток. Для более полного использования этого огромного генетического потенциала в качестве незаменимого инструмента служит биотехнологический метод – трансплантация эмбрионов в сочетании с гормональной индукцией суперовуляции. Б. Д. Даминов [4] отмечает, что в Казахстане своевременно были предприняты кардинальные меры для решения проблемы сохранения и ускоренного размножения численности поголовья ценных и редких генотипов овец. Для этого учеными-аграрниками широко внедряются в практику воспроизводства овец новейшие достижения биотехнологической науки, такие как гормональная стимуляция полиовуляции и трансплантации эмбрионов. В результате проведенных работ по трансплантации эмбрионов получены каракульские ягнята, выращенные в организме овцематокреципиентов. В качестве реципиентов использовались овцематки едилбаевской, казахской тонкорунной и казахской полутонкорунной пород овец. Приживляемость составила в среднем 63 %. От каждой овцематки-донора получено в среднем по 5 нормальных ягнят, выращенных в организме овцематок-реципиентов. Указано, что биотехнологический метод гормональной стимуляции полиовуляции и трансплантации эмбрионов позволяет ускоренными темпами увеличить численность высокопродуктивных, ценных и редких генотипов каракульских овец. Для поддержания тенденций племенного совершенствования скота в Украине разработали государственную программу селекции в животноводстве, в которой предусматривается ряд мер по материальной компенсации затрат на закупку эмбрионов от высокопродуктивных коров-доноров (до 500 долл. за эмбрион), оплате работы специалистов-эмбриологов. Активно велись работы по пересадкам эмбрионов, импортированных из стран Северной Америки и собственного производства от коров – доноров специализированных молочных и мясных пород скота, в лаборатории при государственном селекционном центре Украины. За десять лет пересажено более 5 тыс. зародышей, приживляемость их составила 49,3 % и колебалась по годам от 42 до 56 %. По итогам этой работы издан каталог эмбрионов крупного рогатого скота [5]. Проведены работы по изучению динамики роста и развития ягнят-трансплантатов в сравнении со сверстниками, полученными от искусственно осемененных овцематок. Для этого реципиентам акжаикской мясо-шерстной породы на третьи сутки после проявления полноценного полового цикла трансплантировали по два эмбриона на каждую голову. От рождения до 4-месячного возраста среднесуточный прирост баранчиков, трансплантатов составил 229,4, а у ярочек – 218,1 г. Повторное взвешивание в возрасте 4 мес. показало, что живая масса баранчиков и ярок опытной группы составила соответственно 36,6 и 31,3, а контрольной – 31,6 и 29,1 кг. Лучшее развитие ягнят во внутриутробный период сказалось не только на живой массе при рождении, но и на дальнейшем их росте и развитии. Это свидетельствует о возможности использования потенциальной репродуктивности выдающихся маток для значительного увеличения ценных особей путем внедрения метода трансплантации эмбрионов [6]. М.М.Тойшибеков, Б.Д.Даминов и А.Б.Мусина [7] изучали рост и развитие полутонкорунных ягнят, полученных от трансплантации культивированных эмбрионов овцам едилбаевской, казахско-тонкорунной и дегересской пород. И указали, о значительном влиянии организма матерей-реципиентов на характер эмбрионального и раннего постэмбрионального развития ягнят-трансплантатов. Так, ягнята-трансплантаты, выращенные едилбаевскими матками-реципиентами рождаются более крупными и превосходят по живой массе своих сверстников выращенных в организме казахских тонкорунных и дегересских маток. Более крупная величина ягнят-трансплантатов при рождении, а также более высокая молочная продуктивность едилбаевских матокреципиентов обуславливает более интенсивный рост и развитие их в подсосный период. Установлено, что при изучении молочной продуктивности [8] лидировали коровытрансплантаты, удой которых за 305 дней лактации составил 4120 кг, что выше контроля на 488 кг (13,4 %) при достоверной разности. Разница в уровне молочной продуктивности отразилась на экономических показателях производства молока. Наиболее дешевое молоко было получено от первотелоктрансплантатов. Рентабельность производства молока (40,3 %) была выше, чем у коров опытной группы. Таким образом, преимущества трансплантации эмбрионов очевидны. Проведены научные исследования в трех хозяйствах Алматинской области. Эксперименты проведены в двух направлениях. В первом направлении с целью генетического улучшения и получения высокопродуктивного молодняка использовалось криоконсервированное семя быков-производителей с высокой жирномолочностью матерей. Трансплантация эмбрионов (второе направление) проводилась согласно существующей инструкции (М., 1981). Изучали рост, развитие трансплантатов разного генотипа. Всем реципиентам, пришедшим в охоту, на 7-й день были трансплантированы семидневные эмбрионы. Отмечено, что при рождении живая масса бычковтрансплантатов американских швицев колебалась от 32,0 до 47,0 кг. При рождении живая масса телок-трансплантатов голштинской породы составляла 36,0 кг, в 2-месячном возрасте – 85,0; в 6 мес. – 150,0; в 9 мес. – 230,0 и в 12 мес. – 310,0 кг. Таким образом, изучение роста и развития трансплантатов уже на первом этапе показало их различие в разрезе породности и принадлежности к разным хозяйствам [9]. Идея получения максимального числа потомков от лучших по продуктивности самок издавна привлекала внимание исследователей. Решение этой проблемы возможно на основе применения метода трансплантации эмбрионов. Отмечено, что проблема трансплантации эмбрионов, в последнее время привлекала большое внимание ученых и животноводов-практиков. С одной стороны, интерес к ней обусловлен, экономическими требованиями производства эффективно использовать коров с высоким генетическим потенциалом, а с другой – в связи с получением высокого процента приживляемости эмбрионов крупного рогатого скота после пересадки. Трансплантация эмбрионов – метод воспроизводства животных, сущность которого состоит в извлечении из половых путей самки – донора эмбрионов на ранних стадиях развития и перенос в половой тракт самки – реципиента. В Казахстане работа по трансплантацию эмбрионов с учетом мирового опыта была начата в последних годах. В настоящее время осуществляется успешные пересадки зародышей овец в западном Казахстане. Научные исследования и практическое применение трансплантации эмбрионов крупного рогатого скота начали развиваться. Для широкого распространения этой новой биотехнологии в практике селекции и воспроизводства животных необходимы надежные источники получения оплодотворенных яйцеклеток или эмбрионов на ранних стадиях развития [10] . Трансплантация эмбрионов открывает огромные возможности в разведении и воспроизводстве сельскохозяйственных животных как с точки зрения повышения эффективности племенной работы, так и ускорения воспроизводства ценных генотипов, создает более благоприятные условия использования мировых генетических ресурсов: транспортировка глубоко замороженных эмбрионов вместо животных, снижение опасности завоза многих инфекционных и инвазионных заболеваний, исключающие долговременное карантинное содержание и необходимость адаптации импортированных животных к новым условиям среды. Создаются также условия для исследований, разработок и внедрения в области биотехнологии животноводства; определение пола эмбрионов, получение монозиготных близнецов, производство химер, проведение работ по эмбриогенетической инженерии, направленные на получение трансгенных организмов, создание банков гамет и эмбрионов, для сохранения редких ценных пород и исчезающих, форм диких крупных копытных животных, а также генокопии особо ценных особей. В развитии биотехнологических методов в Казахстане выделяются 6 этапов. Последние 2 этапа 1991-2000 и 2001-2003 годов являются наилучшими в биотехнологии размножения сельскохозяйственных животных. Именно в этот период проведены международные опыты: завезены эмбрионы в Казахстан из Австралии. Всего был доставлен 451 эмбрион. От трансплантации 61 эмбриона 33 реципиентам получен 31 ягненок. Опыт показал, что межконтинентальная перевозка эмбрионов перспективна в развитии овцеводства. Исследовательский центр овцеводства – автор метода криоконсервации спермы баранов, который находит применение в Австралии, Новой Зеландии, США, Монголии и других странах. Провели три опыта по применению замороженной спермы со сроком хранения 7, 8 и 9 лет. Проведенные три опыта показали, что можно использовать замороженную и сохраненную в течение 7-9 лет сперму баранов полутонкорунных пород с целью освежения крови разводимых в Казахстане овец. При этом суягность составляет 30,3-59,4 %, а плодовитость – 112,7-133,1 % . Учитывая дороговизну существующих методов хранения спермы баранов, разработана синтетическая среда, которая обеспечивает высокую выживаемость и оплодотворяющую способность спермы баранов-производителей в течение нескольких суток, с подвижностью спермиев более 7 баллов при температуре окружающей среды, без применения хладагентов и пищевых продуктов. Перспективы развития биотехнологии воспроизводства в овцеводстве являются: Первое – это получение потомства от животных соответствующих мировому стандарту, путем завоза семени от быков с удоем матерей 10-12 тыс. кг, в лучшем случае от быков с удоем матери 19-22 тыс. кг. Такая работа не только повысит продуктивность, но значительно пополнит генофонд высокопродуктивных животных. Организация этой работы требует глубокого осмысления и серьезных расчетов. Второе – создание репродуктивного стада для заказного спаривания и заготовки эмбрионов. В молочном скотоводстве – это выделение в отдельную группу коров с удоем 4,5 тыс. кг молока с использованием быков с удоем матерей 7-9 тыс. кг. Такие животные имеются в племенных хозяйствах, их надо взять под особый контроль и оказать помощь в улучшении кормления и выполнении работы. В овцеводстве – выделение элитных маток с настригом 2,5-3.0 кг, осеменение их баранами с настригом не менее 6 кг в чистом волокне. Третье, и самое главное – это организационное совершенствование и дальнейшее внедрение метода искусственного осеменения коров и овец. Однако реорганизация в аграрном секторе, создание новых сельхозформирований, переход 80 % маточного поголовья в частный сектор требует разработки и внедрения новых организационных форм [11]. Биотехнологические методы, к которым относится трансплантация эмбрионов, играют важную роль, особенно в производстве промышленного типа и их значение будет постоянно возрастать, так как они позволяют лучше использовать биологические резервы для повышения производства продуктов животноводства и тем самым оказывают существенное влияние в ускорении экономического прорыва в области животноводства. На современном этапе развития смушкового овцеводства остро стоит проблема сохранения и ускоренного размножения существующих ценных генотипов, решение которой традиционными методами селекции маловероятно. При этом, главным сдерживающим биологическим фактором является: во первых, низкая воспроизводительная способность самок, хотя в яичниках содержится огромное количество незрелых яйцеклеток (ооцитов), которые при соответствующих условиях могут развиваться и овулировать; во-вторых, из-за признаков, обусловленные рецессивными генами, подавляемыми в принятых подборах пар. Следовательно, совокупность таких биологических факторов становится все более очевидным, фундаментальной особенностью популяционного уровня и, ее следует решать качественно иными методами, в частности разработкой биотехнологии трансплантации эмбрионов высокоценных генотипов смушковой продуктивностью. Трансплантация эмбрионов, как пионер биотехнологического метода, на сегодня представляет ультрасовременный этап научно-технического прогресса, на базе которого становится возможным решить проблемы сохранения генофонда существующих и исчезающих типов смушковых овец и ускоренного их размножения, а также усиления генетического прогресса в субпопуляциях. Осуществлен маркетинговый анализ биоресурсов отрасли и обоснована необходимость перехода ее на новый уровень научного обеспечения, отвечающий современным требованиям развития научно-технического прогресса. КазНИИ каракулеводства разработаны научные основы и практические приемы трансплантации эмбрионов овец смушкового направления. В теорию биотехнологии трансплантации эмбрионов внесены: состояния генетических процессов в субпопуляциях; реакция половой системы доноров разных окрасок и расцветок на эндокринные гормоны; жизнеспособность эмбрионов в процессе извлечения и пересадки; взаимодействие генотипа и среды. На основе установленных теоретических принципов разработаны новые эффективные способы отбора доноров и реципиентов, индукция суперовуляции у доноров смушковых овец, извлечения и пересадки их эмбрионов и оценки племенных качеств маток-доноров и барановтрансплантантов. Крупным достижением использования метода трансплантации эмбрионов является создание за относительно короткий срок новой породы курдючных овец Шуйской популяции смушково-мясо-сальной продуктивности. Приоритетным направлением являются ускорение темпов воспроизводства и селекции существующих овец с ценными качествами, а также сохранение генофонда редких исчезающих животных методом трансплантации их эмбрионов. В перспективе намечены новые направления исследований в биотехнологии, как раннее определение пола, генетическое копирование с помощью микрохирургических способов разделения ранних эмбрионов, клонирование, пересадки генов и получение трансгенных животных. Эти новые методы биотехнологии, несомненно в перспективе окажут эффективное влияние на дальнейшее развитие смушкового овцеводства [12]. В настоящее время в результате достигнутых успехов фундаментальных наук возникла возможность развития принципиально новых эффективных методов влияния на организм животных, на их наследственность. В последние годы в области биотехнологии интенсивно разрабатываются научно-методические основы получения трансгенных животных на базе использования достижений генной, клеточной и эмбриогенетической инженерии в сочетании с методом трансплантации эмбрионов. Важное значение в современных условиях приобретает проблема породообразования и совершенствования пород сельскохозяйственных животных, в т.ч. и овец. Одним из основных факторов ускорения породообразования в овцеводстве является широкое внедрение в этот процесс современных достижений в области генетики и селекции. Применение ЭВМ, достижений генной инженерии, биотехнологии, трансплантации эмбрионов, клонирование животных и получение трансгенной овцы – вот путь эффективного породообразования в условиях современности. Большие перспективы имеются в использовании биотехнологии в эмбриогенетике сельскохозяйственных животных. Основное значение трансплантации эмбрионов – увеличение эффективности селекции животных. Этот метод особенно ценен в условиях дефицита генетических ресурсов на начальных стадиях породообразовательного процесса, когда возникает необходимость быстро размножить животных с желательным генотипом. Метод трансплантации эмбрионов способствует решению следующих важных теоретических задач селекции: размножение генетически ценных особей для быстрого создания высокопродуктивных семей и семейств; получение идентичных животных путем разделения ранних эмбрионов. Это дает возможность изучения взаимодействия генотип – среда, выяснить влияние наследственности на хозяйственно полезные признаки; способствует сохранению генофонда пород; получение потомков от бесплодных, но ценных по генотипу животных; повышение устойчивости животных к заболеваниям; замена импорта и экспорта животных на импорт и экспорт криоконсервированных эмбрионов; акклиматизация импортных животных; получение животных определенного пола; межвидовые пересадки, получение гибридных животных. Наряду с использованием традиционных приемов в породообразовательном процессе (комплекс селекционно-племенных мероприятий, рационализация кормления и содержания животных и т. д.) применение указанных выше достижений биотехнологии в создание новых пород и типов животных имеет большое теоретическое и практическое значение [13]. Получение трансгенных сельскохозяйственных животных с заданными параметрами продуктивности (длинношерстных, мясных, молочных и т. д.) значительно ускорило бы селекционный процесс, направленный на создание высокопродуктивных пород животных. В связи с вышеизложенным возникает настоятельная необходимость разработки фундаментально-прикладных основ сохранения биологического разнообразия, интенсивного воспроизводства и рационального использования генетических ресурсов животных с привлечением самых современных методов биотехнологии воспроизводства таких как: трансплантация эмбрионов, криоконсервация гамет и эмбрионов, культивирование и оплодотворение яйцеклеток. И на этой основе можно кардинально решить актуальные проблемы ускоренного размножения ценных генотипов и сохранения поголовья редких, исчезающих форм как аборигенных популяций домашних, так и диких крупных копытных животных. 2. ПОГОТОВКА К ТРАНСПЛАНТАЦИИ ЭМБРИОНОВ Одним из главных направлений в повышении продуктивности животных является изучение и использование современного биотехнологического метода трансплантации эмбрионов для ускоренного воспроизводства ценных генотипов. Трансплантация эмбрионов – очень сложный, кропотливый процесс, состоящий из целого ряда последовательных этапов: отбор доноров, вызывание у них полиовуляции, их осеменение, извлечение эмбрионов, оценка последних, культивирование, замораживание и их пересадка реципиентам. Каждый из этих процессов может значительно влиять на эффективность метода в целом, поэтому строгое соблюдение всей технологии – необходимое условие успешного применения данного метода биотехнологии. 2.1. Отбор доноров Донор – корова или овца высокой племенной ценности, от которой после гормонального индуцирования суперовуляции и осеменения спермой выдающегося быка или барана – улучшателя получают эмбрионы. Отбор доноров – целенаправленный выбор племенных маток, хорошо реагирующих на гормональную обработку и дающих биологически полноценные эмбрионы. Наиболее важными критериями отбора животных в качестве доноров являются их высокая племенная ценность и хорошие воспроизводительные качества. Одним из важных этапов в трансплантации эмбрионов является правильный отбор маток-доноров для получения от них максимального количества эмбрионов. При этом отбор препотентных на гормональную обработку доноров, дающих достаточное количество биологически полноценных эмбрионов, является одним из основных звеньев в технологии трансплантации эмбрионов сельхозживотных. Исходя из этого, в качестве доноров отбирались животные, отличающиеся высокой суперовуляцией, вызываемой различными гормональными препаратами, обладающими фолликулостимулирующей активностью. Были отобраны овцематки каракульской породы разных окрасок и расцветок в количестве 56 гол. Результаты исследований показали, что из числа доноров, отобранных гормональным препаратом, суперовуляцией реагировало 83,9 %. При этом к числу доноров с полиовуляцией отнесены те, у которых в яичниках обнаружено не менее 4 овуляций. Для дальнейшего изучения было отобрано 47 гол. доноров с высоким уровнем суперовуляторной реакции яичников с целью изучения влияния нарушенного естественного гормонального баланса донора после стимуляции на качество эмбрионов. В результате была установлена неодинаковая реактивность яичников доноров каракульских овец разных окрасок после обработки. Основным критерием оценки эмбриопродуктивности суперовулированных доноров является число вымытых эмбрионов, пригодных для пересадки. Установлено, что среднее число извлеченных биоматериалов в группах доноров маток было почти одинаковым, с небольшими колебаниями. Это, видимо, связано с индивидуальными особенностями каракульских маток-доноров разных внутрипородных типов. Наибольшая эмбриопродуктивность отмечена в группах доноров сур сурхандарьинского, казахского типов и серой окраски, несколько ниже у доноров окраски сур бухарского типа, коричневой и черной окрасок. Такая же тенденция наблюдается по числу нормальных эмбрионов и неоплодотворенных яйцеклеток. При этом выход эмбрионов от числа извлеченных биоматериалов составил в пределах от 78,9 до 91,8 %, а яйцеклетки – от 7,7 до 21,1 %. . Отмечено, что высоко реагировавшие на гормональную обработку каракульские матки разных внутрипородных типов по эмбриопродуктивности между собой существенно не отличались. При этом число извлеченных биоматериалов на донора в группах колеблется от 7,29 до 11,70 шт. [14]. Доказана высокая эффективность использования показателей наследуемости в генетических исследованиях и селекции животных. В селекции каракульских овец изучение генетического влияния родителей на потомство позволяет более точно определить генетический прогресс популяции в нужном направлении. Впервые проводился дисперсионный анализ по иерархическому комплексу для оценки генетического влияния баранов и маток-доноров на изменчивость живой массы в потомстве приемной матери-реципиента. Объектом для исследований служили доноры и бараны смушково-мясо-сальной породы окраски сур, а в качестве реципиента использовались овцы каракульской породы черной окраски. Установлено, что генотип истинных родителей в потомстве приемной матери-реципиента наследуется достаточно высоко. Взаимодействие факторов приемной матери на проявление фенотипа ягняттрансплантатов по живой массе указывает на целесообразность использования в эмбриотрансплантации реципиентов с высокой живой массой. Полученные результаты необходимо учитывать в целенаправленной селекционно-племенной работе [15]. Одним из препятствий широкого внедрения в практику овцеводства метода трансплантации эмбрионов является низкая приживляемость эмбрионов после пересадки их реципиентам. Известно, что на приживляемость эмбрионов существенно влияют следующие факторы: синхронность охоты реципиентов с донорами; стадия развития и качество эмбрионов до пересадки; время между вымыванием и пересадкой; место пересадки в рог матки; число пересаживаемых эмбрионов. Исходя из имеющихся источников, приживляемость пересаженных эмбрионов сельскохозяйственных животных в матку реципиента с учетом вышеперечисленных биотехнологических факторов составляет в основном 30-60 %. Иногда встречались случаи приживляемости эмбрионов у овец до 70 %, а КРС – до 90 %. Вероятность такой результативной эмбриопересадки мизерная – из 100 пересадок 10 %. Такие нежелательные результаты трансплантации эмбрионов животных, особенно у овец, существенно снижают рентабельность практического применения данного метода в овцеводстве. Отсутствие высокоэффективных методов повышения приживляемости эмбрионов генетически ценных особей вынуждает активизировать поиски более совершенных способов и расширить круг факторов, влияющих на выживаемость эмбрионов. От решения этого важного, в научном и практическом отношении вопроса, зависит судьба одного из перспективных методов биотехнологии – трансплантации эмбрионов, предлагаемого для внедрения в овцеводство. Главным фактором, ведущим к эмбриосмертности – иммуногенетическая несовместимость между истинными и приемными матерями. В этом отношении значительный интерес представляет изучение иммуногенетических факторов, позволяющих раскрыть причины ранней смертности эмбрионов при различных сочетаниях гомо- и гетерозиготных родителей по типам трансферринов и является нововведением в технологию трансплантации эмбрионов сельскохозяйственных животных. Проведены исследования по разработке высокоэффективной технологии трансплантации эмбрионов каракульских овец, повышающих их приживляемость. Были отобраны 24 матки-донора и 6 баранов с разными типами трансферринов в сыворотке крови. По мере прихода маток-доноров в охоту после гормональной обработки их осеменяли двукратно с интервалом 8-10 ч соответствующими баранами. Результаты исследований показывают, что приживляемость пересаженных эмбрионов реципиентам во многом зависит от сходства родителей и приемной матери по типам трансферринов. Приживляемость эмбрионов, пересаженных в рог матки, в зависимости от сочетания гомозиготных и гетерозиготных по трансферринному локусу истинных родителей и реципиентов колебалась в пределах от 0 до 85,7 %. При этом у родителей, имевших одинаковую гомозиготность по типам трансферринов, уровень приживляемости эмбрионов был очень высоким (85,7 %). Безрезультативность эмбриопересадок отмечена, когда родители имели разную гомозиготность по типам трансферринов. В среднем приживляемость эмбрионов после пересадки их в рог матки реципиентам в зависимости от сочетания истинных и приемных родителей по типам трансферринов составила 52,8 %. Представленные материалы указывают на возможность повышения жизнеспособности эмбрионов в организме реципиента на статистически достоверную величину (до 33 %) путем сочетания их родителей и реципиентов по типам трансферринов при пересадке, что является новым научным подходом в развитии биотехнологии трансплантации эмбрионов. Полученные в ходе эксперимента результаты, возможно, являются гарантом в ближайшем будущем крупномасштабного внедрения метода трансплантации эмбрионов в практику животноводства. Разработан новый способ повышения приживляемости эмбрионов при их трансплантации, обеспечивающий получение максимального количества животныхтрансплантатов, отличающийся тем, что до пересадки эмбрионов допольнительно определяют типы трансферринов в сыворотке крови у животных, используемых в трансплантации эмбрионов, и отбирают в качестве истинных и приемных родителей только одинаково гомозиготных животных по типам трансферринов. Данный способ не имеет аналогов в практике трансплантации эмбрионов и предлагается впервые. Разработанный иммуногенетический критерий прогноза приживляемости эмбрионов после пересадки считаем доступным в условиях практического использования в период трансплантации эмбрионов сельскохозяйственных животных, особенно при сохранении и ускоренном размножении редких и исчезающих генотипов их генофонда. Внедрение предлагаемого способа в технологию трансплантации обеспечивает стабильное получение максимального количества животных-трансплантатов и высокой прибыли, по сравнению с известными методами при равноценных финансовых вложениях, гарантирует сохранение и ускоряет процесс воспроизводства особо ценных моноплодных животных. Предложенный способ, по сравнению с ранее известными, обладает следующими преимуществами: повышает уровень приживляемости пересаженных эмбрионов в 1,5 раза; позволяет создать банк гомозиготных эмбрионов по типам трансферринов; расширяет ассортимент генетических материалов для селекции; снижает финансовые и материальные затраты на получение особей-трансплантатов в 3 раза; способствует эффективному использованию методов трансплантации эмбрионов в практике овцеводства, направленных на сохранение и ускоренное размножение исчезающих и редких пород животных [16]. Донора выбирают из стада с относительно высоким уровнем продуктивности, характерной для той или иной породы. Должны быть известны происхождение и группа крови животного, подтвержденные соответствующими документами. В этой категории племенных животных требования для их оценки и отбор должны быть очень высокими. 2.2. Отбор производителей Для осеменения коров и овец – доноров используют сперму выдающихся быков и баранов-производителей, проверенных по качеству потомства и признанных улучшателями по селекционированным признакам. Подбор производителей и коров, овец-доноров ведут по заказному плану спаривания в соответствии с селекционной программой, утвержденной племенной службой. Для использования и трансплантации пригодны лишь те производители, которые имеют положительную сочетаемость при спаривании с высокопродуктивными животными. Для определения сочетаемости используют материалы оценки производителей по качеству потомства. Отобранные производители не должны иметь хромосомных аномалий, а их потомство – наследственно обусловленных экстерьерно-конституционных недостатков. Подбор быков-производителей к коровам-донорам – строго индивидуален с учетом получения генеалогически разобщенных групп быков и их ротаций. Отдают предпочтение улучшателям по удою, содержанию в молоке белка и жира, а также экстерьеру и конституции дочерей. Учитывают степень проявления признаков у дочерей, обусловливающих технологичность. При осеменении коров-доноров у редких и исчезающих пород используют сперму быков, принадлежащих к генетически разобщенным группам, в соответствии с задачами сохранения генофонда и использования его в перспективе. В селекционной работе, направленной на повышение племенных и продуктивных качеств каракульских овец, представляет большое значение использование лучших производителей по результатам их оценки на разных этапах отбора и получение более препотентных животных, стойко передающих потомству свои наследственные качества. Чем тщательнее проверен и изучен генотип баранов, тем точнее можно осуществлять подбор на тех матках-донорах, с которыми они дали больше потомство – трансплантатов родительского типа при гомогенном подборе по ведущим селекционируемым признакам. Это позволяет ускорить процесс совершенствования популяции по племенным и продуктивным качествам. Главная задача метода трансплантации эмбрионов – получение максимального количества ценных в генетическом отношении животных-трансплантатов от высокопродуктивных матерей и отцов, проверенных по качеству потомства. При пересадке эмбрионов не всегда учитывается индивидуальная продуктивность производителей и маток-доноров в комплексе, хотя первой информацией о предварительной племенной ценности у будущих трансплантатов служат продуктивные и племенные качества отбираемых животных в качестве родителей эмбрионов. Изучено качество потомства баранов, отобранных для использования в трансплантации эмбрионов каракульских овец окраски сур казахского внутрипородного типа бронзовой расцветки. Учитывая, что генотип любого животного, в т.ч. производителя, используемых в трансплантации эмбрионов, формируется из наследственных задатков матери и отца, были отобраны 9 баранов, полученных от баранов-улучшателей каракульских овец окраски сур бронзовой расцветки. Одним из основных показателей при отборе баранов для трансплантации эмбрионов после производственных испытаний является выход ягнят на 100 маток. Между баранами при использовании их в 1,5- и 2,5-летнем возрасте существенных различий по выходу ягнят не установлено. Как показали полученные результаты, бараны, отобранные для использования в трансплантации эмбрионов, по общему качеству потомства не имеют существенных различий по его разнообразию, т.е. обладают высокой препотентностью по ведущим селекционируемым признакам [17]. 2.3. Отбор реципиентов Эффективность трансплантации эмбрионов в значительной степени обусловлена качеством используемых реципиентов. Реципиент – это телка или корова, овца, по племенной ценности ниже чем донор, в организме которой развиваются эмбрионы до рождения приплода. Реципиентов отбирают из числа молодых коров и телок случного возраста, не представляющих племенной ценности, из расчета 3 -5 гол. на донора. Они должны быть клинически здоровыми. Возраст коров не должен превышать 4 лет, отелы которых ежегодно проходили без осложнений. До поступления на эмбриопересадку у них должна проявиться хорошо выраженная охота. Коровы-реципиенты могут быть использованы для пересадки не ранее, чем через 80 дней после отела. Телки-реципиенты должны иметь минимальный возраст – 18 мес., живая масса составлять 2/3 массы взрослого животного, средней упитанности, Реципиенты должны иметь нормальную половую цикличность, быть свободными от внешних и внутренних паразитов и иметь отрицательные результаты исследований на туберкулез, бруцеллез, вибриоз, лейкоз. Не допускаются животные с заболеваниями родовых путей. Нельзя использовать в качестве реципиентов животных мелких пород для трансплантации эмбрионов от пород более крупных по массе. При работе в условиях нехватки реципиентов допускается двух и даже трехкратное использование животных для пересадки эмбрионов. 2.4.Подготовка доноров и реципиентов Основное условие, определяющее нормальные воспроизводительные функции и получение хорошо развитого приплода, - полноценное сбалансированное кормление с учетом физиологического состояния и продуктивности животных. Особенно важно обеспечить кормление высокопродуктивных коров-доноров в период запуска и в первые 3-4 мес. после отела, поскольку эти периоды совпадают с максимальным увеличением массы плода и наивысшей молочной продуктивностью, на что расходуется большое количество питательных веществ. Низкий уровень кормления, несбалансированность рационов по общей питательности и жизненно важным элементам ведут к нарушению обмена веществ, воспроизводительных функций, снижению качества эмбрионов. С другой стороны, длительное использование коров и телок в целях трансплантации может привести к ожирению, что резко снижает эффективность производства эмбрионов. Условия кормления и содержания для реципиентов то же, что и для доноров. Доноров и реципиентов следует содержать в чистых, сухих, хорошо вентилируемых помещениях при температуре и влажности воздуха, отвечающих зоогигиеническим требованиям. Животным необходим ежедневный моцион, в летнее время выпас на пастбище. В помещениях и на территории содержания скота должна соблюдаться санитарная культура и основные ветеринарные требования к животноводческим предприятиям закрытого типа. Умеренное кормление в сочетании с обязательным ежедневным моционом является залогом длительного и эффективного срока эксплуатации доноров и высокой результативности метода трансплантации эмбрионов. 3. ТЕХНОЛОГИЯ ТРАНСПЛАНТАЦИИ ЭМБРИОНОВ Современная технология трансплантации эмбрионов состоит из множества этапов, каждый из которых оказывает значительное влияние на эффективность всего метода в целом и требует строгого соблюдения технологической дисциплины. В работах по трансплантации эмбрионов широко используются такие операции, как стимуляция суперовуляции у доноров, синхронизация половых циклов доноров и реципиентов, нехирургическое извлечение, поиск и оценка качества эмбрионов, культивирование, замораживание и хранение эмбрионов в жидком азоте, разделение эмбрионов, хирургическая и нехирургическая пересадка эмбрионов. 3.1. Стимуляция суперовуляции у доноров Привлекательность метода трансплантации эмбрионов для селекционеров заключается в возможности увеличить уровень воспроизводства ценных коров путем переноса эмбрионов от этих коров матерям-заменителям. Яичники коров обычно продуцируют одну яйцеклетку в 21-дневный срок, и в норме коровы приносят одного теленка в год. Один эмбрион может быть извлечен и пересажен другим коровам через 6-8 дней после осеменения донора в естественную течку, но это является экономически нецелесообразным, поскольку стоимость проведения таких работ высокая. Следовательно, очень важным аспектом технологии трансплантации эмбрионов является использование гормонов для индуцирования множественной овуляции в яичниках коров-доноров (называемой суперовуляцией). Таким образом, метод вызывания суперовуляции является краеугольным камнем в технологии трансплантации эмбрионов, но из-за высокой вариабельности реагирования доноров на вводимые гонадотропные гормоны он остается самой большой проблемой. Проведены многочисленные исследования по использованию различных гонадотропинов, гипофизарных и плацентарных гормонов для вызывания суперовуляции у коров и телок-доноров. При этом основной целью было определение влияния различных гормонов, их сочетаний, установление оптимальных доз гормональных препаратов, которые за несколько дней до предполагаемой охоты вызвали бы стимуляцию роста и созревания 10-20 и более фолликулов. Проблемным вопросом в сохранении и размножении генофонда каракульских овец является искусственное вызывание множественной овуляции, которая считается важным этапом в технологии трансплантации эмбрионов. Для этого в настоящее время разные исследователи рекомендуют применять препараты с различной очисткой (ФСГ, ГСЖК, СЖК и др.). Как отмечают Б. Р. Даминов, Т. Н. Салыкбаев, Е. М. Тойшибеков, Б. Б. Молжигитов [18], в исследованиях по трансплантации эмбрионов для гормональной стимуляции суперовуляции более эффективным является использование препарата ФСГ, способствующего стимуляции более высокой степени овуляции и получению большего числа яйцеклеток и зародышей. Так, при обработке препаратом ФСГ получено больше яйцеклеток и зародышей на одного донора (в среднем - 8,1 овуляций на донора), нежели препаратом СЖК (в среднем - 4,6 овуляций на донора). Результаты исследований показывают, что овцематки на обработку одинаковой дозой одного и того же гонадотропина реагируют сугубо индивидуально. Среди овец, обработанных одной и той же дозой одного и того же гонадотропина, наблюдается большая изменчивость по степени их реакции суперовуляцией. Проведены специальные исследования по совершенствованию методов гормональной стимуляции доноров препаратом СЖК (сыворотка жеребых кобыл) отечественного производства и повышению его конкурентоспособности. Материалом для исследований служили сыворотки крови кобыл, взятые на 60, 70 и 80 дни жеребости и овцематки-доноры на 2 день полового цикла. Для гормональной индукции суперовуляции у доноров было сформировано 4 группы маток. В 3-х группах проведена однодневная гормональная обработка. В 4 группе доноров проведена 4-дневная гормональная обработка по принципу сочетания соотношений ФСГ/ЛГ «СЖК-донор». В работе доказана необходимость учета соотношений ФСГ:ЛГ (фолликулостимулирующий гормон, лютеинизирующий гормон) в крови донора после прихода в охоту и в препарате СЖК при вызывании множественной овуляции, а также высокая эффективность 4дневной гормональной обработки доноров [19]. Предлагаемый Н. Алибаевым, О. Бекетауовым и др. [20] способ гормональной обработки доноров каракульских овец для трансплантации эмбрионов, основанный на оптимизации дозы СЖК на 1 кг живой массы донора 25-26 ME, увеличивает овуляцию в среднем на одного донора до 3,8 шт., реакцию суперовуляции — на 25,0 % и позволяет получить на 16,1 % больше нормальных жизнеспособных эмбрионов по сравнению с известным способом. Актуальными проблемами каракулеводства Казахстана является резкое увеличение поголовья и улучшение качества смушек Проведены исследования по трансплантации эмбрионов каракульских овец. В качестве доноров использовались каракульские овцематки, в качестве реципиентов – овцематки казахской тонкорунной, казахской полутонкорунной и едилбаевской пород. Овцематок-доноров обрабатывали гормональными препаратами СЖК и ФСГ. Число овуляций в обоих яичниках при обработке СЖК в среднем 7,4; при обработке ФСГ – 12,7. Извлечено яйцеклеток и зародышей при обработке СЖК 6,1 (82,4 %), при обработке ФСГ – 10,3 (81,1 %) в среднем на одного донора. Операцию по вымыванию зародышей из репродуктивных органов овцематок доноров производили по истечении 48-72 ч от момента выявления их в стадии половой охоты. Эмбрионы пересаживали овцематкам-реципиентам хирургическим методом. Приживляемость составила в среднем 63 %. Применение биотехнологического метода трансплантации эмбрионов позволит значительно ускорить селекционный процесс в каракулеводстве [21]. Учитывая способности периодически повторяющейся половой охоты у овец, проведены испытательные опыты по использованию особо редких генотипов каракульских овец два раза в течение случного периода в качестве доноров эмбрионов. Цель данного эксперимента – определение продуктивных дней полового цикла доноров после гормональной обработки, позволяющие повысить эффективность проведения трансплантации эмбрионов и максимально сократить безрезультативные операции. С этой целью отобраны 13 голов каракульских маток разных окрасок и использовали их в качестве доноров два раза в течение одного случного сезона. Изучены изменчивость длительности полового цикла доноров, периодически двукратно обработанных гормональным препаратом СЖК (сыворотка жеребых кобыл). Установлено, что после первой обработки и извлечения их эмбрионов, вторично пришли в охоту 11 голов или 84,6 % доноров. Это свидетельствует о возможности применения в каракулеводстве двукратного гормонального стимулирования полиовуляции в течение года. Следовательно, оценка и отбор особо редких генотипов в качестве доноров по длительности полового цикла, для двукратной гормональной обработки в течение случного сезона является как бы страховочным приемом, предотвращающим негативные случаи исчезновения ассортивности популяции. Тем самым позволяет сохранить основателя пул генов в генофондом популяциях цветных каракульских овец [22]. М. М. Тойшибеков и др. [23] отмечают, что трансплантация эмбрионов – новый биотехнологический прием в селекции сельскохозяйственных животных, основной эффект которого состоит в увеличении количества потомков материнской линии. Важным этапом трансплантации эмбрионов является гормональное вызывание полиовуляции у доноров. Изучены влияние вызывания суперовуляции одних и тех же доноров с перерывом в один год на овуляцию. Отмечено, что из 18 обработанных в первый год доноров реагировало суперовуляцией 88,9 % со средним уровнем овуляции 8,05 % на каждого положительного донора. После второй гормональной обработки этих же доноров через год суперовуляторный ответ наблюдается у 80,0 % животных при среднем числе овуляций 7,73 % на каждого обработанного донора. Таким образом, высокая степень повторяемости гормональных статусов доноров при обработках один раз в год свидетельствует о том, что от одних и тех же высокоценных особей можно получить дополнительные овуляции путем вызывания суперовуляции у овец с перерывом в один год без какого-либо значительного снижения овуляторной реакции. Именно этот способ будет единственным гарантом, препятствующим исчезновению и способствующим сохранению особо редких генотипов каракульских овец. Важным этапом в технологии трансплантации эмбрионов является суперовуляция животных–доноров, без которой нет смысла внедрения этого метода в практику воспроизводства сельскохозяйственных животных. Для выявления различий в содержании ФСГ и ЛГ (фолликулостимулирующие гормоны, лютеинизирующие гормоны) в крови донора каракульских овец разных окрасок и внутрипородных типов исследовали кровь у 42 овцематок после прихода в охоту. Установлено, что все отобранные доноры для трансплантации эмбрионов не имеют существенных различий по содержанию гормонов в крови в зависимости от окрасок и расцветок. Концентрация ФСГ в плазме крови после прихода в охоту находится в пределах от 5,44 до 6,61 Мед/л, а ЛГ – соответственно 1,2-2,4 Мед/л. Результаты показывают, что среди 42 голов доноров частота встречаемости соотношения ФСГ/ЛГ в пределах 1:1 составила 28,6 %, а содержание фолликулостимулирующего гормона в крови у 17 доноров находилось на среднем (2:1) и у 13 – на высоком (3:1) уровне, т.е. 40,4 и 31,0 %. Отмечено, что у каждого донора гормональный фон индивидуален. Эту особенность можно эффективно использовать при индукции суперовуляции у каракульских овец редких и исчезающих окрасок [24]. О. Бекетауов, Н. Алибаев [25], О. Бекектауов, Н. Алибаев, Н. Адилбеков [26], Н. Әлібаев, О. Бекетауов, Н. Адилбеков [27], Н. Адилбеков [28] предлагают 4-дневную схему индукции суперовуляции с учетом соотношения ФСГ/ЛГ в инъецируемых препаратах СЖК и в крови донора. По их данным новая схема обработки обеспечивает 100 % суперовуляцию маток-доноров каракульских овец. Существует множество различных схем индуцирования суперовуляции у коровдоноров, но наиболее распространенными являются те, по которым введение гонадотропинов начинают на 8-10-й день полового цикла. На суперовуляцию и выход качественных эмбрионов влияют такие факторы, как применяемые гормональные препараты и схемы их введения, стадия лактации, сезон года, кратность использования доноров, порода, хозяйственные условия, живая масса, состояние здоровья, уровень и качество кормления и т. д. Отмечено, что недокорм коров-доноров достоверно уменьшает реакцию яичников на введение гормонов. Для активизации суперовуляции и получения биологически полноценных эмбрионов необходимо обеспечить полноценное кормление доноров, сбалансированное не только по основным питательным веществам, но особенно по аминокислотам и микроэлементам. Тщательное соблюдение технологии подготовки животных-доноров с учетом вышеперечисленных факторов обеспечивает высокую эффективность трансплантации эмбрионов. 3.2. Синхронизация охоты у доноров и реципиентов Факторами, лимитирующими успешное применение метода трансплантации в животноводстве, является все еще невысокий уровень знаний о суперовуляции, выход нормальных эмбрионов и их приживляемости. Для успешного приживления эмбрионов при пересадке необходима точная синхронизация половых циклов у доноров и реципиентов. Соблюдение этих условий на практике достигается содержанием значительного числа реципиентов, чтобы в любой день можно было подбирать их донорам, синхронных по половым циклам. Значительно упростить программу эмбриотрансплантации можно путем синхронизации охоты у доноров и реципиентов. В основном применяют 2 метода синхронизации половой охоты у животных. Первый основан на торможении половой функции яичников и после прекращения применения препарата – усилении роста и созревания фолликулов одновременно у всех обработанных животных. Для этого в организм животных вводят прогестерон или его синтетические аналоги. Другим более распространенным методом синхронизации является метод использования простагландина F2d или его синтетических аналогов (эстрофан, энзапрост, мотализ, прозельвин и др.). Их использование основано на рассасывания желтого тела и последующего роста и созревания фолликулов. При однократной инъекции простагландина приход животных в охоту не превышает 65 %, что, по-видимому, связано со стадией развития желтых тел, в период которой простагландин не оказывает лютеолитического действия. В связи со значительной вариабельностью результатов при использовании простагландина используют комбинированную схему обработки животных доноров и реципиентов. В начале без учета форм полового цикла всех отобранных животных обрабатывают прогестероном и затем вводят простагландин. Следует иметь в виду, что синхронизация охоты донора и реципиента должна проходить с учетом стадии развития эмбрионов, так как разница в их развитии, даже после извлечения день в день, может достигать 1-2 сут., что объясняется неодновременной овуляцией клеток. Как правило день в день на одного донора готовят 5-6 синхронизированных реципиентов. 3.3. Осеменение животных-доноров Результаты суперовуляции определяются эффективным осеменением животныхдоноров. Проблема оплодотворения яйцеклеток и получения биологически полноценных эмбрионов все еще остается открытой. Для определения эффективности осеменения животных-доноров используют как свежую, так и замороженную сперму. Эффективность осеменения доноров свежей спермой выше по сравнению с осеменением глубокозамороженной. Это различие объясняется главным образом тем, что сперматозоиды, не подвергавшиеся охлаждению, сохраняют всю активность в половых путях животных более длительное время, чем после оттаивания. Однако учитывая большие преимущества осеменения коров глубокозамороженной спермой оцененных быков-производителей, в практике используют именно такую сперму. При осеменении доноров применяют цервикальный метод введения спермы, используя один из трех способов ее введения в шейку матки: ректо-цервикальный, моноцервикальный и визо-цервикальный. Осеменение наиболее предпочтительно производить ректо-цервикальным способом, позволяющим контролировать состояние половых органов коров. Искусственное осеменение предотвращает распространение целого ряда заболеваний. Уровень оплодотворения после осеменения несуперовулирующих животных глубокозмороженной спермой составляет 85-95 % и только 60-80 % яйцеклеток, извлекаемых из суперовулировавших животных-доноров, является оплодотворенным. Осеменение доноров производят 3 раза двойной дозой глубокозамороженнооттаянной спермой с интервалом 10-12 ч, точно фиксируя при этом время прихода в охоту. Замороженную сперму используют после оттаивания при подвижности спермиев не менее 4 баллов. В дозе спермы для осеменения должно быть не менее 50 млн. подвижных спермиев. В случае скрытой охоты или невозможности установить точное время начала охоты у донора осеменение проводят 56-82 ч. после инъекции простагландина. День, в который проводится искусственное осеменение животных-донора, считается датой оплодотворения. С этого дня, который в биотехнологии трансплантации животных обозначается нулем, начинается отчет развития эмбрионов до их извлечения. В овцеводстве искусственное осеменение замороженной спермой используется не так широко, как в молочном скотоводстве. Замораживание и оттаивание семени вызывает ультраструктурные, биохимические и функциональные изменения и повреждения у значительного количества сперматозоидов. Эти изменения сопровождаются снижением подвижности и жизнеспособности семени в половом тракте самки, а также ухудшением оплодотворяемости после цервикального осеменения. Наиболее эффективный метод повышения оплодотворояемости – это увеличение глубины введения замороженнооттаянной спермы в цервикальный канал. Недавно разработанный трансцервикальный метод позволяет выполнять глубокое цервикальное и даже маточное осеменение. Однако анатомия шейки матки овцы такова, что метод трансцервикального внутриматочного осеменения не внедрен в широких масштабах. Поэтому для внутриматочного осеменения используются лапароскопия, лапаротомия или специальное оборудование и методы. В настоящее время надежные и приемлемые результаты получают при использовании лапароскопического внутриматочного осеменения. Этот метод осеменения овец позволил использовать замороженную сперму, несмотря на проблемы с жизнеспособностью семени, вызванные криоконсервацией, однако крупномасштабное его использование часто ограничивается высокой стоимостью оборудования материалов, а также необходимостью высокого профессионального мастерства оператора. Большинство простых фермеров и животноводов не имеют оборудования и навыков, необходимых для выполнения внутриматочного осеменения овец. Экономические и географические проблемы также препятствуют широкому использованию этого метода. Именно поэтому важно повысить качество и оплодотворяющую способность замороженно-оттаянного семени, ориентируясь на разработку эффективных синтетических сред для криоконсервации семени и совершенствования методов искусственного осеменения. [29, 30]. Проведена исследовательская работа по получению помесей первого поколения от использования замороженной спермы от импортных производителей. В эксперименте оплодотворяемость у овец со спонтанной охотой, осемененных внутриматочно и цервикально замороженным семенем, была примерно одинаковой и составила 41,6 % (74/178) и 39,8 % (197/495) соответственно. Проводили выборку маток в охоте один раз в сутки рано утром и внутриматочно осеменяли 20-25 голов в течение дня. Возможно, что двукратная выборка маток в охоте (утром и вечером) и их внутриматочное осеменение через 8-12 часов после выборки повысят результативность внутриматочного осеменения. Отмечено, что при внутриматочном осеменении затраты семени были в 3 раза меньше, чем при цервикальном осеменении (0,125 и 0,4 мл соответственно). Такая экономия семени может быть очень полезна для рационального и эффективного использования дорогой импортной спермы, стоимость которой составляет от 20 до 100 долларов за 1 дозу объемом 0,25 мл, или для использования замороженного семени от выдающихся отечественных производителей [31]. Определялась молочность маток казахской тонкорунной породы, осемененных замороженно-оттаянным семенем баранов пород рамбулье и полипей. В качестве контроля служили матки исходной группы, осемененные семенем баранов казахской тонкорунной породы. Молочность маток устанавливалась путем взвешивания ягнят в 20дневном возрасте и умножением полученного прироста массы тела на коэффициент 5. Молочность маток, осемененных семенем баранов породы рамбулье, составила с одинцовыми ягнятами – 21,5 кг за 20 дней, или 1,075 кг в сутки, превысив молочность казахских тонкорунных маток (контрольная группа) на 2,9 %; с двойнями – соответственно 31 и 1,550 кг. Молочность маток группы полипей х Кт составила: с одинцами – 21 кг, с двойнями – 34 кг, соответственно среднесуточная молочность была равна 1,050 и 1,700 кг. Результаты исследования показали, что молочность маток казахской тонкорунной породы в оптимальных условиях кормления и содержания характеризуется достаточно хорошими показателями [32]. В работе С. Тулегенова [33] представлены результаты осеменения овец глубокозамороженным семенем. Установлено, что оплодотворяемость от замороженного семени в значительной степени зависит от состояния и подготовленности маток и баранов-производителей к случному сезону. Так же отмечено о значительном повышении плодовитости и других хозяйственно-полезных признаков маток с помощью использования в скрещивании баранов многоплодных пород. Осеменение овец глубокозамороженным семенем высокопродуктивных баранов, позволяет шире использовать ценных производителей независимо от сезона года, расстояний и различий в климатических условиях, а метод глубокого замораживания семени дает возможность накопить банк запасов спермы от выдающихся баранов, а также использовать их для радикального ускорения селекционного процесса в овцеводстве. Опыты показали, что оплодотворяемость от замороженного семени в значительной степени зависит от состояния и подготовленности маток и баранов-производителей к случному сезону. Так, например, от 318 цигайских маток, осемененных замороженным семенем баранов тексель (опытная группа), объягнились в срок от первого осеменения 186 или 58,5 %. В контрольной группе – 210 маток, осемененных замороженным семенем цигайских баранов, объягнилось 106 или 50,5 % и от свежего семени – 95,9 %. Была установлена зависимость оплодотворяемости от кратности осеменения. Двухкратное осеменение маток замороженным семенем в одну охоту с интервалом 8-10 часов, по сравнению с однократным в совхозе «Жиренкопинский» повысило результат ягнения на 7,3 %, в совхозе «Новая жизнь» на 4,1 %, а по контрольной группе соответственно на 3,9 и 2,1 %. Для изучения влияния сезона года, особенностей овуляции на оплодотворяемость коров и определения оптимального времени осеменения были созданы 3 группы животных в количестве 24 коров. Животных осеменяли замороженно-оттаянной спермой. В эксперименте были использованы коровы черно-пестрой породы. Анализ первичной документации по искусственному осеменению коров, проведенный в хозяйствах Акмолинской области, показал, что в большинстве случаев от первого осеменения телятся 30-35 % коров. Вместе с тем в опытах с убоем животных, осемененных в аналогичных условиях и убитых на 3-7-й день после осеменения, в 85-90 % случаев в яйцеводах обнаруживались оплодотворенные яйцеклетки. Это значит, что часть оплодотворенных яйцеклеток приходится на пренатальные потери, которые составляют 35 %. Отмечено, что в разных хозяйствах среди животных разных видов влияние вышеперечисленных причин может быть различным, зависящим от видовой специфики, а также от физиологического состояния вида животного, хозяйственных условий [34]. 3.4. Извлечение эмбрионов и их оценка Метод извлечения зародышей у доноров является важнейшей составной частью общей технологии трансплантации эмбрионов у сельскохозяйственных животных, которые требуют тщательного и безошибочного осуществления. Эффективность метода трансплантации во многом осуществляется способом извлечения эмбрионов. Для трансплантации рекомендуется использовать бластоциты, поэтому эмбрионы извлекают между 7-8 сут. после первого искусственного осеменения. Оплодотворенные яйцеклетки от суперовулировавших животных могут быть извлечены 3 способами: после убоя донора, хирургическим и нехирургическим. Общий успех трансплантации эмбрионов зависит не только от уровня суперовуляции, но и от способности вымывать эмбрионы. Раньше вымывали эмбрионы с помощью металлической канюли с валиком, зафиксированной в яйцеводе. В результате фиксации канюли в яйцеводе у некоторых доноров в этом месте образовались послеоперационные спайки, которые препятствовали попаданию яйцеклетки в яйцевод при овуляции, и 20-30 % прооперированных доноров становились бесплодным. Авторы усовершенствовали процедуру вымывания эмбрионов для того, чтобы исключить манипуляции с яйцеводом. Вначале проводили лапароскопическое обследование яичников донора. В исследованиях результативность вымывания эмбрионов из рогов матки полулапароскопическим способом в среднем составила 61,5 %. Этот метод необходимо использовать для вымывания 5-6 дневных эмбрионов у овец для того, чтобы сохранить воспроизводительную способность доноров. Указано, что сезон, тип и доза генадотропного гормона, индивидуальные особенности донора, возраст эмбрионов и некоторые другие факторы оказывают определенное влияние на эффективность вымывания [35]. Отечественные ученые предлагают производить многократное извлечение эмбрионов овцематок - доноров каракульских овец в случной сезон года, подвергая их повторной обработке с целью получения от них большего числа эмбрионов [36, 37]. Однако, М. Калгимбаева [38] при введении повторной дозы препарата СЖК после случного сезона у 36,4 % доноров проявлялась высокая и средняя чувствительность к нему. Поэтому автор предлагает двукратное извлечение эмбрионов в течение одного года применять лишь в случаях острой потребности в сохранении или ускоренном размножении редчайших высокоценных генотипов. В исследованиях по трансплантации применяют различные способы и сроки вымывания ранних эмбрионов из репродуктивных органов овцематок-доноров [39, 40]. Н. И. Сергеев и др. [41] вымывание эмбрионов овец производили на 6 сутки полового цикла из рога матки, при этом вымываемость составила 70,9 % от общего числа овуляций. В исследованиях [42] вымывание эмбрионов гормонально обработанных овцематок производили из просвета яйцеводов в промежутке между 32-80 часами после выявления овцематок-доноров в стадии половой охоты (выявление овцематок в стадии половой охоты производили при помощи барана-пробника два раза в сутки – утром и вечером). В результате исследований было установлено, что процент вымываемости ранних эмбрионов из просвета яйцеводов в определенной степени зависит от уровня полиовуляции в яичниках. Зависимость процента вымываемости яйцеклеток и эмбрионов из яйцеводов овцематок-доноров от уровня полиовуляции показала, что наибольший процент вымываемости эмбрионов из яйцеводов был отмечен у доноров при невысоком уровне полиовуляции (3-6) 91,3 процентов. У животных с более высоким уровнем полиовуляции (7-10; 11-14; 15-18) наблюдается снижение процента вымываемости эмбрионов соответственно от 85,7; 84,0; 76,4 процента. У животных с более высоким уровнем полиовуляции (19 и более) процент вымываемости падает почти на половину (53,5 %). Эти данные свидетельствуют о том, что с повышением уровня полиовуляции процент вымываемости зародышей из яйцеводов снижается. Данное явление можно объяснить тем, что при гормональной обработке самок наблюдается увеличение объема жидкости в половом тракте, усиливается его сократительная деятельность. Это ведет к нарушению баланса половых гормонов в организме, которое препятствует нормальному перемещению половых клеток. Переход зародышей у каракульских овец в полость рогов матки в естественных условиях происходит в промежутке между 66-72 часами. При индукции полиовуляции наблюдается некоторое сокращение сроков пребывания ранних эмбрионов в яйцеводах овцематок-доноров. Исследования автора показали, что при промывании репродуктивных органов овцематок с полиовулированными яичниками по истечении 62-66 часов от времени выявления их (овцематок) в стадии половой охоты уже часть эмбрионов обнаруживается в полости рогов матки. Данное явление объясняется тем, что овулировавшие яйцеклетки, попадая в яйцевод, не задерживаются в нем, в продолжение того времени, которое они находятся при естественной овуляции. Они переходят в полость рогов матки несколько раньше. Было обнаружено, что при вымывании эмбрионов из яйцеводов овцематок между 32-48 часами от времени их выявления в стадии половой охоты до момента вымывания среднее число овуляций на одного полиовулировавшего донора составило 4,3; при вымывании в промежутке между 48-64 часами – составило 8,3; а в промежутке 64-80 часов – 8,5 овуляций. При том наибольший процент вымываемости наблюдался при вымывании в промежутке 32-48 часов (92,4 %). Но при этом число овуляций в среднем на одного донора составило всего 4,3; а наибольшее число овуляций в среднем на одного донора было обнаружено при вымывании в промежутке между 64-80 часов (8,5 %), но при этом процент вымываемости эмбрионов составил 31,8 %. Наибольшее число вымытых эмбрионов (7,2) в среднем на одного донора обнаружено при вымывании яйцеводов в промежутке между 48-64 часов. Следовательно, на процент вымываемости ранних эмбрионов из яйцеводов овцематок-доноров влияет срок их вымывания. В результате проведенных исследований можно заключить, что на процент вымываемости ранних эмбрионов из яйцеводов овцематок-доноров влияют уровень полиовуляции в яичниках и сроки их вымывания. Оптимальным сроком вымывания эмбрионов из яйцеводов гормонально обработанных овцематок является 48-64 часа от момента выявления овцематок в стадии половой охоты, при котором получено в среднем 7,2 яйцеклеток и ранних эмбрионов при вымываемости 86,7 процентов [43]. Основы трансплантации эмбрионов в каракулеводстве заложены в 1986 году сотрудниками КазНИИ каракулеводства Н. Алибаевым, О. Бекетауовым [44]. В ходе экспериментов были отработаны основные технологические приемы трансплантации эмбрионов и усовершенствованы некоторые из них. Так, например, анализ полученных данных показал, что лучшие результаты дает извлечение эмбрионов комбинированным способом, т.е. одновременным промыванием рога матки и яйцевода: от 12 доноров, имевших в среднем по 6,7 овуляций, извлечено 77,5 % эмбрионов, или 5,2 на каждого донора. Исследования в этом направлении продолжаются. По результатам Н. Алибаева, О. К. Бекетауова, М. Калгимбаевой [45] на высокую эффективность вымывания эмбрионов доноров существенно влияет объем возвращенной жидкости. Они рекомендуют маточно-трубно-маточный способ вымывания эмбрионов, суть которого заключается в том, что перед промыванием блокируется маточно-трубное соединение завязыванием стерильной шелковой ниткой на уровне 1,0 - 1,5 см. до границы перехода рога матки к яйцепроводу и промывка производится поочередно от верхушки рога матки в сторону буфирикации, где вставлен двухканальный катетер Фоллея и от верхней точки нижнего блокированного участка в направлении бахромки, где вставлена промывная пластмассовая трубка. Причем при промывке рога матки набирают шприцом по 20 мл фосфатно-солевой среды и вводят в рог с последующим нагнетанием 20мл воздуха, а промывка яйцепровода осуществляется в такой же последовательности с нагнетанием 10мл промывной жидкости и 10 мл воздуха. При этом установлено, что объем возвращенной жидкости при применении нового способа составил 91,3 %, что на 33,5 больше по сравнению с традиционными способами. И это увеличивает вымываемость на 20 % (Р<0,001). Главным критерием оценки животных-доноров является количество и качество эмбриопродукции, получаемых от них. Приведены данные развития эмбрионов по стадиям у доноров, двукратно обработанных в течение одного случного сезона. Отмечено, что по некоторым отдельным стадиям наблюдается незначительное снижение показателей во 2-й цикл: бластомеров с 24,3 до 9,5 %, ранних морул – с 42,4 до 33,3 %. Эксперименты по многократному извлечению эмбрионов, проведенные в случной сезон года, позволили установить, что каракульские овцы, подвергнутые повторной гормональной обработке, могут воспроизводить большое число эмбрионов с высоким качеством. Следовательно, учитывая потенциал повторных обработок для стимуляции суперовуляции, приходится, что именно этот способ будет единственным гарантом, препятствующим исчезновению и способствующим сохранению особо редких генотипов каракульских овец [46]. Н. Алибаев., О. Бекетауов., К. Байтореев [47] отмечают, что результативность метода трансплантации и ее экономический эффект во многом зависит от качества эмбрионов, а материальной основой оценки эмбрионов является морфологическая разнокачественность структурных элементов эмбрионов, из которых они состоят. На качество эмбрионов существенно влияет воспроизводительная способность и уровень суперовуляции доноров. Исходя из этого, изучены качество эмбриопродукции доноров для определения доли влияния возраста доноров на степень получаемых от них эмбрионов. Установлено, что молодые доноры (1,5 лет), отобранные и использованные в качестве репродукторов эмбриопродукции, в разные годы дали высококачественные эмбрионы с морфологической оценкой «5» и «4» в пределах от 62,5 до 90,0 %. Наибольшее число высококачественных эмбрионов были получены от доноров в возрасте 2,5-4,5 лет (от 73,1 до 92,9 %). Доноры 5,5- и 6,5-летнего возраста дали низкий процент эмбрионов, из всего количества полученной эмбриопродукции в этом возрасте почти половина была низкого качества (40,0-58,8 %). Наибольшее число полноценных эмбрионов было получено от доноров среднего возраста, а наименьшее – от доноров старшего возраста, хотя они содержались в одинаковых условиях. Следовательно, возраст доноров является одним из главных факторов повышения их эмбриопродуктивности при сохранении и ускоренном размножении высокоценных генотипов каракульских овец казахского внутрипородного типа окраски сур. Длительное хранение эмбрионов животных в жидком азоте позволяет решить эту сложнейшую проблему в ближайшее время, но при этом возникают свои специфические проблемы. Например, необходимо определить продолжительность времени, в течение которого могут продержаться эмбрионы в жизнеспособном состоянии при низкотемпературном сохранении, в частности у каракульских овец. И хотя теоретические и экспериментальные основы криоконсервации эмбрионов животных заложены, но данная проблема пока полностью не раскрыта, режим криоконсервации гамет и эмбрионов разных животных неодинаков и его необходимо специально разрабатывать для каждого вида и породы. Эта проблема для нашей страны особенно актуальна. Все вышеперечисленное послужило основанием для проведения исследований, поскольку чувствительность эмбрионов к низкой температуре является основным препятствием для практического использования большинства известных методов криоконсервации биоматериалов. Проведена работа по проверке жизнеспособности эмбрионов после длительного хранения в низкотемпературном режиме. Оценивалась жизнеспособность замороженнооттаянных эмбрионов каракульских овец разных оригинальных окрасок после хранения их в низкой температуре (-196 град. С) в течение 3; 6 и 12 месяцев. Жизнеспособность эмбрионов после длительного хранения зависела не только от стадии развития, но и от их качества. При этом 100 %-ную сохранность продемонстрировали эмбрионы отличного и хорошего качества до 6-месячного хранения, затем данный показатель незначительно снизился, и после 12-месячного хранения он составил соответственно 93,3 и 87,5 %. Малоэффективным оказалось хранение эмбрионов удовлетворительного качества. При этом сохранность после 3-месячного хранения составила 60,0 %, а 6- и 12-месячное криоконсервирование оказало губительное влияние на их жизнеспособность, т.е. не было обнаружено с жизнеспособными признаками ни одного эмбриона от общего числа замороженных, дегенерация – 100 %. В целом эмбрионы на разных стадиях эмбрионального развития и разного качества отличаются неодинаковой криоустойчивостью к длительному хранению. При этом поздние эмбрионы отличного и хорошего качества лучше переносят длительное хранение. Установлено, что уровень сохранности эмбрионов каракульских овец после 3месячного хранения в среднем составляет 86,4 %, после 6-месячного – 84,8 и после 12 месяцев – 72,9 %. При этом криоустойчивость эмбрионов отличного и хорошего качества доходят до 97, 5 и 95,8 %. Это доказывают возможность хранения эмбрионов особо редких генотипов каракульских овец на длительное время. Ранние морулы можно сохранить в жизнеспособном состоянии до 3 месяцев, поздних бластоцист – до 6 месяцев, поздних морул и ранних бластоцист 12 и более месяцев [48]. Оценивают качество эмбрионов на основании определения стадий их развития, состояния оболочек и внутренних структур. Биологически полноценными принято считать такие эмбрионы, которые имеют правильную шарообразную форму, гомогенную светлую цитоплазму, неповрежденную прозрачную оболочку, одинакового размера бластомеры с плотным межклеточным контактом, Они должны соответствовать по уровню дробления возрасту от момента оплодотворения до их извлечения. 3.5. Пересадка эмбрионов Пересадку обычно осуществляют реципиентам в рог матки на стороне яичника с желтым телом (ипсилатеральный рог). При определении пригодности реципиентов к пересадке эмбрионов учитывают наличие и выраженность желтого тела в яичнике. Отсутствие желтых тел или оставшиеся от предыдущих циклов желтые тела предполагают выбраковку реципиентов. Наличие желтого тела цикла совместно с фолликулом свидетельствует о пригодности реципиента. Яичник с желтым телом обычно несколько увеличен. В настоящее время пересадка эмбрионов реципиентам осуществляется хирургическим и нехирургическим способами. В последние годы пересадку делают через боковой разрез при местной анестезии в стоячем положении реципиента. Этот метод прост и менее трудоемок. При нехирургическом (трансцервикальном) методе подготовка реципиентов производится также, как и доноров при нехирургическом извлечении эмбрионов. Преимущество метода заключается в простоте, экономичности и возможности многократно использовать реципиентов. Трансцервикальный метод пересадки эмбрионов по исполнению аналогичен искусственному осеменению, но требует большой квалификации, так как операции проводятся на 6-8-й дни после охоты, когда шейка матки уже закрыта и катетеры для пересадки необходимо проводить как можно дальше в рога матки, обычно на расстояние 5-6 см от шейки матки. Для теоретического познания жизнеспособности эмбрионов и выработки практических приемов снижения эмбриональной смертности проведено исследование по изучению темпов дробления клеточных масс эмбрионов в эмбриогенезе. В целях пересадки к реципиентам, отобраны 87 эмбрионов на стадии морула ранняя, полученные от каракульских овцематок разных внутрипородных типов. Отобранные эмбрионы в зависимости от степени развития их внутриклеточных масс подразделены на 3 группы. Установлено, что подбирая для пересадок эмбрионы с высоким и со средними темпами дробления клеточных масс, можно существенно повысить их приживляемость после хирургической пересадки. При пересадке эмбрионов с высоким статусом развития (1 гр.) суягность овец-реципиентов, зафиксированная после пересадки составила 62,5 %, после пересадок эмбрионов со средним статусом (2 гр.) – 55,6 и с низким статусом развития (3 гр.) – 27,8 %. Эмбриональная смертность в 3 гр. была максимально высокой (72,2 %), во второй – 44,4 и заметнее меньше в первой – 37,5 %. В среднем приживляемость эмбрионов ставила 51,7 %. Исследования показали, что отбирая эмбрионы с высоким и со средним статусами отличного качества можно снизить потери эмбрионов до 26,7 %. Экспресс-метод отбора жизнеспособных эмбрионов по степени их развития позволяет выделять биологически полноценные эмбрионы и при пересадке их реципиентам прогнозировать приживляемость пересаженных эмбрионов. Следовательно, для снижения ранней эмбриональной смертности необходимо учитывать степень развития эмбрионов в период эмбриогенеза. Что существенно повысит приживляемость пересаженных эмбрионов и экономическую эффективность технологии трансплантации эмбрионов[49]. В настоящее время уже разработаны различные схемы гормональной обработки с целью получения яйцеклеток от живых овец-доноров и системы культивирования ин витро для оплодотворения яйцеклеток и культивирования их до стадии морулы и бластоцисты. У крупного рогатого скота получение яйцеклеток от живых доноров производится ректо-вагинально с помощью ультразвукового аппарата и вакуумного насоса, оплодотворение яйцеклеток и культивирование их ин витро до стадии морулы и бластоцисты является необходимостью, так как на коровах широко используется нехирургический метод пересадки эмбрионов. В отличие от крупного рогатого скота, у овец зиготы и эмбрионы можно пересадить только хирургически или с помощью лапароскопа. В данном исследовании авторы [50] хотели определить будет ли прямая пересадка яйцеклетки овце-реципиенту результировать рождение полноценного потомства, таким образом исключая созревание и оплодотворение яйцеклетки ин витро и культивирование ее до стадии морулы и бластоцисты. Авторы отмечают, что получили ягненка-трансплантанта от пересадки яйцеклетки. Результаты исследований показали, что прямая пересадка яйцеклетки реципиенту с интактным фолликулом и последующее осеменение реципиента результируют рождение полноценного потомства. Необходимы дополнительные исследования для изучения того, будет ли лапароскопическое получение и пересадка яйцеклеток таким же эффективным и менее травмирующим по сравнению с обычной пересадкой эмбрионов. Гормональные препараты и лабораторные материалы для этого исследования были представлены университетом Висконсин-Мадисон, США. 3.6. Криоконсервация (глубокое замораживание) эмбрионов В странах с развитой технологией трансплантации эмбрионов половина получаемых зигот подвергается криоконсервации (глубокому замораживанию) и продолжительному их хранению, так как этот метод предлагает целый ряд выгод: - отпадает необходимость в стадах синхронизированных реципиентов. Избыточное количество эмбрионов может быть заморожено для использования в будущем; - большой выбор эмбрионов различных типов может быть собран и использован в любое время и в любом месте; - хранение эмбрионов позволяет проводить различные тесты на состояние здоровья, осуществлять перевозку эмбрионов во всем мире с гарантией отсутствия заболеваний; - сохраняет разнообразие генетического материала, включая в себя наследственность материнского и отцовского организмов до времени осуществления интенсивных программ селекции. Существует несколько методов сохранения эмбрионов. Выбор метода зависит от качества эмбрионов и продолжительности хранения. Самым эффективным и перспективным методом консервации эмбрионов является их глубокое замораживание (криоконсервация) в жидком азоте при температуре -196 град. С. В итоге многолетних исследований наметилось два направления в разработке методов криоконсервирования эмбрионов сельскохозяйственных животных: - медленное охлаждение до -70;-80 град. С, при котором происходит дегидратация с последующим переходом в твердое состояние (метод медленного замораживания включает и медленное оттаивание эмбрионов, при котором дегидратация клеток протекает постепенно и их тонкая структура, а также биохимические и физиологические потенции остаются неповрежденными); - медленное охлаждение до -38;-40 град. С и затем быстрое замораживание в жидком азоте или в другом хладагенте. При такой технологии полной дегидратации клеток не происходит, и поэтому их оттаивают с повышенной скоростью, помещая контейнеры с эмбрионами сразу же из жидкого азота в водяную баню с температурой +25;+37 град. С. Весь процесс глубокого замораживания состоит из отдельных этапов, от которых зависит эффективность этого метода: получение эмбрионов, подготовка их к замораживанию, процесс замораживания, хранение в жидком азоте, оттаивание, оценка жизнеспособности эмбрионов по морфологическим признакам или культивированию и пересадка их реципиентам. Е. М. Тойшибековым, Т. Н. Салыкбаевым [51] и другими изучалось влияние витрификации на приживляемость эмбрионов овец. Изучена жизнеспособность ранних эмбрионов овец при воздействии верификационных растворов и витрификации. Полученные данные расширяют научные знания в фундаментальных аспектах криобиологии и призваны помочь в дальнейшем решить проблему сохранения ценных и исчезающих пород овец Казахстана, Как известно, для сохранения генетических ресурсов ценных и исчезающих пород животных изучаются различные аспекты криоконсервации гермаплазмы, в частности, криоконсервации эмбрионов овец. В настоящее время при криоконсервации эмбрионов изучается и разрабатывается новое направление витрификация. Это направление существенно отличается от криоконсервации по температурному режиму охлаждения и составу криопротекторов. В результате морфологической оценки эмбрионов были получены следующие результаты: из общего количества витрифицированных эмбрионов после оттаивания пригодными для дальнейшей трансплантации были признаны 14 эмбрионов, что составило 43,7 % от общего количества витрифицированных эмбрионов, которые были трансплантированы реципиентам. Из четырнадцати трансплантированных эмбрионов семь развились до рождения живых ягнят, приживляемость трансплантированных витрифицированнооттаянных эмбрионов составила 21,8 %. Таким образом, в результате исследований были получены научные данные о влиянии витрификации на морфологию эмбрионов овец. Несмотря на довольно низкий процент приживляемости эмбрионов (21,8 %), считаем необходимым продолжение исследований с применением различных витрификационных растворов, влияющих на морфологию и приживляемость эмбрионов при витрификации, а также применением новейшего специального оборудования, позволяющего изменять скорость охлаждения при витрификации до ЗООООСо/мин, используемого учеными США и Европы. Дальнейшие исследования в данном направлении расширят научные знания в фундаментальных аспектах криобиологии и помогут в дальнейшем решить проблему сохранения ценных и исчезающих пород овец Казахстана. Таким образом, накопленный криобиологический опыт дает возможность целенаправленно совершенствовать метод глубокого замораживания и оттаивания, обеспечивающий высокий процент выживаемости эмбрионов. В настоящее время для консервации эмбрионов применяют в основном два метода: криоконсервация и витрификация, которые различаются не только используемыми составами сред для замораживания, но и по скорости замораживания. Е. М. Тойшибековым [52] использована новая методика консервации эмбрионов овец при сверхнизкой температуре и ультрабыстрой витрификации. Изучена жизнеспособность ранних эмбрионов овец при воздействии сверхнизкой температуры и ультрабыстрой витрификации при использовании нового оборудования VIT-Master. Установлено, что ультрабыстрое замораживание уменьшает вероятность формирования кристаллов льда. В этом исследовании показана эффективность витрификации при комбинированном использовании сверх охлажденного LN и криопетли (cryoIoop). Предложенный метод является быстродействующим и эффективным для криосохранения эмбрионов в программах по сохранению генетических ресурсов животных. Исследования показали, что эмбрионы овец способны перескочить через опасную температурную зону при ультра быстрой скорости замораживания, сохраняя свою способность к дальнейшему развитию. Объем витрификационного раствора, используемый в витрификации с применением криопетли (cryoloop) является достаточно небольшим, чтобы усилить успех витрификации и также избежать возникновения потенциальных повреждений эмбрионов в течение процесса замораживания. Как известно, для сохранения биоразнообразия генетических ресурсов животных большее внимание уделяется разработке метода сохранения ex situ – путем создания банков глубокозамороженного генетического материала (гамет и эмбрионов). Для криоконсервации эмбрионов разрабатываются оптимальные составы криопротекторов и температурные режимы замораживания, которые позволят увеличить приживляемость криоконсервированных эмбрионов. Целью исследований было изучить влияние различных криопротекторов, в частности этиленгликоль (ЭГ) и диметилсульфоксид (ДМСО) на приживляемость замороженно-оттаянных эмбрионов овец. В качестве доноров эмбрионов были использованы ярки породы казахский архаромеринос в количестве 10 голов. В качестве реципиентов были использованы полновозрастные 3,5-4,5 летние овцематки едилбаевской породы. Были сформированы две группы замороженно-оттаянных эмбрионов, замороженные различными криопротекторами ЭГ и ДМСО: 1. Замороженно-оттаянные эмбрионы, замороженные с использованием криопротектора Этиленгликоль/глицерин (группа – Э/Г); 2. Замороженно-оттаянные эмбрионы, замороженные с использованием криопротектора Диметилсульфоксид/глицерин (группа – ДМСО). Общее количество эмбрионов подвергшихся оттаиванию составило 34, из них: 17 эмбрионов замороженных с использованием криопротектора этиленгликоль/глицерин (Э/Г) и 17 эмбрионов замороженных с использованием криопротектора диметилсульфоксид (ДМСО). Была проведена морфологическая оценка качества эмбрионов после замораживания-оттаивания с целью выявления их полноценности для дальнейшей трансплантации. В результате чего было выявлено, что из 17 замороженнооттаянных эмбрионов (группа Э/Г) после морфологической оценки были признаны пригодными для дальнейшей трансплантации 14 эмбрионов, что составляет 82,3 % от общего количества эмбрионов этой группы и признаны непригодными 3 эмбриона (17,7 %). Из группы ДМСО, состоящей из 17 замороженно-оттаянных эмбрионов, по морфологическим признакам выявлены 11 эмбрионов пригодных для трансплантации, что составило 64,7 % от общего количества эмбрионов данной группы и непригодными признаны 6 эмбрионов (35,3 %). Эмбрионы, пригодные морфологическим признакам, были трансплантированы хирургическим путем по одному эмбриону 25 реципиентам, находящимся на одинаковой стадии полового цикла по срокам развития трансплантируемых эмбрионов. Данные Е.М.Тойшибекова [53] свидетельствуют о том, что применение при криоконсервации эмбрионов овец этиленкгиколя и глицерина на фосфатно-солевом буфере дает хорошие результаты. Группы эмбрионов замораживали с использованием в качестве криопротектора этиленгликоля (Sigma, USA) (концентрацию доводили до 1,5М) и глицерина (Sigma, USA) (концентрацию доводили до 1,ОМ) на фосфатно-солевом буфере Дюльбекко (DPBS, Sigma, USA). Для замораживания использовали программируемый замораживатель. Оттаивание производили на водяной бане при температуре +38°С. Затем эквилибрировали эмбрионы в растворах с понижающей концентрацией этиленгликоля/глицерина и понижающей концентрацией сахарозы с экспозицией по 5 минут в каждом растворе. Отмытые эмбрионы суспензировали 20 минут в фосфатно-солевом буфере Дюльбекко при комнатной температуре. Затем проводили морфологическую оценку эмбрионов на разных стадиях развития. Количество эмбрионов, пригодных для дальнейшей трансплантации, на стадиях развития морула и бластоциста составило 64,3 и 66,7 процентов соответственно. Полученные результаты опыта свидетельствуют о том, что при криоконсервации эмбрионов на разных стадиях развития необходимо учитывать морфологические признаки и использовать для криоконсервации эмбрионы, находящиеся на стадиях морулов и бластоцистов. Это связано с тем, что у эмбрионов овцы весьма чувствительной областью к замораживанию является zona pellucida, которая часто повреждается. Однако если в процессе криоконсервации морулы и бластоцисты их бластомеры не повреждаются, то частичное повреждение zona pellucida не влияет на трансплантацию эмбрионов, находящихся в названных стадиях, но оказывает отрицательное действие на эмбрионы, находящиеся на более ранних стадиях развития. Изучение приживляемости эмбрионов различных групп проводилось на основе рождения полноценных ягнят от овцематок-реципиентов. Из общего количества реципиентов 14 голов, которым были трансплантированы замороженно-оттаянные эмбрионы (группа Э/Г), показали, что были рождены 7 голов ягнят-трансплантатов, что составляет от общего количества 17 эмбрионов 41,1 %. Из замороженно-оттаянных эмбрионов (группа ДМСО) родилось 5 голов, что составило 29,4 %. Таким образом, был выявлен процент приживляемости. Был проведен анализ приживляемости замороженнооттаянных эмбрионов групп Э/Г и ДМСО, который наглядно показал, что применение криопротектора ДМСО имеет более низкий процент приживляемости эмбрионов овец на стадии морула. Авторы [54] считают, что наиболее целесообразным продолжить исследования по изучению влияния различных криопротекторов, а также концентраций их составляющих, для получения наиболее оптимальных криопротекторов для криоконсервации эмбрионов овец. В работе А. А. Тореханова. [55] обсуждаются проблемы биотехнологии сельскохозяйственных животных с ее основными разделами генной клеточной инженерии. Разработаны технологические приемы искусственного осеменения сельскохозяйственных животных который, позволил создать новые генотипы животных. Наилучшая технология криоконсервации семени быков, соответствующая мировому стандарту применяется в племенном центре «Асыл-Тулiк». Семя замораживается в маркированных паеттах обеспечивающий асептичность, высокую выживаемость и долговечность семени. Использование этого семени даст значительную прибавку молока у дочерей. Создана и работает специальная лаборатория по трансплантации эмбрионов коров. Отмечено, что будут начаты исследования по получению трансгенных животных, птиц и рыб. Планируется проведения комплекса работ по клонированию и генной инженерии. Это криоконсервация и оплодотворение ооцитов, определение пола ранних эмбрионов, ретовирусная система переноса гена в молочную железу, интеграция плазмидных генноинжинерных конструкции в геномы животных, будет создан банк данных выдающихся особей сельскохозяйственных животных. В целом это будет новый этап развития аграрной науки Казахстана, ориентированный на выход в международный рынок. За последние 10 лет овцеводство республики пополнилось 5 новыми породами и 5 типами: казахская и акжаикская породы полутонкорунных овец, казахские курдючные овцы с осветленной шерстью 3 типов, австралийские мериносы, сарыаркинская порода, бирликский и суюндукский типы едилбаевских овец. Казахские полутонкорунные овцы созданы путем максимального использования баранов, полученных путем трансплантации эмбрионов, которые имели более высокие адаптивные свойства. Исследовательским центром овцеводства впервые были проведены эксперименты по трансплантации замороженных эмбрионов, доставленных из Австралии, и использованию замороженного семени баранов породы авасси, завезенной из Израиля [56]. Одной из отечественных локальных пород в нашей стране является каракульская порода овец, обладающая целым рядом ценнейших и уникальных генетических качеств, обеспечивающих их адаптацию к сложным, часто весьма экстремальным условиям среды. К сожалению, в настоящее время идет сокращение внутрипородного разнообразия, и эта уникальная порода овец нуждается в защите. Длительное хранение эмбрионов животных в жидком азоте позволяет решить эту сложнейшую проблему в ближайшее время. В результате проведенных исследований установлено, что уровень сохранности эмбрионов каракульских овец после 3-месячного хранения в среднем составляет 86,4 %, после 6месячного – 84,8 и после 12-месячного – 72,9 %. При этом криоустойчивость эмбрионов отличного и хорошего качества доходит до 97,5 и 95,8 %. Это доказывает возможность хранения эмбрионов особо редких генотипов каракульских овец длительное время [57]. Исследовательский центр овцеводства проводит исследования по совершенствованию методов воспроизводства овец, которые включают разработку новых синтетических сред для кратковременного и длительного хранения спермы, совершенствование методов получения и криоконсервации эмбрионов и яйцеклеток. Предложен новый способ замораживания спермы в соломинках объемом 0,25 мл непосредственно в сосуде Дьюара, который позволил значительно сократить расход жидкого азота. Разрабатываются способы криоконсервации спермы в пластиковых пробирках и соломинках объемом 1,5-2,0 мл, которые позволят ускорить и упростить маркировку и фасовку семени и увеличить производительность. Представлен способ двукратного замораживания спермы, который позволяет более быстро и точно определять наиболее эффективные составы при разработке новых синтетических сред для криоконсервации спермы. В 2001-2005 годах от высокопродуктивных баранов разных пород заготовлено 22,5 тыс. доз замороженного семени. Показана возможность получения ягнят-трансплантатов путем прямой пересадки яйцеклеток овце-реципиенту с интактным фолликулом и последующим осеменением реципиента [58]. Авторы [59] отмечают, что биотехнология в рамках воспроизводства животных охватывает целый ряд мероприятий, основанных на фундаментальных достижениях в исследованиях репродуктивной функции ее регуляции, и становится основой для ускоренного размножения высокопродуктивных животных с целью лучшего использования их биологических резервов. Проведена работа по трансплантации эмбрионов у овец дегересской, казахской грубошерстной и казахской тонкорунной пород. Изучение живой массы показало, что скорость роста у овец-трансплантатов за постнатальный период их развития проходила более интенсивно в сравнении с контрольной группой сверстников-полусибсов, полученных традиционным путем. Установлено, что в расчете на одну матку-донора от молодняка трансплантатов (баранчики и ярочки дегересской и казахской грубошерстной пород) в возрасте 5 мес. произведено молодой ягнятины больше, чем при обычном методе размножения. Соблюдение правильной биотехнологии криоконсервации и пересадки эмбрионов позволит обеспечить стельность реципиентов на том уровне, что и при пересадке свежеполученных эмбрионов. Вместе с тем метод криоконсервации в будущем существенно может быть упрощен или вообще можно отказаться от удаления криопротектора и пересаживать эмбрионы реципиентам непосредственно после оттаивания без дальнейших манипуляций. По прогнозу специалистов, криоконсервированные эмбрионы могут храниться десятки и сотни лет. 3.7. Эмбриобанк для сохранения генетических ресурсов М. М. Тойшибеков и др. [60] отмечают, что потеря наиболее ценной племенной части сельскохозяйственных животных за последние 20 лет в Казахстане вызывает особую тревогу. В связи со сложившейся ситуацией становится сверхактуальной разработка научных основ сохранения аборигенных (местных) пород и популяций животных, представляющих особую генетическую и социальную ценность. Возникла настоятельная и неотложная необходимость разработки научных основ долгосрочного сохранения и перманентного ускоренного воспроизводства редких и ценных генотипов всех видов и пород животных Казахстана. Отмечено, что разработка криогенной технологии сохранения генома животных и диких их сородичей способствует широкому международному обмену геноматериалом, созданию банка их генофонда. Выполнение проекта имеет стратегическое значение в решении проблем сохранения исчезающих генотипов животных и обеспечения продовольственной безопасности страны. Достижения биотехнологии позволяют положить на неограниченное хранение в жидком азоте по 200 эмбрионов и 1 тыс. доз спермопродукции, для гарантированного возобновления в случае необходимости любой породной группы домашних животных и почти всех млекопитающих, которым грозит уничтожение [61]. В работах А. А. Тореханова, К. Канапина [62] рассматриваются вопросы сохранения породного генофонда овец. Показано, что наибольшее сокращение претерпевали тонкорунные и полутонкорунные породы. Приведены задачи селекционных центров по сохранению малочисленных и исчезающих пород, типов и отродий овец, а также методы их сохранения и этапы работ. Отмечено, что для сохранения генофонда исчезающих пород сельскохозяйственных животных имеются два пути: создание генофондного хранилища спермы; организация коллекционного стада. Важность программы по созданию банка генов эмбрионов и семени баранов исчезающих и малочисленных пород, типов и линий овец соответствует поручению главы Правительства «О создании национального хранилища генетических ресурсов растений и животных» уникального комплекса, соответствующего международным стандартом, вместимостью 500 тыс. растений и генетических материалов животных. Выполнение этих задач государственной важности требует совершенствования достигнутых уровней биотехнологии, разработки новых приемов повышения темпов воспроизводства стада. Здесь главное – получить потомство от высокоценных производителей и предков по материнской линии, которые при минимальных затратах дают больше продукции. Первостепенная роль должна отводиться апробированным методам биотехнологии, таким как отбор и использование генетически ценных производителей, включая опыт зарубежных стран. Метод заготовки кратковременного и длительного хранения спермы и трансплантации эмбрионов позволяет реализовать потенциал значительных генетических ресурсов, использовать производителей и овцематок не только в сезон осеменения, но и практически круглый год, доставлять криоконсервированную сперму в крестьянские и фермерские хозяйства, где отсутствуют племенные производители высокого качества. Проведение этих работ значительно увеличит получение потомков от выдающихся животных и, соответственно, шире распространит желательные генотипы в популяции. В 2005 г. заготовлено семени в соломинках для коктейля всего 5657 доз, в т.ч. южноказахский меринос – 227, казахской курдючной полугрубошерстной породы каргалинского типа – 1067, казахской курдючной с черной головой – 140, сарысуйского типа сарыаркинской породы – 665, казахской тонкорунной – 892, архаромериносов – 297, типа гемпшир – 687, едилбаевской породы – 752, курдючной с белой шерстью – 927 доз. На современном этапе при замораживании семени баранов предложено немало различных синтетических сред. В лаборатории биотехнологии воспроизводства сельскохозяйственных животных исследовательского центра овцеводства разработаны среды (А. с. N 698617 и патент N 5086), обеспечивающие 4-5 баллов подвижности у заморожено-оттаянного семени барана. Была поставлена задача – увеличить защитные свойства среды, позволяющие повысить подвижность и оплодотворяющую способность замороженного семени. Изучили биологические буферы и обнаружили, что одним из наиболее подходящих буферов, с хорошей буферной емкостью в пределах рН 5,8-7,2 является буфер «бис-трис». Было обнаружено, что некоторые аминокислоты предохраняют белки и фосфолипиды растительного и животного происхождения, включая сперматозоиды барана, от вредного воздействия криоконсервации. С этой целью решили ввести в состав синтетической среды аминокислоту аргинин, обладающую криозащитными и антиоксидатными свойствами. Отмечено, что среда бис-трис с аминокислотой аргинин достоверно повышает подвижность замороженно-оттаянного семени барана [63]. Подготовка спермы к замораживанию заключается в ее разбавлении, цель которой – создание окружающей среды, которая может защитить половые клетки от повреждений в процессе криоконсервирования. Кроме того, при разбавлении увеличивается объем, что дает возможность разделить эякулят хряка на несколько спермодоз. После получения спермы, ее как можно быстрее нужно разбавить, чтобы предотвратить процессы интоксикации. Среда для разбавления спермы хряков должна содержать такой набор осмотически активных компонентов, которые в определенных соотношениях могли бы обеспечить спермиям оптимальные физико-химические параметры (рН, осмолярность, соотношение полярных и неполярных соединений, ионов и др.)., а также температурного шока, криоповреждений и микробной контаминации. Кроме процесса разбавления спермы, существует ряд технологических приемов, позволяющих подготовить сперму к глубокому замораживанию. К таким приемам относятся различные способы инкубации спермы, применение анаэробных условий, введение антиоксидантов. Кроме того, для лучшей переживаемости спермиев при криоконсервировании используют и различные приемы концентрирования спермы (фильтрацию, отстаивание, центрифугирование), а также способы разбавления спермы. В настоящее время разработано три варианта криопротекторной обработки спермы: первый – без концентрирования сперматозоидов; второй – с концентрированием сперматозоидов; третий – диализом. При сравнении трех способов обработки спермы перед замораживанием установлено, что наилучшие результаты по подвижности, выживаемости, сохранности акросом спермиев при замораживании – оттаивании наблюдаются при диализной обработке спермы. При невозможности обработать сперму с помощью диализа хорошие показатели наблюдаются при использовании концентрированной разбавленной спермы, полученной от хряков-производителей мануальным способом. [64]. Сохраняя сперму или яйцеклетки, можно долго хранить форму генетической информации. Однако для восстановления популяции требуется длительное время. Но хранение спермы – очень дешевый метод и легко осуществим в обычных программах разведения животных. Сохранение пород методом разведения стад является очень дорогим методом и требует огромного энтузиазма селекционеров. Кроме того, инбридинг и болезни могут влиять на качество этих генетических ресурсов. Автор [65] отмечает, архары, обитающие на территории Казахстана, занесены в Красную книгу Казахстана и нуждаются в особой защите государства. Показано, что численность этих животных с каждым годом падает. В настоящее время принимаются срочные меры по сохранению существующих видов архаров во всем их генетическом многообразии. Одним из перспективных методов сохранения генофонда исчезающих видов диких и домашних животных является метод глубокого замораживания сперматозоидов. Целью настоящей работы является, отработка методики замораживания семени архара. Для проведения экспериментов были отобраны семенники убитых архаров во время коммерческой интерохоты. После двух-трехнедельного пребывания в замороженном состоянии, часть семени была оттаяна для осеменения подопытных овец. При этом они были изучены на подвижность. Установлено, что процесс замораживания и оттаивания оказывает определенное отрицательное влияние на жизнеспособность семени архаров. При этом степень этого влияния значительно варьирует в зависимости от качества сред, используемых для разбавления и замораживания. Лучшие показатели получены при использовании состава среды N 1(среда для замораживания спермиев). Если подвижность спермиев, разбавленных средой N 1, до замораживания составляла 70 %, то после оттаивания – 50 %. Это значит, что активность потеряна у 20 % спермиев, тогда как при использовании среды N 2, подвижность теряется у 33,3 % спермиев. В Казахстане сформировались некоторые приоритеты в программе исследований по биотехнологии. Это искусственное осеменение, криоконсервация гамет, трансплантация эмбрионов, получение трансгенных животных. Человечество всегда мечтало о возможности получения потомства от предков, которых нет в живых. Это осуществилось, когда был разработан метод криоконсервации спермы баранов-производителей в жидком азоте при температуре – 196 град. С. Проведены три опыта по применению замороженной спермы со сроком хранения 7, 8 и 9 лет. Проведенные три опыта показали, что можно использовать замороженную и сохраненную в течение 7-9 лет сперму баранов полутонкорунных пород с целью освежения крови разводимых в Казахстане овец. При этом суягность составляет 30,3-59,4 %, а плодовитость 112,7-133,1 %. Учитывая дороговизну существующих методов хранения спермы баранов, разработана синтетическая среда, которая сохраняет высокую выживаемость и оплодотворяющую способность спермы баранов-производителей в течение нескольких суток, с подвижностью спермиев более 7 баллов при температуре окружающей среды, без применения хладагентов и пищевых продуктов. Разработанная среда для пролонгации выживаемости спермы легко готовится и отличается дешевизной. Она позволяет транспортировать разбавленную сперму в течение 3 суток, при температуре окружающей среды в любые хозяйства. Это показывает на перспективность данной технологии, особенно для новых сельхозформирований и фермерских хозяйств. Метод криоконсервации семени проводится на баранах аборигенных пород, чингизская и чуйская. При этом учтено особая ценность по приспособленности этих овец в Казахстане [66]. Значительная роль в разведении овец отводится использованию барановпроизводителей, которые могут обеспечить максимальный генетический прогресс в породе. Поэтому необходимо использовать как оцененных по потомству баранов улучшателей, так и не оцененных, но обладающих высокими фенотипическими достоинствами. Особую важность это приобретает в связи с широким внедрением в практику метода замораживания семени баранов-производителей. Исследовательским центром овцеводства разрабатываются методики длительного хранения спермы баранов в жидком азоте. В результате установлено, что для глубокого замораживания спермы баранов-производителей в жидком азоте пригодна синтетическая среда N 2. Разработанная среда отличается антиоксидантным свойством и позволяет замораживать сперму баранов независимо от породы и направления продуктивности. В связи с расширением поиска и внедрением в практику современных методик замораживания и длительного хранения семени производителей, актуальное значение приобретает изучение качества семени и его оплодотворяющей способности в зависимости от времени года. Изучена оплодотворяемость казахских курдючных грубошерстных овец, осемененных замороженно-оттаянным семенем баранов породы авасси. В опыте использовали густое семя с подвижностью не ниже 8 баллов и концентрацией не менее 2,5 млрд./мл. Качество семени оценивали визуально (объем, цвет и концентрация). Для эксперимента использовались овцематки в возрасте 4-4,5 лет из двух отар, которые расположены примерно в 10 км друг от друга и имеют одинаковые условия кормления и содержания. Цервикальное осеменение овец замороженно-оттаянным семенем проводили с помощью шприца полуавтомата и влагалищного зеркала. При двукратном осеменении овцам вводили в шейку матки по 0,2 мл оттаянного семени утром (8-10 ч.) и вечером (1618 ч.). При однократном осеменении овцам вводили по 0,4 мл семени через 10-16 часов после выявления охоты. В двух отарах цервикальному осеменению подвергалось 284 овец, в том числе в первой отаре 136, во второй 148 и свежеполученной спермой 14. Отмечено, что лучшие результаты получены при выборке овец утром и осеменении их вечером спустя 10-11 часа, суягность овец составила 58,8 %. Всего по двум отарам суягными оказались 133 (47,3 %) овцематок. Таким образом, эксперименты показали возможность длительного хранения семени баранов-производителей в жидком азоте без снижения его качественных показателей. Проблема криоконсервации генетических ресурсов привлекает внимание не только криобиологов, но и других специалистов ввиду ее фундаментальности и практической значимости для человека, животного и растительного мира [67]. В настоящее время имеются существенные достижения в совершенствовании метода длительного хранения спермы животных в глубокозамороженном состоянии. С целью экономии расхода жидкого азота был испытан способ замораживания спермы баранов-производителей в алюминиевых пакетиках в горловине или же самом сосуде Дьюара. Среда для разбавления (патент 5182), степень разбавления 1:3, расфасовка по 1,5; 3,0; 4,5 мл. Эквилибрация 1,5-2,0 часа. Замораживание в горловине сосуда Дьюара в течении 4-5 минут, затем погружение в жидкий азот для длительного хранения. Ширина пакетика – 1,5, а длина – 7,5 см. Было проведено 37 опытов. При 1 сантиметре над поверхностью жидкого азота в 5 опытах подвижность разбавленного семени составила при объеме 1,5 мл – 8,4 балла, при объеме 3,0 мл в 4 опытах – 7,25 балла, при объеме 4,5 мл в 4 опытах – 7,25 балла, а размороженного соответственно 4,4-4,0 балла. При 5 сантиметрах над поверхностью жидкого азота подвижность разбавленного семени составила при объеме 1,5 мл в 5 опытах- 8,4, при объеме 3,0 мл в 4 опытах – 7,5, при объеме 4,5 мл в 4 опытах – 7,5 балла, а размороженного соответственно 4,8-4,7 – 5,0 балла. При 10 сантиметрах над поверхностью жидкого азота подвижность разбавленного семени составила при объеме 1,5 мл в 5 опытах – 8,4, при объеме 3,0 мл в 3 опытах – 7,33, при объеме 4,5 мл в 3 опытах – 7,33 балла, а размороженного соответственно 3,8-3,83 – 4,0 балла. Таким образом, наиболее приемлемым является замораживание спермы барановпроизводителей в алюминиевой фольге на расстоянии 5 сантиметров над поверхностью жидкого азота в горловине сосуда в течение 4-5 минут объемом 1,5-4,5 мл. При замораживании спермы объемом более 3,0 мл необходим двойной слой фольги [68]. В странах СНГ наиболее широко используется замораживание спермы в форме гранул объемом 0,1-0,2 мл на поверхности охлажденной фторопластовой пластины. Этот метод имеет следующие недостатки: высокий расход жидкого азота, гранула семени имеет открытую поверхность и не защищена от загрязнения и механических повреждений, миграция раствора спермиев с одной лунки на другую при замораживании, невозможность маркировки индивидуальных гранул, неодинаковый объем гранул при расфасовке с помощью шприца. За рубежом более широкое применение получило замораживание спермы в соломинках объемом 0,25 и 0,5 мл с помощью компьютеризированных программных замораживателей, недостатками которых являются дороговизна, высокий расход жидкого азота и медленный режим замораживания. В лаборатории воспроизводства исследовательского центра овцеводства был разработан новый способ замораживания семени в соломинках объемом 0,25 мл. Был определен оптимальный режим замораживания соломинок непосредственно в сосуде Дьюара. Преимуществом этого способа замораживания является пониженный расход жидкого азота, доступность материалов и простота изготовления инструментов для замораживания семени. С использованием нового способа было заморожено около 3 тыс. доз семени, при этом подвижность оттаянного семени составила 4-6 баллов. Основным недостатком замораживания семени в соломинках объемом 0,25 мл является трудоемкость при расфасовке и маркировке соломинок. Маркировочная линия IVM французского производства является очень дорогой (20 тыс. евро). В исследовательском центре овцеводства был испытан способ замораживания спермы баранов в алюминиевых пакетиках непосредственно в сосуде Дьюара. Подготовку семени к замораживанию проводили по обычной технологии, замораживание – в сосуде Дьюара в течение 4-5 мин. на высоте 1; 5 и 10 см от поверхности жидкого азота, затем семя погружали в жидкий азот. Было установлено, что наиболее высокую подвижность имело семя, замороженное на расстоянии 5 см над поверхностью жидкого азота. При замораживании спермы объемом 4,5 мл пакетики в некоторых случаях лопались. Поэтому для замораживания семени объемом 4,5 мл необходимо изготавливать пакетики из двойного слоя фольги. Всего от высокоценных баранов-производителей с использованием этого способа было заготовлено около 4 тыс. доз семени. Недостатками замораживания семени в пакетиках из фольги являются: контакт спермы с алюминием, который токсичен для семени, трудоемкость изготовления пакетиков и неудобство их складирования и хранения. В связи с вышеизложенным, разработан новый способ замораживания семени в больших соломинках для коктейля диаметром 0,5 см. Объем соломинки составляет 2,5-3,5 мл. Установили оптимальный режим замораживания в таких соломинках непосредственно в сосуде Дьюара и заморозили 6 тыс. доз семени. Подвижность оттаянного семени, замороженного таким способом, составляет 5-6 баллов. Таким образом, разработано два новых способа замораживания спермы в минисоломинках объемом 0,25 мл и больших соломинках объемом 2,5-3,5 мл. Минисоломинки целесообразно использовать для заготовки спермы от особо ценных баранов для последующего осеменения лапароскопическим способом, тогда как оттаянную сперму из больших соломинок более удобно использовать для цервикального осеменения [69]. Исследовательским центром овцеводства разработана среда для хранения спермы при плюсовой температуре, условно названная ФСК (фосфатно-сульфатнокомплексонатная). Выживаемость спермиев в этой среде при комнатной температуре составила 665 условных единиц, или 136 ч при снижении подвижности спермиев с 9 до 7 баллов. В производственном опыте при осеменении 80 маток суягность овец после первичного осеменения составила при хранении семени до 8 ч – 62,3 %, при хранении до 32 ч – 50,0 и при хранении до 56 ч – 45,5 %. Следовательно, среда ФСК обеспечивает высокую выживаемость спермиев [70]. Для изучения оплодотворяющей способности свежеполученного, разбавленного и замороженного семени в период случной кампании осеменено соответственно 626, 344, и 66 маток в дозе 0,05; 0,1 и 0,2 мл. Процент оплодотворяемости определялся по количеству перегулявших маток, а плодовитость – по результатам ягнения. Установлено, что оплодотворяемость маток, осемененных свежеполученным семенем, была выше по сравнению с разбавленным на 2,9, а с замороженным на – 15,8 %. Выход ягнят в расчете на 100 объягнившихся маток соответственно на 7,3 и 25,9. Отмечено, что использование замороженного семени на производственном поголовье оказалось менее эффективным. Однако, учитывая то, что накопление семени производится от выдающихся в племенном отношении баранов и получая в течение года более 13000 овцедоз семени, можно с успехом использовать замороженное семя для ускорения темпов селекционной работы на племенной части стада. Целесообразность использования баранов-производителей в течение года подтверждается расчетом экономической эффективности, который проводился по прямым затратам на корма в период научно-хозяйственных опытов и стоимости продукции баранов-производителей: прирост массы тела, шерсть, овцедозы семени [52]. В работе А. А. Тореханова [71] обобщены наиболее важные положения содержания, кормления и обслуживания быков. Полностью раскрыты вопросы организации получения, криоконсервации и хранения семени быков-производителей. Предложены принципы налаживания технологии получения и криоконсервации доброкачественного семени. Даны рекомендации по улучшению результативности искусственного осеменения крупного рогатого скота. Материалы по совершенствованию содержания, кормления и обслуживания быков, а также по получению, замораживанию качественного семени и его длительному хранению разработаны и использованы в процессе формирования производственно-технологической базы республиканского племенного центра АО «Асыл-Тyлik». Г. Т Садыгожаева [72] отмечает, что одним из перспективных мероприятий в развитии молочного скотоводства является широкомасштабное внедрение искусственного осеменения. В 2004 г. в республике работало всего 1400 пунктов с охватом осеменением 19 % хозяйств по разведению КРС. Из 2,2 млн коров искусственно осеменяется ежегодно только 418 тыс., что совершенно недостаточно. Запас замороженного семени в республике составляет около 8 млн доз. При 50 %-ном охвате поголовья искусственным осеменением, этого семени хватит только на 2 года. Следовательно, одной из задач сельскохозяйственного сектора является выявление быков-улучшателей и расширение объема заготовки криоконсервированного семени. При отсутствии такой работы в настоящее время отдельные хозяйства вынуждены использовать импортируемое семя. В этой связи на современном этапе особую ценность имеет работа по использованию криоконсервированного семени быков-производителей зарубежной селекции. Учитывая названные причины были проведены опыты в следующих хозяйствах: п/з «Каменский», СХПК п/з «Алматы» и АПК «Адал». При этом учитывался опыт США по использованию криоконсервированного семени. По последним данным в США работает более 60 центров, ежегодно осеменяющих 6,9 млн коров (в среднем на одного производителя приходится 2816 коров). В результате научно-исследовательских работ, проведенных в 2002-2004 гг. по использованию криоконсервированного семени 23 быков 4 молочных пород, в трех хозяйствах Алматинской области получено 2237 генетически ценных телят. При этом был значительно обновлен генофонд молочного скота и установлена высокая эффективность использования криоконсервированного семени. Внедрение в практику овцеводства метода длительного хранения спермы баранов коренным образом перестраивает организацию искусственного осеменения овец. Использование замороженной спермы в овцеводстве экономически оправдано, так как значительно сокращаются трудовые и материальные расходы. Барановпроизводителей можно использовать независимо от их места нахождения и расстояния, провести обмен спермой между хозяйствами как внутри страны, так и между зарубежными странами. В работе К. Р. Сатиевой [73] указано, что одной из важных задач селекции является создание новых пород и стад овец, сочетающих высокую плодовитость, мясную и шерстную продуктивность и хорошую приспособленность к местным природноклиматическим условиям. Одним из возможных путей создания такого типа является скрещивание различных пород и групп овец. Благодаря выяснению специфики спермиев барана, анатомо-гистологических особенностей строения цервикального канала овец, разработке высокоэффективных защитных сред, кратности и времени осеменения к настоящему времени в нашей стране предложены комплексные технологии по криоконсервации спермы барана. Сохраняемость биологических свойств спермиев в глубокозамороженном состоянии зависит от возраста, породных, индивидуальных и других особенностей производителя. Кормление, содержание и эксплуатация производителей являются наиболее мощными факторами, влияющими на качество спермопродукции и на способность спермиев сохранять оплодотворяющую силу в замороженном состоянии. В этой связи весьма интересным является научная работа с применением замороженной спермы баранов породы авасси, разводимые в Израиле. Улучшение качества стада, повышение его продуктивности возможно только при рациональном и долгосрочном использовании высокоценных баранов-производителей. Поэтому особый интерес представляет метод глубокого замораживания и длительного хранения спермы в жидком азоте, позволяющий брать сперму от баранов в течение 7-9 месяцев, а иногда и всего года, хранить ее годами и создавать большие запасы генетического материала. В связи с расширением поиска и внедрением в практику современных методик замораживания и длительного хранения семени производителей, которые способствуют более полному их использованию, актуальное значение приобретает изучение качества семени и его оплодотворяющей способности. Цервикальное осеменение казахских курдючных овец замороженно-оттаянным семенем баранов породы авасси со сроком хранения один год проводилось в двух группах овец, в Абайском районе Восточно-Казахстанской области. Всего осеменено 114 овцематок, в том числе в первой группе 73, во второй 41. Отмечено, что живая масса ягнят, полученных в первой группе составила у баранчиков 5,6 кг с колебанием 4,9-6,1, а у ярочек соответственно 4,9; 4,5-5,8, во второй группе – 5,1 с колебанием 4,0-6,0, а у ярочек 5,2 кг. Результаты проведенных опытов свидетельствуют о возможности длительного хранения спермы баранов в целях рационального и долгосрочного использования баранов-производителей. Благодаря исключительной эффективности метода криоконсервации спермы как средства практической реализации крупномасштабной генотипической селекции он стал основным элементом национальных программ развития животноводства большинства стран мира. Находясь в одинаковых условиях кормления и содержания, помесный молодняк по основным продуктивным показателям и биологическим свойствам стоят на уровне казахских курдючных полугрубошерстных. В настоящее время метод криоконсервирования зародышей является наиболее перспективным при достаточном хранении генетического материала. 3.8. Разделение эмбрионов Разделение эмбрионов с последующей их пересадкой реципиентам позволяет получать монозиготных (идентичных) животных, имеющих не только одинаковый пол, но и новый генотип. Это новый экспериментально разработанный метод, который уже используется в рамках работ по трансплантации эмбрионов, существенно повышает многоплодие крупного рогатого скота. Экспериментальному получению идентичных близнецов способствовали достижения фундаментальных исследований ранних стадий эмбриогенеза, показавших тотиногентность клеток (т.е. их способность развиваться в полноценный организм) ранних эмбрионов и возможность воздействия на них посредством микрохирургических манипуляций. В настоящее время установлено, что основным методом хранения половинок эмбрионов, позволяющим надежно и долговременно их сохранять, является глубокое их замораживание. Этот метод дает возможность создавать большие массивы близнецовдвоен одновременно. Последнее обстоятельство имеет большое значение для селекции крупного рогатого скота, так как на больших массивах монозиготных двоен, полученных в короткие сроки, можно наиболее точно по сравнению с существующими методами оценить генетический прогресс в популяции на протяжении нескольких поколений и тем самым надежно определить эффективность применяемых селекционных методов. При получении большого количества идентичных эмбрионов целесообразно часть их замораживать. Коров можно оценивать по собственной продуктивности и отбирать из них лучших в качестве матерей быков. Такой же метод пригоден и для воспроизводства ценных быков. После оценки генетические копии лучших быков можно извлечь из замороженного устройства и получить идентичных быков. Такая биотехнология позволяет получить чистую прибыль, которая была бы затрачена на содержание одного быка до его окончательной оценки по качеству потомства. М. С. Батырханов., А. А. Спанов [74] отмечают, что в последние десятилетия интенсивно велись работы по разделению эмбрионов сельскохозяйственных животных методами микроманипуляции. Согласно литературным источникам причиной развития однояйцевых двоен в естественных условиях является то, что в половом аппарате самки происходит разделение эмбриона на 2- и 8-клеточной стадиях на две равные половины, после чего они отделяются друг от друга и развиваются в отдельные эмбрионы, вследствие чего появляются двойни с одинаковыми генотипами. Следовательно, каждый бластомер имеет одинаковый набор хромосом. Этот фактор является основой предпосылкой для искусственного получения монозиготных двоен в практике животноводства. В настоящее время искусственное получение однояйцевых близнецов на основе микроманипуляции с ранними эмбрионами приобретает в воспроизводстве и селекции сельскохозяйственных животных большое практическое значение и позволяет решить ряд таких вопросов как повышение эффективности трансплантации эмбрионов; создание идентичной, генетически ценной группы животных; создание резерва генов с известными генотипическими и фенотипическими признаками (один из эмбрионов оценивается после рождения, а другие находятся в эмбриобанке). В связи с этим проводятся научноисследовательские работы по получению монозиготных двоен овец путем биопсии и культивирования (in vitro) изолированных бластомеров, извлеченных с эмбрионов на стадии 4; 6 клеток. Материалом для проведения эксперимента послужили эмбрионы, полученные после процедуры экстракорпорального оплодотворения ооцитов овец, извлеченных с фолликулов яичника убойных овцематок. Установлено, что микрохирургически выделенные из 4-6-клеточных эмбрионов бластомеры способны продолжать свое развитие. Был сделан вывод, что основным условием для успешного развития является наименьшее травмирование бластомеров при биопсии, скорость проведения микрохирургии, условия и состав среды для культивирования, а также качество отобранного эмбриона. Наибольший процент развития наблюдался при подсадке в пустую зону двух бластомеров. При биопсии из 6-клеточного эмбриона 4 бластомеров и подсадке их по 2 бластомера в зоны пеллюцида их развитие составляет в среднем 17-20 %, а оставленных в своей оболочке – 72-75 %. Следует отметить, что при культивировании внутренняя масса (бластомеры) монозиготных эмбрионов по размеру меньше, т.е. внутренняя полость зоны Пеллюцида заполняется не полностью как у обычного эмбриона. На данное время ведутся экспериментальные работы по усовершенствованию методики культивирования и биопсии бластомеров эмбрионов на разных стадиях развития, а также подбор и изготовление микроинструментов. Все изложенные выше результаты исследований позволяют сделать заключение о возможности значительного повышения многоплодия на основе получения монозиготных близнецов посредством микроманипуляции разделения ранних эмбрионов. ВЕТЕРИНАРНЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ С развитием биотехнологии появилась возможность использовать различные организмы, в том числе и растения, для производства вакцин, белков и ферментов, не существующих в природе. Принцип один: в организм вводится ген, который контролирует и обеспечивает синтез названных соединений. Налажено производство генноинженерными методами сывороток для профилактики и терапии многих опасных болезней: препаратов для повышения иммунитета животных. В этом случае используют бактерии, чаще всего E. coli, в которые вводят гены, контролирующие образование соответствующих соединений. С помощью таких вакцин удалось решить проблему бешенства [75]. По сообщению Ю. П. Смирнова и других [76] среди болезней опухолевой природы сельскохозяйственных животных наибольшую опасность представляет лейкоз крупного рогатого скота. Продукты, полученные от больных лейкозом животных, содержат аномальные метаболиты триптофана, лизина и других циклических аминокислот. Они обладают выраженными канцерогенными свойствами и являются вредными для здоровья человека. Поэтому лейкоз крупного рогатого скота представляет актуальную социальную, медицинскую и общебиологическую проблему, требующую научно обоснованного практического решения. Существенным достижением является получение трансгенных кроликов с интегрированным геном антисмысловой РНК вируса лейкоза. В течение более восьми поколений эти животные при заражении их вирусом лейкоза не заболевают этой болезнью, контроль поражается на 100 %. Сейчас стоит задача получить крупный рогатый скот с интегрированной данной конструкцией. Попытка создания вакцины не увенчались успехом. Создание трансгенного крупного рогатого скота с данным геном может решить эту сложнейшую задачу. Интеграция антисмысловых РНК к другим вирусам позволит создать популяции, генетически устойчивые к этим вирусным заболеванием. Направление по получению трансгенных животных, продуцирующих биологически активные вещества, получило практическое применение в медицинской, ветеринарной и пищевой промышленности. Хотя научные исследования в данном направлении ведутся и будут вестись. В центре биотехнологии ВИЖ получены трансгенные овцы, продуцирующие химозин в молочной железе, кролики, продуцирующие инсулин человека и т.д. [77]. Второе направление трансгенеза – получение трансгенных животных, генетически устойчивых к инфекционным заболеваниям. Примером служат трансгенные животные, полученные Центром биотехнологии ВИЖа. Полученные трансгенные кролики с интегророванными генами интерферона менее восприммчивы к вирусным болезням, в другом случае Мх ген мышей обеспечивает невосприимчивость их к гриппу. В последнее время активно развивается направление по получению трансгенных животных с интегрированными генами антисмысловой РНК, которые блокируют воспроизведение определенных вирусов. В центре биотехнологии ВИЖ получены трансгенные кролики, более 10 поколений которых устойчивы к заражению лейкозом. Возможно, что именно этот путь перспективен в борьбе с лейкозом КРС. В этом направлении, вероятно, возможно интегрировать гены, продуцирующие антитела и другие биологически активные вещества, определяющие устойчивость животных к определенным заболеваниям [77]. Широкое распространение клеточных культур и постоянно возникающие новые аспекты их применения обусловлены бурным прогрессом техники культивирования и появлением все большего числа клеточных линий. В настоящее время культуры клеток тканей и органов человека и животных используются в биологических исследованиях самых различных направлений. Важную роль клеточные культуры играют в биотехнологии, в производстве средств диагностики и специфической профилактики болезней сельскохозяйственных животных и птиц. В настоящее время большинство противовирусных препаратов производится с использованием первичных культур клеток из нормальных тканей различных видов домашних и лабораторных животных. При этом особое внимание уделяется усовершенствованию методов получения первичных клеточных культур и наиболее важному и трудоемкому процессу трипсинизации органов и тканей. Так же большое значение придается отработке оптимальных условий культивирования того или иного вида культур клеток [78]. Получение трансгенных растений-продуцентов вакцин является одним из перспективных направлений генетической инженерии. Исследования последних лет показали, что белки различных микроорганизмов можно успешно производить в растительных системах с сохранением их иммуногенных свойств. При переносе в геном растения чужеродные гены стабильно интегрируются и передаются потомкам. В настоящее время во многих лабораториях мира на основе трансгенных растений разрабатываются вакцины против различных болезней человека и животных [79, 80, 81, 82], многие из которых проходят клинические испытания и готовы к практическому использованию [83, 84, 85, 86]. В связи с этим особый интерес представляет получение вакцин на основе трнсгенных растений против оспы овец. В результате проведенных исследований определены антигенно активные белки вируса оспы овец. Проведена ПЦР амплификация гена ЕЕV099 вируса с использованием модифицированных праймеров. Размер амплифицированного фрагмента ДНК составил 650 п.н. Конструирован рекомбинантный вектор pY-EEV-TMV, содержащий ген белка EEV099 вируса оспы овец, проведен компьютерный анализ на наличие последовательностей донорных и акцепторных сигналов сплайсинга. Проведено секвенирование и анализ клонированного гена. Показана наработка специфического белка вируса оспы овец в бесклеточной системе из зародышей пшеницы. Распространение болезней может быть значительно ограничено при использовании трансплантации эмбрионов. Такие болезни, как блутанг, вирусная диаррея, ринотрахеит и вирусная лейкемия крупного рогатого скота были завезены в ряд стран при перевозке животных и семени. Более десяти последних лет эксперименты ведутся для того, чтобы определить, переносят ли эмбрионы патогенные факторы на своей поверхности или же болезнь проникает внутрь эмбрионов. Исследования, связанные с ветеринарными аспектами трансплантации эмбрионов, широко проводились в США. В республике введено Положение «О порядке ввоза, хранения и использования эмбрионов сельскохозяйственных животных, поступающих в республику по импорту». Согласно положению ввоз в республику эмбрионов допускается только с разрешения Главного управления ветеринарии через установленные пограничные контрольные ветеринарные пункты при наличии ветеринарных сертификатов, выданных ветврачами, состоящими на государственной службе страны-экспортера по соответствующей форме. Ветеринарный сертификат, выданной государственной ветеринарной службой страны-экспортера, не более чем за 10 дней до отправки эмбрионов, должен подтверждать, что племенные животные, от которых получены эмбрионы, здоровы и происходят из ферм, свободных в последние 12 мес. от инфекционных болезней (туберкулез, паратуберкулез, бруцеллез, лейкоз, инфекционный ринотрахеит, вирусная диарея, трихомоноз, энзоотический аборт, лептоспироз, микроплазмоз и др.). Эмбрионы, отобранные для экспорта, должны пройти карантин в течение 30 дней в стране-экспортере. За это время не должно быть отмечено инфекционных болезней среди животных центра по заготовке эмбрионов. Страна-покупатель проводит зоотехнический контроль приплода, полученного в результате трансплантации эмбрионов. Покупатель имеет право предъявить продавцу рекламацию в течение 18 мес., предъявив документы, обосновывающие несоответствие эмбрионов установленным правилам. ПЕРСПЕКТИВЫ РАЗВИТИЯ БИОТЕХНОЛОГИИ Биотехнология – это перспективное и приоритетное направление развития животноводства, направленное на скорейшее совершенствование существующих пород, видов животных и получение максимума продукции от сельскохозяйственных животных. Трансплантация эмбрионов животных привела к возникновению целого ряда новых направлений в области биотехнологии воспроизводства и вызвала необходимость шире и глубже изучить целый ряд очень интересных проблем. Многие из направлений биотехнологических исследований в ближайшее время могут быть использованы в практических целях совершенствования сельскохозяйственных животных. Апофеозом молекулярной генетики стала расшифровка генома человека. В настоящее время уже расшифрован геном многих живых организмов. Впоследствии была развернута работа по выделению и синтезу отдельных генов и интеграции чужеродных генов в геном микроорганизмов, растений и животных. Уже получены и изучаются многие животные с интегрированными генами других видов, так называемые трансгенные, организмы. Молочное скотоводство дает более 50 % сельхозпродукции. Интенсификация этой отрасли – важнейшая на ближайшие годы задача государственных органов АПК и специалистов. В успешном ее выполнении большую роль должно сыграть создание новых пород, типов, кроссов с использованием последних достижений науки. Генно-инженерная селекция – отличительная черта ХХI в. Это принципиально новые методы. Если раньше породы создавались на основе комбинаторики генотипов родителей разных исходных пород, то теперь появилась возможность с помощью биотехнологии в ускоренные сроки сочетать генотипы разных видов и даже родов. Речь идет о гибридизации и преодолении бесплодия гибридов, клонировании генотипов короврекордисток и получении трансгенных животных с новыми качествами. [87]. Генная инженерия животных развивается в нескольких направлениях. Одно из них – получение трансгенов с генами, влияющими на процессы обмена веществ, а следовательно, и на важнейшие хозяйственно-полезные признаки. Большое значение приобрело направление, связанное с получением трансгенов, генетически устойчивых к инфекциям. Наибольший объем исследований проводится в направлении создания трансгенных животных, производящих ценнейшие биологически-активные вещества для медицины. Развивается и еще интересное направление – получение трансгенных животных. Так, в ВИЖе уже в течение десяти поколений проводятся исследования хозяйственнополезных и биологических признаков свиней, в геном которых интегрирован ген рилизинг-фактора соматотропина, который повышает уровень гормона роста в организме. Этот тип трансгенных свиней характеризуется ускоренным ростом в более поздних стадиях развития (после достижения живой массы 120 кг), меньшим содержанием жира в туше и внутреннего жира [88]. Крупным разделом биотехнологии является клеточная инженерия. Проводятся исследования по оплодотворению яйцеклеток крупного рогатого скота вне организма. Искусственно оплодотворенные клетки, достигшие стадии бластоцисты, могут стать материалом для расширения базы трансплантации ранних эмбрионов наиболее ценных племенных особей. Говоря о трансгенных животных, следует отметить, что они характеризуются большим размахом генетической изменчивости, что позволяет эффективнее проводить отбор этих животных в процессе селекции. Передовые информационные технологии являются важнейшим фактором развития современного биотехнологического процесса. В последние годы бурно развивается система информационного обеспечения биотехнологических исследований, включающая электронный доступ к научно-библиографическим массивам. Электронными хранилищами научных и практических биотехнологических знаний являются специализированные базы данных (БД) (E. Pennisi, 2000; T. J. Vision et al., 2000). Сбор, накопление, хранение, обмен с мировыми базами данных информации о генотипах, нуклеотидных и аминокислотных последовательностях, генетических маркерах, исследовательских проектах мирового масштаба – все это может выполнять информационно-вычислительный центр, с применением современных технологий и компьютерных программ. Поиск информации об источниках и донорах селекционнобиологически важных признаков в мировой информационной сети позволит расширить возможность создания новых генотипов (линий, типов и т.д.) сельскохозяйственных животных с хозяйственно ценными признаками или устойчивых к определенным параметрам (болезни, климат м т.д.) среды обитания. Информационный материал, полученный из мирового банка данных, тщательно исследуется с помощью современных пакетов компьютерных программ, основанных на принципах молекулярной биологии, т.е. определяются гены, генные ассамблеи, отвечающие за хозяйственно ценные признаки и регуляторные участки к этим генам. Следующим шагом является классификация полученной информации и оформление поисковых ярлыков для дальнейшего использования. При этом в пропись будет включена информация об источнике полученных данных, принадлежность к организму, породе или линии, а также ссылки на автора исследования [77]. Выведение новых пород сельскохозяйственных животных в последние десятилетия основано на использовании природного или созданного человеком генетического разнообразия с помощью методов биотехнологии. Однако для достижения этих целей предстоит преодолеть огромные трудности в повышении эффективности генетической трансформации и, прежде всего, в идентификации генов, создании их банков клонирования, расшифровке механизмов полигенной детерминации признаков и свойств биологических объектов, обеспечении высокой экспрессии генов и создании надежных векторных систем. Решением этой проблемы является создание информационновычислительного центра генетических ресурсов сельскохозяйственных животных. Применение такого подхода, т.е. формирования информационно-вычислительного центра генетических ресурсов сельскохозяйственных животных, позволит оценить потенциал генетических ресурсов ценных пород животных в Казахстане по основным биологическим и селекционным признакам, обеспечит информационную базу для сохранения разнообразия и реализации селекционных программ различных направлений. Генетическая интеграция представляет перспективное направление современной биотехнологии, имеющее цель создания животных с реконструированными генотипами. Реализация указанных возможностей зависит прежде всего от прогресса фундаментальных исследований молекулярных основ генетики сельскохозяйственных животных. Следует подчеркнуть, что в селекции сельскохозяйственных животных генная и клеточная инженерия будет играть всевозрастающую роль. Это даст возможность создания форм животных, в наибольшей степени удовлетворяющих потребности человека. Одновременно эти методы позволяют значительно увеличить многообразие животного мира, сделать его более богатым. Словом, генная и клеточная инженерия будет занимать все более значительное место в селекции животных ХХ I веке. ЗАКЛЮЧЕНИЕ Крупнейшим достижением ХХ века является формирование науки – биотехнология сельскохозяйственных животных с ее основными разделами генной клеточной инженерии. В исторический короткие сроки были разработаны методы выделения генов и их синтез, стала реальной задачей рассмотрение всего генома организма, интеграция чужеродного гена и получение на этой основе трансгенных животных с генами, регулятором обмена веществ и продуктивности животных. Созданы новые индивидуммы устойчивые к инфекционным заболеваниям и трансгенные животные, продуценты биологически активных веществ для медицины и пищевой промышленности. Разработаны технологические приемы искусственного осеменения сельскохозяйственных животных который, позволил создать новые генотипы животных. Наилучшая технология криоконсервации семени быков, соответствующая мировому стандарту применяется в племенном центре «Асыл-Тулik». Здесь сконцентрированы быки-производители 13 приоритетных пород КРС, заготовлено более 3 млн. доз семени. Семя замораживаются в маркированных паеттах обеспечивающий асептичность, высокую выживаемость и долговечность семени. Использования этого семени даст значительную прибавку молока у дочерей. Создана и работает специальная лаборатория по трансплантации эмбрионов коров. Получены потомства от оплодотворения ооцитов овец и гибридные козлята. Но эти работы на сегодня является началом будущего, тем более в последние годы рост продуктивности животных незначительно, кроме того, имеет место факт снижение гетерогенности генотипа стад. Есть программа развития сельскохозяйственной биотехнологии, которая включает использование высокоценных производителей и маточное поголовье. Будут получены овцы на основе межвидовой гибридизации с сверхтонким волокном, пользующихся большим спросом. Планируется проведения комплекса работ по клонированию и генной инженерии. Это криоконсервация и оплодотворение ооцитов, определение пола ранних эмбрионов, ретовирусная система переноса гена в молочную железу, интеграция плазмидных генноинжинерных конструкции в геномы животных, будет создан банк данных выдающихся особей сельскохозяйственных животных. Развитие биотехнологии и ее практическое применение в скотоводстве открывает огромные перспективы в воспроизводстве высокоценных животных. Этим методом можно получить большое число потомков (более 100) от коров-доноров с высоким генетическим потенциалом. Трансплантация эмбрионов позволяет существенно повысить интенсивность селекции коров, проверить их по качеству потомства, и создать банки-хранилища эмбрионов. Кроме того, трансплантация эмбрионов помогает бороться с некоторыми формами бесплодия коров. Метод трансплантации замороженных эмбрионов является более эффективным и менее опасным приемом в экспорте и импорте племенного скота за счет экономичности и более жесткого ветеринарного контроля. Развитие трансплантации эмбрионов дало огромный толчок для развития целого ряда связанных с ней отраслей биотехнологии – таких, как получение однояйцевых близнецов, клонов выдающихся животных, потомства желательного пола, химерных животных. Генная инженерия, базирующаяся на достижениях метода трансплантации эмбрионов, позволяет выводить новые виды, типы, породы животных с заданным генотипом. Значение и роль биотехнологии как науки, возникшей на стыке молекулярной и клеточной биологии, значительно возросли благодаря безграничным возможностям применения ее методов в различных сферах хозяйственной деятельности человека. Прогресс современной сельскохозяйственной биотехнологии в животноводстве неразрывно связан с расширением и совершенствованием арсенала используемых методов исследований. В области зооинженерии во многих странах мира биотехнологические методы нашли широкое применение при решении проблем повышения воспроизводительной функции и создании новых типов животных (трансгенных). На основе применения молекулярно-биологических приемов расшифрован механизм наследственности, объясняющий передачу родительских признаков потомству. Благодаря открытию способов модификации ДНК и переноса ее из одного организма другому появились возможности дальнейшего совершенствования селекционно-генетических методов для улучшения существующих и выведению новых пород, линий сельскохозяйственных животных, сохранению генетической основы наиболее ценных из них. Кроме того, использование методов генной инженерии способствовало восстановлению и сохранению исчезающих видов сельскохозяйственных и диких животных [77]. Для успешного внедрения современных методов биотехнологии в рамках совершенствования воспроизводства животных для ускоренного получения ценных генотипов с высоким уровнем продуктивности и создания банка биоматериалов (гамет и эмбрионов) малочисленных исчезающих видов, пород, типов, линий и кроссов сельскохозяйственных животных и птиц необходимо формировать банк данных о генном состоянии животных, вовлекаемых в селекционный процесс. В Республике Казахстан более высокое развитие биотехнологии отмечено в основном в медицинской отрасли. В животноводстве это направление развивается медленными темпами, а используемые биотехнологические методы остаются на уровне клеточных технологий. Развитие современных молекулярно-биотехнологических методов в животноводстве позволяет решать ряд вопросов, связанных с теоретическими и прикладными проблемами интродукции генов от донорных диких животных и изучения, хранения, воспроизведения, идентификации, регистрации и паспортизации генетических ресурсов перспективных сельскохозяйственных пород животных, птиц и рыб Республики Казахстан. Развитие сельскохозяйственной биотехнологии в Казахстане должно стать одним из приоритетных направлений, которое требует совершенствования достигнутых уровней биотехнологии, разработки новых приемов разведения сельскохозяйственных животных на основе блокирования распространения нежелательных генных комплексов и ускорения темпов воспроизводства сельскохозяйственных животных. Для дальнейшего развития биотехнологии и эффективного ведения крупномасштабной селекции в животноводстве республики решающее значение имеет подготовка квалифицированных кадров с последующей стажировкой в лучших лабораториях мира. ЛИТЕРАТУРА 1. Куришбаев А. К. Основные пути совершенствования научного обеспечения АПК Казахстана // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2003. – N 5. – С. 5-8. 2. Алмантай Ж. Как правильно организовать и провести трансплантацию эмбрионов // АгроИнформ. – 2007. – N 1. – С. 15-16. 3. Тойшибеков М. М., Тойшибеков Е. М., Салыкбаев Т. Н., Валиева Г. А. Проблемы сохранения и эффективного использования генофонда животных // Научное обеспечение государственной агропродовольственной программы Республики Казахстан на 2003-2005 годы: Матер. Междунар. конф., г. Астана, 24-25 апр. 2003 г. – С. 178. 4. Даминов Б. Д. Ускоренное размножение ценных и редких генотипов каракульских овец путем трансплантации эмбрионов. // Проблемы научного обеспечения сельского хозяйства Республики Казахстан, Сибири и Монголии: Матер. 4-й Междунар. науч.-практ. Конф., г. Улан-Батор, 9-10 июля 2001 г. – С. 281-282. 5. Мадисон В. В., Мадисон Л. В. Трансплантация эмбрионов на службе животноводства // Зоотехния. – 2005. - № 5. – 29-31. 6. Бисенгалиев Р. М. Рост и развитие ягнят-трансплантатов. // Современное состояние и дальнейшее направление племенной работы в животноводстве Западного Казахстана: Междунар. науч.-практ. конф., г. Уральск, 17-19 июня 1999 г. – С. 3-4. 7. Тойшибеков М.М., Даминов Б.Д., Мусина А.Б. Рост и развитие полутонкорунных ягнят, полученных от трансплантации культивированных ранних эмбрионов в зависимости от породы матерей-реципиентов // Генетика и биотехнология животных. – Москва, 1997. – Т. 25. – С. 8-13. 8 Батраков Н. К., Тулисов А. П., Кострюков В. М. Продуктивные и технологические качества первотелок-трансплантатов // Зоотехния. – 2006. - № 4. – С. 19-20. 9. Садыгожаева Г. Т. Рост и развитие трансплантатов разного генотипа // Вестн. с.х. науки Казахстана. – 2007. – N 7. – С. 36-37. 10. Магаш А. Трансплантация эмбрионов – новая биотехнология в воспроизводстве и селекции животных // Интеграция науки и промышленности – решающий фактор в развитии экономики Республики Казахстан: Матер. науч.-практ. конф. с междунар. участием, г. Павлодар, 2005 г. – С. 102-105. 11. Касымов К. Т. Биотехнология воспроизводства в овцеводстве Казахстана // Достижение НИИ овцеводства за 70 лет. Матер. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию Института овцеводства, г. Алматы, 11 сентября 2003 г. – С. 57-63. 12. Алибаев Н., Бекетауов О., Рыстамбеков И. Биотехнология в смушковом овцеводстве: современное состояние и перспектива развития // Научно-технический прогресс в пустынном животноводстве и аридном кормопроизводстве: Матер. Междунар. науч.-теорет. конф., посвящ. 1500-летию г. Туркестана, г. Шымкент, 2000 г. – С. 11-13. 13. Рахимжанов Ж. А., Сабденов К. С., Кулатаев Б. Т., Омарова К. М. Современные породные ресурсы овец и коз Казахстана // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2005. – N 9. – С. 50-53. 14. Алибаев Н. Н., Бекетауов О. К., Есеркепова З. А. Реакция яичников каракульских маток разных окрасок и расцветок на гормональную обработку // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2007. – N 10. - C . 47-48. 15. Алибаев Н. Н., Бекетауов О., Адильбеков Н., Рыстамбеков И. Влияние генотипа истинных родителей и приемной матери-реципиента на живую массу ягняттрансплантатов // Научное обеспечение устойчивого развития агропромышленного комплекса Республики Казахстан, Сибири, Монголии и Республики Беларусь: Матер. 5-й Междунар. науч.-практ. конф., г. Абакан (Республика Хакасия), 9-10 июля 2002 г. – С. 146-147. 16. Бекетауов О., Алибаев Н., Айтбаева А. Е. Способ повышения приживляемости эмбрионов каракульских овец при их трансплантации // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2005. – N 6.- С. 39-41. 17. Байтореев. Отбор баранов казахского внутрипородного типа окраски сур для трансплантации эмбрионов // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2008. – N 10.- С. 45-46. 18. Даминов Р. Б., Салыкбаев Т. Н., Тойшибеков Е. М., Молхижитов Б. Б. Эффективность использования различных гормональных препаратов на уровень суперовуляции у овец // Валихановское чтение – 9: Тез. докл. Междунар. науч.-практ. конф. – Кокшетау, - 2004. – Т. 5. – С. 309-311. 19. Бекетауов О. К., Алибаев Н. Н., Адилбеков Н. Ч. Новое в биотехнологии воспроизводства каракульских овец // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2004. – N 5. – С. 4142. 20. Алибаев Н., Бекетауов О. Эффективный способ гормональной обработки доноров каракульских овец в трансплантации эмбрионов // Сб. науч. тр. КазНИИК. – Алма-Ата, 1993. – Ч. 1. – С. 90-96. 21. Тойшибеков М. М., Даминов Б. Д. Трансплантация эмбрионов каракульских овец // Научно-технический прогресс в пустынном животноводстве и аридном кормопроизводстве: Матер. Междунар. науч.-теорет. конф., посвящ. 1500-летию г. Туркестана. г. Шымкент, 2000. – С. 13-14. 22. Алибаев Н., Бекетауов О., Калгимбаева М. Испытания повторных обработок доноров на практике трансплантации эмбрионов каракульских овец // Перспективы развития животноводства в аридной зоне Казахстана: Матер. Междунар. науч. конф., г. Шымкент, 10-11 окт. 2005 г. – С. 76-84. 23. Тойшибеков М. М., Алибаев Н., Бекетауов О. К., Калгимбаева М. Повторная индукция суперовуляции у доноров с перерывом в один год // Перспективы развития животноводства в аридной зоне Казахстана: Матер. Междунар. науч. конф., г. Шымкент, 10-11 окт. 2005 г. – С. 84-86. 24. Алибаев Н. Н., Бекетауов О., Адилбеков Н. Ч. Гормональный статус доноров в биотехнологии воспроизводства каракульских овец // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2004. – N 5. – С. 46-47. 25. Бекетауов О. К., Алибаев Н. Новое в биотехнологии воспроизводства каракульских овец // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2004. – № 5. – С. 41-42. 26. Бекетауов О. К., Алибаев Н., Адибеков Н. Новое в биотехнологии воспроизводства каракульских овец // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2004. - № 7. – С.34-35. 27. Әлібаев Н., Бекетауов О., Аділбеков Н. Қаракөл қойын өсіру биотехнологиясында донорлардың гормоналдық статусы // Жаршы. – 2004. - № 5. – С. 40-41 28. Адилбеков Н. Отбор каракульских маток-доноров для трансплантации эмбрионов по их гормональному статусу: Автореф. к.с.-х. н: 25.05.04. – Шымкент, 2004. – 28 с. 29. Медеубеков К. У., Малмаков Н. И., Асильбекова Г. К., Томас Д. Л., Готфредсон Р. Г. Повышение эффективности искусственного осеменения овец замороженным семенем // Овцы, козы, шерсятное дело. – 2001. – № 3. – 23-28. 30. Медеубеков К. У., Асильбекова Г. К. Влияние некоторых аминокислот на подвижность и выживаемость замороженно-оттаянного семени баранов // В кн.: Современное состояние скотоводства и животноводства в Казахстане и перспективы их развития. Матер. Междунар. конф. г. Алматы, 12-13 января 1999 г. М., 1999. С. 170-181. 31. Малмаков Н. И. Результаты цервикального и внутриматочного осеменения овец и коз замороженным семенем // Вестн. науки КазГАТУ им. С. Сейфуллина. – 2006. – N 4. – С. 23-28. 32. Медеубеков К. У., Есенкулова Ж. Ж. Молочность казахских тонкорунных маток, осемененных семенем баранов рамбулье и полипей // Проблемы научного обеспечения сельского хозяйства Республики Казахстан, Сибири и Монголии: Матер. 4-й Междунар. науч.-практ. конф., г. Улан-Батор, 9-10 июля 2001 г. – С. 163-164. 33. Тулегенов С. Воспроизводительная способность овец различных пород, осемененных глубоко замороженным семенем // Междунар. науч.-практ. конф. по проблемам животноводства, посвящ. 75-летию КазНАУ. 19-20 мая 2004 г. – С. 161-163. 34. Абдрахманов Т. Ж., Джакупов И. Т., Доманов Д. И., Камсаев К. М. Определение времени осеменения коров в зависимости от влияния сезона года и особенностей овуляции // Вестн. науки Костан. гос. ун-та им. А. Байтурсынова. – 2002. – N 6. – С. 71-74. 35. Малмаков Н. И. Полулапароскопический способ вымывания эмбрионов у овец. // Новости науки Казахстана. – 2007. – N 4. – С. 127-131. 36. Калгимбаева М., Бекетауов О. Качество эмбриопродукции у доноров многократно обработанных гормональным препаратом // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2006. - № 8. С. 43-44. 37. Бекетауов О. Қаракөл қойларын екі рет суперовуляциялау нәтижелері // Жаршы. – 2006. - № 10. – С. 38-40. 38. Калгимбаева М. Эмбриопродуктивность каракульских маток при двукратной индукции суперовуляции и криоконсервации эмбрионов: Автореф. к. с.-х.н: 12.04.07. – Шымкент, 2007. 26 с. 39. Мухамедгалиев Ф. М., Тойшибеков М. М., Абильдинов Р. Б., Бердонгарова О. И., Джанибеков К. Д. Трансплантация зигот в племенном овцеводстве. – Алматы: Наука, 1981. – 168 с. 40. Сергеев Н. И., Мазепкин С. А., Смыслова Н. И., Шихов И. Я., Букарова В. И. Суперовуляция и качество зародышей // Овцеводство. – 1983. – N 8. – С. 31-32. 41. Даминов Б. Р. Некоторые аспекты исследований по трансплантации и культивированию эмбрионов овец: Матер. Междунар. науч.-практ. конф. по проблемам животноводства, г. Алматы, 2004 г. – С. 62-63. 42. Даминов Б. Р. Некоторые факторы, влияющие на уровень вымываемости ранних эмбрионов из репродуктивных органов овцематок: Матер. Междунар. науч.-практ. конф., «Валихановские чтения – 12», г. Кокшетау, 20-22 апреля 2007 г. Том. 7. – С. 172175. 43. Алибаев Н., Бекетауов О., Байбеков Е., Лаханова Г. Эффективный способ извлечения эмбрионов у каракульских овец-доноров. – Алматы: «Бастау», 1997. – С. 4547 44. Алибаев Н., Бекетауов О. К., Калгимбаева М. Новый высокоэффективный способ вымывания эмбрионов у доноров // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2005. - № 7. С. 46-48. 45. Калимбаева М., Бекетауов О. Качество эмбриопродукции доноров, многократно обработанных гормональным препаратом // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2006. – N 8. – С. 43-44. 46. Алибаев Н., Бекетауов О. К., Байтореев К. Качество эмбрионов у доноров разных возрастов // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2008. – N 10. – С. 44-45. 47. Бекетауов О., Алибаев Н., Тойшибеков М. М., Калгимбаева М. Влияние продолжительности хранения эмбрионов на их жизнеспособность // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2006. – N 10. – С. 49-50. 48. Алибаев Н. Н., Бекетауов О. К., Есеркепова З. А. Приживляемость эмбрионов с разными статусами развития у каракульских овец // Повышение конкурентоспособности сельскохозяйственного производства Казахстана: проблемы, пути решения: Сб. матер. Междунар. науч.-практ. конф. г. Алматы, 18-19 окт. 2007 г. – С. 158-160. 49. Малмаков Н. И., Аузбаев С. А., Асильбекова Г. К. Ягненок от пересадки яйцеклетки // Достижения НИИ овцеводства за 70 лет. Матер. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию Института овцеводства, г. Алматы, 11 сент. 2003 г. – C. 182-183. 50. Салыкбаев Т. Н., Тойшибеков Е. М., Аскаров С. М., Молжигитов Б. Б., Даминов Б., Тойшибеков М. М., Валиева Г. А., Мелис К. Витрификация ооцитов овец // Научное обеспечение устойчивого развития АПК Республики Казахстан, Сибири, Монголии и Кыргыстана: Тез. докл. 7-й Междунар. науч.-практ. конф. (г. Улан-Батор, 19-22 июля 2004). – Алматы: Бастау, 2007. С. 110-111. 51. Тойшибеков Е. М. Изучение приживляемости замороженных эмбрионов овец при применении сверхнизкой температуры и ультрабыстрой витрификации // Изв. НАН РК. Сер. Биол. и мед. – 2007. – N 5. – С. 57-62. 52. Тойшибеков Е. М. Влияние этиленгликоля на жизнеспособность замороженооттаянных эмбрионов на различных стадиях развития овец // Научное обеспечение устойчивого развития АПК республики Казахстан, Сибири, Монголии и Кыргыстана. – Алматы: Бастау, 2004. – С. 122-124. 53. Тойшибеков Е. М., Валиева Г. А., Салыкбаев Т. Н., Молжигитов Б. Б., Аскаров С. М. Изучение приживляемости замороженно-оттаянных эмбрионов овец при использовании различных криопротекторов // Междунар. науч.-практ. конф., по проблемам животноводства, посвящ. 75-летию КазНАУ, г. Алматы, 19-20 мая 2004 г. – С. 155-157. 54. Тореханов А. А. Современное состояние и перспективы развития биотехнологии в животноводстве // Матер. Междунар. науч.-практ. конф., по проблемам животноводства, посвящ. 75-летию КазНАУ, г . Алматы, 19-20 мая 2004 г. – С. 189-190. 55. Касымов К. Т. Биотехнологические методы использования нового генофонда в овцеводстве // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2000. – N 7. – С. 60-61. 56. Бекетауов О. К. Жизнеспособность эмбрионов каракульских овец при длительном хранении // Новости науки Казахстана. – 2007. – N 2. – С. 164-169. 57. Малмаков Н. И., Аузбаев С. А., Асильбекова Г. К., Жакупов А. С. Новые методы в воспроизводстве овец // Актуальные проблемы развития сельского хозяйства Казахстана, Сибири и Монголии: Матер. 9-й Междунар. конф., п. Алмалыбак, 20 марта 2006 г. – С. 180-182. 58. Джамалова Г. А., Садыкулов Т. С. Биотехнологические методы воспроизводства и размножения ценных генотипов овец путем трансплантации эмбрионов // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2001. – N 3. – С. 47-48 59. Тойшибеков М. М., Калдыбаев С. У., Дьяченко О. В., Аскаров С. М. Научные основы сохранения и воспроизводства генофонда сельскохозяйственных животных Казахстана // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2003. – N 12. – С. 27-28. 60. Мадисон В. Возвращение голштинской «золушки» // Животноводство России. – 2005. – № 6. – С. 2-4. 61. Тореханов А. А., Канапин К. Сохранение и восстановление генофонда малочисленных и исчезающих пород и типов // Животноводство, кормопроизводство и ветеринария. – 2006. – N 1. – С. 29-31. 62. Малмаков Н. И., Асильбекова Г. К. Ягненок от пересадки яйцеклетки // Достижения НИИ овцеводства за 70 лет. Матер. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию Института овцеводства, г. Алматы, 11 сент. 2003 г. – С. 179-182. 63. Бакиров Н. Ж. Сохранение генофонда редких видов диких баранов (архара) // Повышение конкурентоспособности сельскохозяйственного производства Казахстана: проблемы, пути решения: Сб. матер. Междунар. науч.-практ. конф. г. Алматы, 18-19 октября 2007 г. – С. 200-202. 64. Ескин Г. В., Нарижный А. Г., Качество замороженно-оттаянной спермы при разной технологической обработке перед замораживанием // Зоотехния. – 2007. - № 6. – С. 25-27. 65. Касымов К. Т., Тойшибеков Е. М. Достижение биотехнологии и криоконсервации гамет сельскохозяйственных животных в Казахстане // Вестн. КазНУ им. аль-Фараби. – 2008. – N 1. – С. 35-37. 66. Сатиева К. Р. Глубокое замораживание и длительное хранение спермы барановпроизводителей // Вестн. Семипалат. гос. ун-та им. Шакарима. – 2005. - N 1. – С. 153-157. 67. Аузбаев С. Способы замораживания спермы при минус 196 градусов // Достижения НИИ овцеводства за 70 лет. Матер. Междунар. науч.-практ. конф., 70-летию Института овцеводства, г. Алматы, 11 сент. 2003 г. – С. 177-179. 68. Малмаков Н. И. Совершенствование методов замораживания спермы. // Животноводство, кормопроизводство и ветеринария. – 2006. – N 1. – С. 50-51. 69. Касымов К. Т., Аузбаев С. А., Асильбекова Г. К. // Совершенствование методов хранения спермы баранов в Казахстане // Современное состояние и дальнейшее направление племенной работы в животноводстве Западного Казахстана: Тез. Междунар. науч.-практ. конф., г. Уральск, 17-19 июня 1999 г. – С. 45-46. 70. Щуклина З. П. Опыт круглогодового использования каракульских баранов // Научно-технический прогресс в пустынном животноводстве и аридном кормопроизводстве: Матер. Междунар. науч.-теор. конф., посвящ. 1500-летию г. Туркестана. г. Шымкент, 2000 г. – С. 105-107. 71. Тореханов А. А. Воспроизводство в скотоводстве. – Алматы: 2005. – 220 с. 72. Садыгожаева Г. Т. Опыт использования в молочном скотоводстве Казахстана криоконсервированного семени быков различных пород. // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2007. – N 3. – С. 32-34. 73. Сатиева К. Р. Оплодотворяющая способность замороженной спермы баранов породы авасси со сроком хранения один год // Вестн. Семипалат. гос. ун-та им. Шакарима. – 2005. – N 1. – С. 149-153. 74. Батырханов М. С., Спанов А. А. Получение монозиготных эмбрионов овец методом микрохирургии. // Вестн. с.-х. науки Казахстана. – 2008. – N 10. – С. 46-47. 75. Мир вступил в эпоху биотехнологии и биоинженерии: Россия не должна отставать! (интервью с академиком РАСХН Шевелухой В. С.) // Достижения науки и техники АПК. – 2002. – N 10. – С. 2-3. 76. Смирнов Ю. П. Методические рекомендации по методам и средствам диагностики, профилактики и борьбы с лейкозом крупного рогатого скота // Ветеринарный консультант. – 2006. – N 21. – С. 3-15. 77. Куришбаев А. К., Тореханов А. А., Батырханов М. С. Состояние и перспективы развития биотехнологии в животноводстве Казахстана // Животноводство, кормопроизводство и ветеринария. – 2006. – N 3. – С. 34-40. 78. Хижнякова Т. М. Культивирование клеток на пористом макроносителе с использованием различных сывороток // Биотехнология. – 1998. - N 5. – С. 38-41. 79. Giddings, G. Transgenic plants as protein factories // Current Opinion in Biotechnology. – 2001. – V. 12. – P. 450-454. 80. Ma J., Drake P., Christou P. The production of recombinant pharmaceutrical proteins in plants. // Nature Reviews (Genetics). – 2003. – V. 4. – P. 794-805. 81. Ma J., Chikwamba R., Sparrow P., Fischer R., Mahoney R., Twyman R. Plantderived pharmaceuticals – The road forward // Trends in Plant Science. – 2005. – V. 10. – P. 580-585. 82. Daniell H., Streatfield S., Wycoff K. Medical molecular farming: production of antibodies, biopharmaceuticals and edible vaccines in plants // Trends in Plant Sci. – 2001. – V. 6. – P. 219-226. 83. Hansen E. Production of recombinant antigens in plants for animal and human immunization-a review // Braz.J.Genet. – 1997. – Vol.20. – No.4. – P.1 – 15 84. Михайлов В. В., Ручко В. М., Махлай А. А. Трансгенные растения вакцинологии // Вопросы вирусологи. – 2001. - № 1. – С. 4-8. 85. Kusnadi A. Production of recombinant proteins in transgenic plants: practical considerations // Biotechnology and Bioenineering. – 1997. – V. 56. – P. 473-484. 86. Рукавцова Е. Б., Золова О. Э., Бурьянова Н. Я., Борисова В. Н., Быков В. А., Бурьянов Я. И. Анализ трансгенных растений табака, содержащих ген поверхностного антигена вируса гепатита В // Генетика. – 2003. – Т. 39. - № 1. – С. 51-56. 87. Красота В., Костомахин Н. Генная инженерия в селекции // Животноводство России. – 2004. - № 12. – С. 14-15. 88. Эрнст Л. К. Современное состояние и перспективы биотехнологии сельскохозяйственных животных // Зоотехния. – 2008. – N 1. – С. 11-12. СОДЕРЖАНИЕ Введение………………………………………………………………….. 1. Развитие биотехнологии в животноводстве………………………… 2.Подготовка к трансплантации эмбрионов…………………………… 2.1. Отбор доноров………………………………………………. 2.2. Отбор производителей……………………………… 2.3. Отбор реципиентов…………………………………………. 2.4. Подготовка доноров и реципиентов………………………. 3. Технология трансплантации эмбрионов……………………………. 3.1. Стимуляция суперовуляции у доноров……………………. 3.2. Синхронизация охоты у доноров и реципиентов…………. 3.3. Осеменение животных-доноров……………………………. 3.4. Извлечение эмбрионов и их оценка………………………… 3.5. Пересадка эмбрионов………………………………………… 3.6. Криоконсервация (глубокое замораживание) эмбрионов…. 3.7. Эмбриобанк для сохранения генетических ресурсов………. 3.8. Разделение эмбрионов 4. Ветеринарные аспекты биотехнологии сельскохозяйственных животных 5. Перспективы развития биотехнологии………………………………………… ЗАКЛЮЧЕНИЕ…………………………………………………………….. ЛИТЕРАТУРА……………………………………………………………… .