Длительный прием стабилизаторов мембраны ...
advertisement
Длительный прием стабилизаторов мембраны предотвращает тяжелое повреждение желудочков в дистрофических собак сердца и дилатации Введение Мышечная дистрофия Дюшенна (МДД ) является разрушительным прогрессирующим заболеванием поперечнополосатой мускулатуры, что происходит в результате потери белка дистрофина (1, 2) . Большинство пациентов с МДД имеют клинически значимую кардиомиопатию во втором десятилетии жизни с сердечной недостаточностью и становится одной из ведущих причин смерти при МДД (3-5) . В настоящее время не существует эффективных методов лечения кардиомиопатии при МДД. Многочисленные терапевтические стратегии были предложены для воздействия на поперечно-полосатую мускулатуру при МДД (6-12) . Большинство из этих подходов ориентированы прежде всего на проявления заболевания в скелетных мышцах, часто оставляя кардиомиопатию без внимания ( 6, 7, 9-11) . Таким образом, существует острая необходимость в реализации новых стратегий по предотвращению возникающих изменений в сердце при МДД. Наличие мелких и крупных животных моделей МДД сыграло важную роль в получении понимания молекулярных механизмов прогрессирования заболевания мышц . Золотистый ретривер ( GRMD )- животная модель МДД, которая была неоценима для тестирования ведущих методов лечения дистрофии ( 9 , 10 , 13-22 ). Мышечная дистрофия у GRMD животных тесно повторяет сроки и тяжесть прогрессирования заболевания у МДД пациентов ( 23-26 ). GRMD возникла из спонтанной мутации в интроне 6 дистрофина, который устраняет сайт акцепторного сращения, в результате чего пропуск экзона 7 и последующем изменении рамки считывания и преждевременному усечению белка дистрофина (27). В дополнение к тяжелой скелетной мышечной патологии GRMD животные имеют видные поражения сердца присутствующие уже в возрасте 6 месяцев (25 ) , по данным ЭКГ - присутствующих на 1 году (28) и глубоких аномалий миокарда в 20 месяцев (29). По сравнению с мышечной патологией, присутствующей у людей и собак, дистрофические мыши сравнительно слабо влияют. Тем не менее, модель MDX мыши широко используется и была абсолютно необходим для тестирования препаратов, клеточной и генной терапии. На самом деле, понимание механизма (ов) , лежащих в основе более легкое заболевание у мышей, предоставило уникальный взгляд на терапевтические подходы к ослабления прогрессирования заболевания у более крупных млекопитающих и больных людей с МДД . При дефиците дистрофина в сердце мыши основной дефект обнаруживается на уровне изолированного сердечного миоцита и является уменьшенным пассивного растяжения (30). Снижение растяжимости миоцитов было установлено вторично по отношению к притоку кальция через очевидные микро-поры в сердечной мембране во время пассивного растяжения клеток (30). Снижение пассивного растяжения кардиомиоцитов является физиологически актуальным в том, что при пассивном заполнении желудочка отдельные миоциты пассивно растягиваются. Величина этих пассивных растяжений больше с повышением венозного возврата в периоды стресса (30). Мембранные герметики химической основы были испытаны у MDX мышей и недавно предложены в качестве нового терапевтического подхода для стабилизации сердечной мембраны при мышечной дистрофии (30). Это метод лечения направлен на непосредственное закрытие мембранных пор, которые образуются в отсутствие дистрофина. Недавно мы показали, что применение мембранного герметика полоксамера 188 ( P188 ) придает сердечную защиту у MDX мышиной модели МДД (30). Тем не менее, перевод одной дозы краткосрочных исследований у MDX мышей к долгосрочным исследованиям с использованием клинически значимых крупных животных моделей МДД является важной и очень сложной задачей. Таким образом, основной целью настоящей работы было выяснить, может ли применение внутрисосудистого вливания мембраностабилизирующего полоксамера благотворно влиять на проявления кардиомиопатии у GRMD животных. Вторая цель заключалась в изучении на клеточном уровне основы для более тяжелой болезни сердца у GRMD по сравнению с MDX животными. Мы сообщаем , что хроническое введение мембраного герметика полоксамера у дистрофических собак уменьшает фиброз миокарда , мозгового натрийуретического пептида ( BNP ) , и полностью предотвращает ремоделирование ЛЖ. Насколько нам известно, это первый метод лечения, безопасный и эффективный в лечении тяжелой болезни сердца уGRMD модели МДД . Кроме того, с помощью нового механической анализа микро- углеродного волокна на живые одиночные миоциты (30), мы наблюдаем заметно больший первичный дефект клеток у миоцитов дистрофических собак по сравнению с миоцитами MDX мыши. Интересно, что мы находим, что миокард GRMD не отображает компенсаторное увеличение экспрессии гомолога дистрофина атрофина как показано в MDX сердце, что может лежать в основе более тяжелой дистрофии клеток и органов на уровне патологии у GRMD животных. Обсуждаются последствия этих выводов и их потенциального перевода в исследованиях на людях. Результаты GRMD : исследование кардиомиоцита. Кардиомиопатия у MDX мыши сравнительно мягкая по сравнению с человеческой МДД или GRMD собаками, предполагая, что могут быть существенные различия в патофизиологии заболевания между этими видами. У MDX мышей уменьшение пассивного соответствия миоцитов является важной особенностью этого заболевания (рис. 1 ; . Ссылка 30) . Для определения пассивных свойств GRMD миоцитов, мы выделили нетронутые кардиомиоциты и подвергли их пассивным исследованиям натяжения с помощью уникального анализа при помощи микро- углеродного волокна (30). Кардиомиоциты, выделенные у собак дикого типа хорошо переносят пассивное растяжение во всем физиологическом диапазоне длин саркомера ( 1,8-2,2 мкм, . Ссылка 31) . Что резко контрастирует с миоцитами дикого типа, GRMD миоциты были очень чувствительны к пассивному растяжению (рис. 1 , А- С). Эти эффекты GRMD миоцитов были более выражены , чем у MDX миоцитов ( рис. 1В ; Ссылка 30). Отмеченая чувствительность к пассивному растяжению может возникнуть в результате возмущений саркомерных миофиламентов. Чтобы непосредственно оценить эту возможность, мы химически удалили поверхностную мембрану. Это растворение мембраны позволяет провести прямое исследование свойств базовых миофиламентов на основе свойств натяжения внутренних линий клетки. Экспертиза GRMD дистрофических миофиламентов показала пассивные свойства и чувствительность к кальцию аналогичные собачьим миоцитам дикого типа (рис. 1, D и Е). Эти данные свидетельствуют о том, что дистрофические миоциты происходят от аномалий, оставляющих нетронутыми мембрану. Базовая гемодинамика у GRMD животных. В целях решения важности влияния поражения миоцитов на глобальную гемодинамическую функцию сердца , мы подвергали GRMD собак инвазивной катетеризации на основе оценки гемодинамики. Восемь взрослых собак GRMD и 10 собак дикого типа были использованы в этих исследований (табл. 1) . Животных анестезировали, и исходные образцы крови были взяты . Уровни в сыворотке сердечного тропонина I ( cTnI ) были значительно выше у GRMD собак сразу после вводного наркоза по сравнению с незатронутыми собаками дикого типа ( рис. 2а). В состоянии покоя GRMD животные имели нормальные уровни сыворотки cTnI (см. ниже), что указывает, что сама по себе общая анестезия вызывает значительный ущерб у GRMD, но не у нормальных собак. Анестезия не оказала существенного влияния на повышенные сывороточные уровни креатинкиназы (CK) ( рис. 2В и ниже ). В отличие от MDX мышиной модели МДД (30) в сердце дистрофических собак не было ни значительного снижения конечного диастолического объема (рис. 3) , ни повышения конечного диастолического давления (табл. 2) . GRMD собаки имели значительную гипертензию, с повышением давления в желудочке, по сравнению с собаками дикого типа (табл. 2) . Артериальная эластичность и общее периферическое сопротивление были увеличены (табл. 2) , что свидетельствует о различиях в системной сосудистой сети дистрофических собак. Различия в артериальной функции может также объяснить увеличение максимальной скорости релаксации ( DP / dtmin ) при отсутствии других показателей улучшения диастолической функции ( тау и 90% времени релаксации ; табл. 2) . В начале релаксации желудочковое давление облегчается путем заполнения коронарных сосудов , и плохое артериальное сопративление увеличивает отражение импульса систолического давления обратно к сердцу. Это увеличение давления отраженного импульса увеличивает давление в коронарных сосудах и , в свою очередь , увеличивает скорость релаксации желудочка (32). После базовых измерений вводили добутамин ( 15 мкг / кг / мин) до тех пор пока не наблюдался пик эффекта, в это время инфузия добутамина была остановлена. В ответ на добутамин дистрофические собаки показали доказательство значительной резервной сердечной функции, с увеличением систолического и диастолического параметров, аналогичных тем, которые наблюдаются у собак дикого типа (рис. 3 и Таблица 2) . После инфузии добутамина,динамическое изменение в объеме желудочка наблюдалось у собак дикого типа , однако эти изменения были значительно ослаблены у дистрофических собак (рис. 3 , Е и F) . Вливание мембранных герметиков GRMD животных. В ходе первоначального протокола дозу P188 ( 460 мг / кг) вводили внутривенно в течение 15 минут в общем объеме 3 мл / кг. Эта доза была достаточной для нормализации конечного диастолического объема MDX мыши (30). У GRMD эта доза P188 не оказала существенного влияния на конечный диастолический объем ( рис. 4А) . Никаких существенных изменений в конечном диастолическом объеме не наблюдалось у животных дикого типа с эквивалентными дозами P188 . Гистологическое исследование сердца от 1 -летних собак GRMD , не участвующих в исследовании показали наличие обширного фиброза при окраске Сириус красным. Этот фиброз имеет 2 формы: крупные поражения, связанные с больным миокардом, повышение уровня фиброза окружающего нормальный миокард (рис. 4б). Анализ секций дикого типа показал лишь небольшое количество коллагена между слоями миокарда ( фиг.4С ) . Мы обратились к потенциальным острым эффектам P188 на сосудистую систему путем определения нескольких тестов сосудистой функции. Эластичность крупных артерий не была изменена введением P188 ( Справочная рис. 1 ; дополнительный размещенные в Интернете материалы с этой статьей 10.1172/JCI41329DS1). Точно так же, общее периферическое сопротивление и периферическое давление крови не были затронуты P188 ( Справочная рис. 1). Эти данные согласуются с селективным действием P188 на мембраны дистрофических кардиомиоцитов. Во время гемодинамического анализа аритмии были нечастыми и не отличается от дикого типа. Дистрофические собаки значительно увеличили базовую частоту сердечных сокращений и сократили PR интервал по сравнению с собаками дикого типа, которые не отличались после введения добутамина (табл. 2). Отношение Q- волны к амплитуде R- волны было значительно повышено у дистрофических собак, но этот эффект не был изменен добутамином (табл. 2). Введение P188 не имело существенного влияния на измерения ЭКГ у дикого типа или дистрофических собак ( Справочная рис. 2). Длительное вливание полоксамера у GRMD животных. Непрерывное внутрисосудистое вливание P188 или физиологического раствора начато у взрослых GRMD животных. Животные были рандомизированы в группы лечения. Базовые функции гемодинамики были одинаковыми в группах до вливания P188 или физиологического раствора (табл. 1) . После первоначальной оценки гемодинамики сосудистый доступ был имплантирован и подключен к яремному катетеру. Сонная артерия была восстановлена, все разрезы были закрыты. На следующий день 0,9 % физиологический раствор (0,4 мл / кг / ч) был введен в обеих группах, продолжительностью 1 неделя. Полураспад P188 в сыворотке составляет 18 часов у собак (33) , таким образом, 1 недели достаточно, чтобы промыть любой P188 оставшиеся от однократного введения. После восстановительного периода группа физиологического раствора продолжала получать 0,9% NaCl со скоростью 0,4 мл / кг / ч , а группа P188 начала получать 60 мг / кг / ч P188 в 0,9% NaCl с той же скоростью ( 0,4 мл / кг / ч) в течение 8 недель (фиг. 5A) . В течение 8 -недельного периода инфузии отбирают образцы крови, чтобы периодически контролировать биомаркеры сердечной травмы. GRMD животные, получавшие физиологический раствор, имели достоверное повышение концентрации сывороточного cTnI , что свидетельствует о сердечной травме. В противоположность этому уровни сывороточного cTnI были полностью нормальным у P188 -обработанных животных ( GRMD фиг.5В ; Р <0,05 относительно физиологического раствора ) . Уровни КФK сыворотки были неизменными при P188 инфузии (рис. 5C ) . Оценивали безопасность P188 для почечных и печеночных систем. Рисунок 5 , D и Е, показывает, что в ходе 8-недельной инфузии собаки получающие P188 не имели изменений печеночных ферментов или доказательств азотемии. Эти результаты показывают, что введение P188 при дозе 60 мг / кг / ч в течение 8 недель не приводит к повреждению почек или печени у GRMD животных. Фиброз миокарда является последовательным исходом у пациентов с МДД и GRMD собак (рис. 4 и ссылки . 5, 25, 34, 35) . Фиброзные повреждения , как полагают, происходит в результате некроза миоцитов и последующей воспалительной реакции. Эти фиброзные поражения увеличивают механическую нагрузку на соседние миоциты, что приводит к дальнейшему некрозу миоцитов и последующему фиброзу с течением времени. Чтобы оценить способность вводимого P188 ограничить фиброз , мы окрашивали сердечную ткань Сириусом красным, чтобы определить зрелые фиброзные очаги. По количественной оценке фиброзных областей GRMD животные, получившие P188, имели значительно меньше (Р <0,05 ) фиброза, чем в группе GRMD , получавших физиологический раствор (рис. 6 , А и В ). При длительном приеме P188 для взрослых GRMD животных полностью блокировал увеличение сердечной недостаточности (рис. 6C , р < 0,05) . До рандомизации для длительного исследования не было никакого существенного различия в геометрии ЛЖ среди животных (табл. 1 и рис 7, А и С). После 8-недельного периода инфузии второе исследование гемодинамики проводили у дистрофических собак. В ходе 8-недельного периода инфузии GRMD собаки, получавших физиологический раствор, заработали значительную дилатацию ЛЖ (р <0,05; рис. 7). Однако , GRMD животные, получившие P188, не имели никаких изменений в геометрии ЛЖ, без прогрессии к дилатационной сердечной недостаточности. Различия в геометрии ЛЖ между группами животных GRMD были очевидны в течение всего испытания гемодинамики (рис. 7в) и были особенно заметны после введения добутамина (рис. 7, C-F). Расширение желудочка в GRMD группе, получавшей физиологический раствор, согласуется с текущей сердечной травмой и некрозом / фиброзом. Гемодинамические данные также показали значительное улучшение изоволюмической функции релаксации у P188 обработанных GRMD (рис. 7D). Механизм, посредством которого P188 улучшает диастолическую функцию, не ясен, но его определение, вероятно, принесет дальнейшее развитие лечения пациентов с МДД, где диастолическая дисфункция является ранним маркером болезни сердца (36). Миоциты выделенные из дистрофических собак после инфузии P188 или физиологического раствора показали некоторые существенные различия в содержании кальция. Амплитуда высвобождения кальция и кинетика релаксации были улучшены в миоцитах, выделенных из GRMD собак , получающих P188 ( Справочная рис. 3) . Эти улучшения в обработке кальция являются результатом улучшения здоровья миоцитов в группе, получавшей P188. Для определения последствий длительного введения P188 на первичный дефект дистрофина в кардиомиоцитах мы рассмотрели пассивные свойства изолированных миоцитов в конце протокола инфузии (рис. 8, а). Как видно, (рис. 1) одинокие миоциты, выделенные из GRMD животных, получавших физиологический раствор, были очень чувствительны даже к небольшим растяжениям в длину. Миоциты изолированые от GRMD собак , получающих однократно P188, имели пассивные свойства расширения, аналогичные дистрофическим миоцитам необработанных животных (фиг. 8А), демонстрируя, что P188 активность легко обратима. Однако однократное введение P188 в изолированные GRMD миоциты, независимо от предыдущего лечения, исправляло пассивное растяжение (рис. 8 , В и С). Эти данные показывают, что сильно ослабленное пассивное растяжение GRMD миоцитов происходит вторично к образованию мембранных пор, которые были исправлены P188 . Экспрессия атрофина в GRMD миокарде. MDX сердце показывает заметную позитивную регуляцию гомолога дистрофина атрофина, что может объяснить механизм, посредством которого MDX мыши относительно избавлены от тяжелой патологии, наблюдаемой у дистрофина-дефицитных собак или человека (37, 38). Чтобы определить, происходит ли похожая регуляция в GRMD сердцах, мы оценивали уровень атрофина в микросомальных мембранах, выделенных из сердец 2 GRMD и 3 собак дикого типа. Эти исследования показали, что, в отличие от MDX мыши, собаки GRMD имеют положительную регуляцию атрофина в сердцах (рис. 9). Кроме того, экспрессия атрофина не изменена в связи с введением P188 (Справочная рис. 4). Обсуждение Это исследование обеспечивает первое доказательство о эффективности длительного лечения для выраженной кардиомиопатии в большой животной модели МДД . Хроническое внутрисосудистое вливания мембраного герметика три- блок-кополимер P188 установило, что он безопасно и высокоэффективно ограничивает фиброз миокарда и предотвращает появления дилатации ЛЖ у GRMD собак. Потому что естественная история мышечной дистрофии у собак и человека сравнима, как в тяжести, так и времени , а также полоксамеры используются у больных людей по другим показаниям ( 39-42 ) , эти данные вызывают потенциал этого подхода в качестве жизнеспособного лечения для пациентов с МДД. Механизм тяжести сердечной болезни у GRMD животных. Единственные опубликованные исследования по мембранным герметикам при кардиомиопатии при МДД были сосредоточены на одной дозе применения полоксамера у MDX мышей (30). Модель МДД -MDX мыши продолжают быть ценным для выяснения механизмов заболевания и для тестирования новой экспериментальной терапии. Одной из проблем для этих исследований, однако, является несколько мягкая кардиомиопатия у MDX мышей по сравнению с GRMD животными. Кроме того, внутриклеточный Ca 2 + в сердце мыши заметно отличается от собачьего сердца , что весьма сопоставимо с миокардом человека (43). Это является важным фактором, так как первичный дефект в кардиомиоцитах MDX мышей микропоры в сарколемме в течение пассивного растяжения клеток , ведут к входу Ca2 +. Результаты здесь показали значительное снижение соответствия GRMD по сравнению с MDX миоцитами (рис. 1) (30). Даже для небольших экскурсий от базовых длин саркомера ( > 1,8 мкм ) , GRMD миоциты имели аномально высокую пассивную напряженность, не виденную ранее у MDX или дикого типа кардиомиоцитов. Количественное различие в дефектах между изолированными миоцитами дистрофических собак и мышей, предполагает важные механические различия в клеточной структуре / функции в этих моделях. Еще одна важная находка этого исследования - нетронутым мембранам кардиомиоцитов GRMD собак не хватает ключевой клеточной адаптации , присутствующий в MDX миокарде, с точки зрения позитивной регуляции атрофина ( 37 , 38). Атрофин является высоко гомологичным дистрофину, разделяя многие из тех же структурных доменов (45). У мышей дикого типа очень мало атрофина экспрессируется в сердце. У MDX мышей , где дистрофин отсутствует, экспрессия белка атрофина значительно увеличивается и локализуется в сарколемме, где дистрофина обычно находится ( 37, 38 ) . Кроме того, трансгенная экспрессия атрофина в дистрофин- дефицитных мышцах предотвращает патологию и восстанавливает нормальную функцию ( 46 , 47) . Атрофин , как полагают, функционирует в качестве суррогата дистрофина, обеспечивая повышенную структурную целостность дистрофина -дефицитной мембраны, уменьшая распространенность мембранных пор, и ограничивает потери миоцитов. В этом контексте наш новый факт, что экспрессия атрофина не увеличивается в миокарде GRMD, обеспечивает механизм для учета повышенной механической жесткости и восприимчивости к повреждению GRMD по сравнению с MDX миокардом. Эти результаты структурно-функциональных тесты дистрофических миоцитов образуют ядро модели, чтобы помочь объяснить заметную тяжесть уровня заболевания у GRMD животных (рис. 10). Различия в тяжести дефекта , в свою очередь, определяют больший фиброз у GRMD, чем в MDX сердцах вследствие повышенной потери миоцитов. Полученные результаты позволяют предположить, что отсутствие позитивной регуляции атрофина в GRMD миоцитах вызывает значительную дестабилизацию мембран, ограничивая целостность мембран клеток (рис. 10, б) . Длительное введение мембранного герметика и дистрофическое сердце. Наличие мембранных микропор представляет собой первичный клеточный дефицит дистрофина, который легко устранить путем прямого применения мембранных герметиков. Мембранные герметики предотвращают нарушения мембранной барьерной функции, вставив фосфолипиды в бислои мембраны ( 30 , 48). В этом контексте, это удивительно, что P188 не имел влияние после однократного введения в естественных условиях на гемодинамику у GRMD животных. Это контрастирует с непосредственным острым эффектом P188 на восстановление нормальной геометрии желудочка в MDX сердце в естественных условиях (30). Мы полагаем, что отсутствие эффекта у GRMD животных относится к большим очагам фиброза , присутствующего у взрослых GRMD, таким образом, что он обеспечивает временную структурную поддержку, предотвращая острое расширение желудочков, несмотря на нормализацию пассивных свойств миоцитов. Однако, лизис клеток и последующее фиброзное ремоделирование приводит к дилатационной кардиомиопатии, как сообщается здесь (рис. 8Б ) . Чем объясняется благотворное влияние долгосрочного применения P188 на GRMD сердца? Мы полагаем, что долгосрочная администрация P188 поддерживает функцию мембран миокарда и предотвращает некроз миокарда, как показали значительно более низкие уровни cTnI у обработанных GRMD собак. Предотвращение некроза миокарда при длительном введении P188 может также учесть уменьшение количества фиброза в P188 обработанных GRMD сердцах. Ослабление количества и размера повреждений , присутствующих в сердце могли бы уменьшить нагрузку на оставшиеся жизнеспособные участки миокарда и служат для ограничения ремоделирования сердца и расширения желудочков. Следует отметить, что прогрессирование заболевания появляется после начала хронической инфузии у GRMD собак , получавших только физиологический раствор , если судить по биомаркерам сердечного некроза. Причины этого наблюдаемого ускорение , вероятно, будут многобразны, в том числе остаточная сердечная травма после первоначального хирургического вмешательства, увеличение манипуляций во время инфузии, и дополнительный вес инфузионного насоса и решений у этих животных. Тем не менее, ни один из них не будет , как ожидается, несоразмерно влиять на животных. Все эти факторы приведут к увеличению нагрузки на жизнеспособные кардиомиоциты. Этот дополнительный стресс, как ожидается, увеличивает частоту механически индуцированными нарушениями целостности мембраны, которые являются важным событием в патофизиологии дефицита дистрофина в сердце. Это ускоренное развитие болезни делает защитные эффекты P188 еще более заметными. В условиях, когда необработанные дистрофические сердца ухудшается, P188 , кажется, останавливает прогрессирование заболевания. Потеря целостности мембраны возникает в результате механических напряжений размещенных на мембране белков, движениями внеклеточного матрикса и основных миофиламентов. Эти напряжения являются более частыми и большими по величине во время сердечного напряжения, предполагая, что мембранные герметики могут быть особенно эффективны при этих событиях. Одним из важных и предсказуемых сердечных стрессов -общий наркоз. Пациенты с МДД обычно подвергаются серьезным хирургическим процедурам для коррекции ортопедической дисфункции. Эти процедуры имеют потенциал, чтобы привести к значительному сердечному стрессу, вторичной потери крови и гипотонии. Кроме того, в необработанных GRMD животных одной общей анестезии было достаточно , чтобы вызвать значительное увеличение cTnI, маркера некроза миокарда и сердечной травмы. Таким образом , повреждения мембран сердечных миоцитов являются пусковым событием, которое инициирует каскад вредных процессов, которые в конечном итоге приводят к кардиомиопатии и ремоделированию желудочков. Наши результаты показывают, что применение мембранных герметиков во времена предполагаемого сердечного напряжения нарушит эти повреждения сердца на ранней стадии, тем самым останавливая прогрессирование заболевания дистрофического сердца. Таким образом, наши данные устанавливают клеточную основу для тяжелого сердечного повреждения, наблюдаемого у дистрофиндефицитных собак. Клеточный дефект заметно снижает соответствии миоцитов, из-за дефицита дистрофина и отсутствие атрофин повышающей регуляции , был исправлен с помощью мембранного герметика P188. Хроническое применение P188 было весьма эффективно в предотвращении сердечной травмы и ремоделирования желудочка. P188 является FDA одобреным для краткосрочного применения у человека. В этом исследовании у GRMD животных P188 был безопасен у GRMD животных. Эти выводы имеют существенное клиническое значение, так как P188 имеет потенциал, чтобы остановить прогрессирование дистрофической кардиомиопатии, которая является второй наиболее распространенной причиной смерти у пациентов с МДД. 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. Ссылки Emery AEH, Muntoni F. Clinical features. In: Emery AEH, ed. Duchenne Muscular Dystrophy . Oxford, United Kingdom: Oxford University Press; 2003:26–45. Hoffman EP, Brown RH Jr, Kunkel LM. Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus. Cell. 1987;51(6):919–928. View this article via: PubMed CrossRef Eagle M, et al. Managing Duchenne muscular dystrophy — the additive effect of spinal surgery and home nocturnal ventilation in improving survival. Neuromuscul Disord. 2007;17(6):470–475. View this article via: PubMed CrossRef Finsterer J, Stollberger C. The heart in human dystrophinopathies. Cardiology. 2003;99(1):1–19. View this article via: PubMed CrossRef Moriuchi T, Kagawa N, Mukoyama M, Hizawa K. Autopsy analyses of the muscular dystrophies. Tokushima J Exp Med. 1993;40(1–2):83–93. View this article via: PubMed Bogdanovich S, et al. Functional improvement of dystrophic muscle by myostatin blockade. Nature. 2002;420(6914):418–421. View this article via: PubMed CrossRef Fletcher S, et al. Morpholino oligomer-mediated exon skipping averts the onset of dystrophic pathology in the mdx mouse. Mol Ther. 2007;15(9):1587–1592. View this article via: PubMed CrossRef Gregorevic P, et al. Systemic delivery of genes to striated muscles using adeno-associated viral vectors. Nat Med. 2004;10(8):828–834. View this article via: PubMed CrossRef Sampaolesi M, et al. Mesoangioblast stem cells ameliorate muscle function in dystrophic dogs. Nature. 2006;444(7119):574–579. View this article via: PubMed CrossRef Wang Z, et al. Sustained AAV-mediated dystrophin expression in a canine model of Duchenne muscular dystrophy with a brief course of immunosuppression. Mol Ther. 2007;15(6):1160–1166. View this article via: PubMed Welch EM, et al. PTC124 targets genetic disorders caused by nonsense mutations. Nature. 2007;447(7140):87– 91. View this article via: PubMed CrossRef Wu B, et al. Effective rescue of dystrophin improves cardiac function in dystrophin-deficient mice by a modified morpholino oligomer. Proc Natl Acad Sci U S A. 2008;105(39):14814–14819. View this article via: PubMed CrossRef Cerletti M, et al. Dystrophic phenotype of canine X-linked muscular dystrophy is mitigated by adenovirusmediated utrophin gene transfer. Gene Ther. 2003;10(9):750–757. View this article via: PubMed CrossRef Chetboul V, et al. Diagnostic potential of natriuretic peptides in the occult phase of golden retriever muscular dystrophy cardiomyopathy. J Vet Intern Med. 2004;18(6):845–850. View this article via: PubMed CrossRef Dell’Agnola C, et al. Hematopoietic stem cell transplantation does not restore dystrophin expression in Duchenne muscular dystrophy dogs. Blood. 2004;104(13):4311–4318. View this article via: PubMed CrossRef 16. McClorey G, Moulton HM, Iversen PL, Fletcher S, Wilton SD. Antisense oligonucleotide-induced exon skipping restores dystrophin expression in vitro in a canine model of DMD. Gene Ther. 2006;13(19):1373– 1381. View this article via: PubMed CrossRef 17. Ohshima S, et al. Transduction efficiency and immune response associated with the administration of AAV8 vector into dog skeletal muscle. Mol Ther. 2009;17(1):73–80. View this article via: PubMed CrossRef 18. Parker MH, Kuhr C, Tapscott SJ, Storb R. Hematopoietic cell transplantation provides an immune-tolerant platform for myoblast transplantation in dystrophic dogs. Mol Ther. 2008;16(7):1340–1346. View this article via: PubMed CrossRef 19. Qiao C, et al. Hydrodynamic limb vein injection of AAV8 canine myostatin propeptide gene in normal dogs enhances muscle growth. Hum Gene Ther. 2009;20(1):1–10. View this article via: PubMed CrossRef 20. Wang Z, et al. Immunity to adeno-associated virus-mediated gene transfer in a random-bred canine model of Duchenne muscular dystrophy. Hum Gene Ther. 2007;18(1):18–26. View this article via: PubMed CrossRef 21. Yokota T, et al. Efficacy of systemic morpholino exon-skipping in Duchenne dystrophy dogs. Ann Neurol. 2009;65(6):667–676. View this article via: PubMed CrossRef 22. Yuasa K, et al. Injection of a recombinant AAV serotype 2 into canine skeletal muscles evokes strong immune responses against transgene products. Gene Ther. 2007;14(17):1249–1260. View this article via: PubMed CrossRef 23. Cooper BJ, et al. The homologue of the Duchenne locus is defective in X-linked muscular dystrophy of dogs. Nature. 1988;334(6178):154–156. View this article via: PubMed CrossRef 24. Townsend D, et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 2007;15(6):1086–1092. View this article via: PubMed 25. Valentine BA, Cummings JF, Cooper BJ. Development of Duchenne-type cardiomyopathy. Morphologic studies in a canine model. Am J Pathol. 1989;135(4):671–678. View this article via: PubMed 26. Kornegay JN, Tuler SM, Miller DM, Levesque DC. Muscular dystrophy in a litter of golden retriever dogs. Muscle Nerve. 1988;11(10):1056–1064. View this article via: PubMed CrossRef 27. Sharp NJ, et al. An error in dystrophin mRNA processing in golden retriever muscular dystrophy, an animal homologue of Duchenne muscular dystrophy. Genomics. 1992;13(1):115–121. View this article via: PubMed CrossRef 28. Moise NS, et al. Duchenne’s cardiomyopathy in a canine model: electrocardiographic and echocardiographic studies. J Am Coll Cardiol. 1991;17(3):812–820. View this article via: PubMed 29. Devaux JY, Cabane L, Esler M, Flaouters H, Duboc D. Non-invasive evaluation of the cardiac function in golden retriever dogs by radionuclide angiography. Neuromuscul Disord. 1993;3(5–6):429–432. View this article via: PubMed CrossRef 30. Yasuda S, Townsend D, Michele DE, Favre EG, Day SM, Metzger JM. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 2005;436(7053):1025–1029. View this article via: PubMed CrossRef 31. Rodriguez EK, et al. A method to reconstruct myocardial sarcomere lengths and orientations at transmural sites in beating canine hearts. Am J Physiol. 1992;263(1 pt 2):H293–H306. View this article via: PubMed 32. Brutsaert DL, Sys SU. Relaxation and diastole of the heart. Physiol Rev. 1989;69(4):1228–1315. View this article via: PubMed 33. Grindel JM, Jaworski T, Emanuele RM, Culbreth P. Pharmacokinetics of a novel surface-active agent, purified poloxamer 188, in rat, rabbit, dog and man. Biopharm Drug Dispos. 2002;23(3):87–103. View this article via: PubMed CrossRef 34. Ishikawa K. Cardiac involvement in progressive muscular dystrophy of the Duchenne type. Jpn Heart J. 1997;38(2):163–180. View this article via: PubMed 35. Puchalski MD, et al. Late gadolinium enhancement: precursor to cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy? Int J Cardiovasc Imaging. 2009;25(1):57–63. View this article via: PubMed CrossRef 36. Markham LW, et al. Abnormalities of diastolic function precede dilated cardiomyopathy associated with Duchenne muscular dystrophy. J Am Soc Echocardiogr. 2006;19(7):865–871. View this article via: PubMed 37. Matsumura K, Ervasti JM, Ohlendieck K, Kahl SD, Campbell KP. Association of dystrophin-related protein with dystrophin-associated proteins in mdx mouse muscle. Nature. 1992;360(6404):588–591. View this article via: PubMed CrossRef 38. Weir AP, Burton EA, Harrod G, Davies KE. A- and B-utrophin have different expression patterns and are differentially up-regulated in mdx muscle. J Biol Chem. 2002;277(47):45285–45290. View this article via: PubMed CrossRef 39. Jewell RC, Khor SP, Kisor DF, LaCroix KA, Wargin WA. Pharmacokinetics of RheothRx injection in healthy male volunteers. J Pharm Sci. 1997;86(7):808–812. View this article via: PubMed CrossRef 40. Circulation. 1997;96(1):192–201. View this article via: PubMed 41. Ballas S. Purified poloxamer 188 for sickle cell vaso-occlusive crisis. Ann Pharmacother. 2004;38(2):320–324. View this article via: PubMed 42. Adams-Graves P, et al. RheothRx (poloxamer 188) injection for the acute painful episode of sickle cell disease: a pilot study. Blood. 1997;90(5):2041–2046. View this article via: PubMed 43. Bers DM. Cardiac excitation-contraction coupling. Nature. 2002;415(6868):198–205. View this article via: PubMed CrossRef 44. Chetboul V, et al. Tissue Doppler imaging detects early asymptomatic myocardial abnormalities in a dog model of Duchenne’s cardiomyopathy. Eur Heart J. 2004;25(21):1934–1939. View this article via: PubMed CrossRef 45. Tinsley JM, et al. Primary structure of dystrophin-related protein. Nature. 1992;360(6404):591–593. View this article via: PubMed CrossRef 46. Tinsley J, et al. Expression of full-length utrophin prevents muscular dystrophy in mdx mice. Nat Med. 1998;4(12):1441–1444. View this article via: PubMed CrossRef 47. Tinsley JM, Potter AC, Phelps SR, Fisher R, Trickett JI, Davies KE. Amelioration of the dystrophic phenotype of mdx mice using a truncated utrophin transgene. Nature. 1996;384(6607):349–353. View this article via: PubMed CrossRef 48. Lee RC, River LP, Pan FS, Ji L, Wollmann RL. Surfactant-induced sealing of electropermeabilized skeletal muscle membranes in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 1992;89(10):4524–4528. View this article via: PubMed CrossRef 49. Vatta M, et al. Molecular normalization of dystrophin in the failing left and right ventricle of patients treated with either pulsatile or continuous flow-type ventricular assist devices. J Am Coll Cardiol. 2004;43(5):811–817. View this article via: PubMed CrossRef 50. Vatta M, et al. Molecular remodelling of dystrophin in patients with end-stage cardiomyopathies and reversal in patients on assistance-device therapy. Lancet. 2002;359(9310):936–941. View this article via: PubMed CrossRef 51. Badorff C, et al. Enteroviral protease 2A cleaves dystrophin: evidence of cytoskeletal disruption in an acquired cardiomyopathy. Nat Med. 1999;5(3):320–326. View this article via: PubMed CrossRef 52. Lee GH, Badorff C, Knowlton KU. Dissociation of sarcoglycans and the dystrophin carboxyl terminus from the sarcolemma in enteroviral cardiomyopathy. Circ Res. 2000;87(6):489–495. View this article via: PubMed 53. Ohlendieck K, Campbell KP. Dystrophin-associated proteins are greatly reduced in skeletal muscle from mdx mice. J Cell Biol. 1991;115(6):1685–1694. View this article via: PubMed CrossRef 54. Towbin H, Staehelin T, Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc Natl Acad Sci U S A. 1979;76(9):4350–4354. View this article via: PubMed 55. Nguyen TM, et al. Localization of the DMDL gene-encoded dystrophin-related protein using a panel of nineteen monoclonal antibodies: presence at neuromuscular junctions, in the sarcolemma of dystrophic skeletal muscle, in vascular and other smooth muscles, and in proliferating brain cell lines. J Cell Biol. 1991;115(6):16
