Блокада матричной металлопротеиназы-9 улучшает регенерацию скелетных мышц при мышечной дистрофии

Блокада матричной металлопротеиназы-9 улучшает регенерацию скелетных мышц при
мышечной дистрофии
ВВЕДЕНИЕ
Мышечная дистрофия Дюшенна (МДД) является одним из наиболее распространенных и смертельных форм
мышечной дистрофии, которая поражает 0,03% всех новорожденных мальчиков (1). Инактивация гена дистрофина
является основной причиной МДД у людей и мышей MDX (мышиной модели МДД) (2-4). Дистрофин является
неотъемлемым компонентом комплекса трансмембранных белков, известного как дистрофина-гликопротеиновый
комплекс (ДГК), который не только обеспечивает механическую стабильность мышечных волокон во время
сокращения, но и служит важным звеном сигнализации от внеклеточного матрикса (ЭЦM) на цитоскелет ( 5).
Потеря функционального белка дистрофина приводит к большей механической нестабильности сарколеммы и
аберрантной внутриклеточной сигнализации, что ведет к прогрессирующей дегенерации мышц и слабости (5-8).
Хотя скелетные мышцы имеют замечательную способность к регенерации после травмы, регенерации мышечных
волокон значительно снижается при МДД (2,9). Накопленные данные наводит на мысль, что основной дефицит
дистрофина приводит к активации ряда вторичных процессов, таких как воспаление, деградации ЭЦМ,
хронической дегенерации и регенерации волокон и фиброзу, которые усугубляют прогрессирование заболевания
(1). Лучшее понимание и управление этими вторичными процессами даст огромный потенциал для улучшения
качества жизни и продления жизни пациентов с МДД (10).Матричные металлопротеиназы (ММП) представляют
собой семейство цинк-содержащих ферментов, которые участвуют в деградации и реконструкции компонентов
ЭЦМ как в физиологических, так и при патофизиологических условиях (11,12). Эти протеазы синтезируются в
виде секретируемых и трансмембранных проферментов и обрабатываются в активную форму путем удаления
амино-терминального пропептида. Экспрессия ММП быстро увеличивается на повреждение тканей, предлагая их
возможную роль в процессе восстановления, высвобождения факторов роста и модуляции ЭЦМ для миграции
клеток (11-13). Однако, наличие большого количества ММП, и, в частности MMП-9 (желатиназа B), вносит свой
вклад в разрушение тканей при многих патологических состояниях, в том числе хронических ранах, сердечной
недостаточности, ревматоидном артрите, фиброзе легких, дилатационной кардиомиопатии , язвенной болезни
желудка, рассеянном склерозе, астме и раке (13-18). Протеолитическая активность ММП жестко контролируется
их взаимодействием с эндогенными тканевыми ингибиторами матричных металлопротеиназ (ТИМП), которые
специфично ингибируют активные формы ММП и в некоторых случаях неактивные ММП (11-13). Баланс между
ММП и ТИМП играет важную роль в поддержании целостности тканей (13). Повышенные уровни MMП-9 были
обнаружены в скелетной мышечной ткани после повреждения нерва, сердечной недостаточности
и
воспалительных миопатиях (19-22). Кроме того, фармакологическое ингибирование активности ММП было
использовано для ослабления патогенеза у мышиной модели окулофарингеальной мышечной дистрофии (23).
Несмотря на то, что MMП-9, по-видимому, играет важную роль в ремоделировании скелетных мышц при
различных патологических состояниях, прямых доказательств в отношении роли MMП-9 в патологии скелетных
мышц до сих пор нет. В этом исследовании, с помощью генетических и фармакологических подходов, мы
исследовали роль и лежащие в основе механизмы, с помощью которых увеличивается производство MMП-9, как
причины развития патологии мышц у мышей MDX. Наши исследования показывают, что ингибирование MMП-9
резко снижает структурное ухудшение скелетных мышц, воспаление, некроз и фиброз и повышает
сократительную функцию скелетных мышц у MDX мышей. Кроме того, ингибирование MMП-9 также
значительно улучшает регенерацию скелетных мышц у MDX мышей.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Дерегулирование экспрессии MMП-9 во время постнатального развития MDX мышей.
Сначала мы изучали мРНК и уровни MMП-9 в мышцах диафрагмы нормальных и MDX мышей количественным
ПЦР в реальном времени (QRT-PCR) и вестерн-блоттом. Уровни мРНК MMП-9 оказались значительно выше в
мышцах диафрагмы у 3 -, 6 - и 8-недельных MDX мышей по сравнению с соответствующего возраста C57BL/10
контрольными мышами (рис. 1А). Несмотря на то, что повышенные уровни MMП-9 наблюдалось в контрольной
группе и MDX мышей через 1 или 2 недели после рождения, содержание MMП-9 белков значительно снижается
через 2 недели у контрольных мышей. В отличие от этого, уровни MMП-9 белка остаются аномально высокими в
диафрагме 3 - и 5-недельных мышей MDX (рис. 1б). Чтобы оценить обладает ли MMП-9 в скелетных мышцах
мышей MDX ферментативной активностью, желатиновая зимография была выполнена. Резкое увеличение
разжижающей желатин активности MMП-9 наблюдалась в камбаловидной и икроножной мышце 8-недельных
мышей MDX по сравнению с соответствующим возрастом контрольных мышей (рис. 1в).Похожее увеличение
уровня MМП-9 и разжижающей желатин активности наблюдалась в диафрагме, камбаловидной, икроножной и
четырехглавой мышце (данные не показаны). Кроме того, количество MMП-2 несколько увеличивается в
скелетных мышцах мышей MDX (рис. 1в). Эти данные согласуются с другими опубликованными отчетами,
подтверждающими повышение уровня ММП-9 в скелетных мышцах мышей MDX (24,25). Мы также сравнили
уровни MMП-9 в сыворотке контроля и MDX мышей с использованием коммерчески доступных ИФА (R & D
Systems). Как показано на рисунке 1D, обнаружено примерно 2-кратное увеличение в сыворотке крови уровня
ММП-9 у 6-недельных мышей MDX по сравнению с соответствующими по возрасту контрольными мышами
(рис. 1D). Кроме того, поскольку протеолитическая активность MMП-9 регулируется с помощью их
взаимодействия с TIMPs (11-13), мы также исследовали, может ли экспрессия TIMP изменяться в скелетных
мышцах MDX мышей по сравнению с контрольными мышами. Не существовало никаких существенных различий
в уровнях TIMP-1, -2, -3, -4 между 8-недельными мышами контроля и MDX (рис. 1E), что свидетельствует о
нарушении баланса между ММП-9 и TIMP в скелетных мышцах мышей MDX.
Поскольку дистрофические мышцы мышей MDX содержат иммунные клетки- макрофаги (26,27), мы
исследовали, может ли MMP-9 производится скелетными мышцами, макрофагами, или и теми и другими.
Криосекции скелетных мышц икроножной мышцы мышей MDX были подвергнуты иммунному окрашиванию для
MMP-9 и CD68 (маркер клеточной поверхности для активированных макрофагов). Ядра окрашивали 4 ',6диамидино-2-фенилиндола (DAPI). MMП-9 увеличен в областях, где концентрация макрофагов была выше (рис.
2). Для дальнейшего подтверждения роли иммуноцитов в экспрессии MMП-9 у MDX мышей, мы измерили MMП9 белка в других иммунных (например, селезенке и тимусе) и не иммунных (например, печени) органах 8недельных контрольных и MDX мышей. Интересно, что в дополнение к скелетным мышцам, уровень ММП-9
также значительно увеличился в селезенке и вилочковой железе, но не в печени мышей MDX (рис. 2В).
Ранее мы уже сообщали о том, что активность ядерного фактора каппа-В (NF-kB) регулируется в скелетных
мышцах мышей MDX (6). Поскольку промоторная область MMП-9 содержит обязательную последовательность
для NF-kB, а активация NF-kB является необходимым условием для экспрессии MMП-9 в ответ на различные
раздражители (28-30), мы исследовали, может ли активация NF-kB отвечать за повышенную экспрессию MMП-9
в скелетных мышцах мышей MDX. Как показано на рисунке 2C, в естественных условиях клетки проницаемы для
NF-kB модификатора (NEMO)-связывающего домен(NBD) пептида, селективного ингибитора NF-kB (27,31),
значительно сократили объемы MMП-9 белка в диафрагме MDX мышей. В отличие от лечения NBD пептидом,
которое не влияют на уровень MMП в скелетных мышцах мышей MDX (рис. 2). Взятые вместе, эти результаты
показывают, что скелетные мышцы и иммуноциты (например, макрофаги) вносят вклад в повышение уровня
ММП-9 и экспрессия MMП-9 регулируется путем активации NF-kB в скелетных мышцах мышей MDX.
Генетическая абляция MMП-9 ингибирует активацию фактора активатора протеина-1 (AP-1) и NF-kB
транскрипцию, снижает сывороточный уровень креатинкиназы (КФK) и улучшает структуру скелетных мышц
мышей MDX. Для того чтобы понять роль ММП-9 в патогенезе мышей MDX, мужские особи ММП9-нокаутных
мышей были скрещены с самками мышей MDX для создания многомерных + / -; ММП9 + / - и MDX; ММП9 + / мышей. Выполняя вестерн-блоттинг, мы впервые подтвердили, что удаление одного аллеля ММП9 (т.е. в Mdx;
ММР9 + / -) снизило уровни белка ММП-9 в скелетных мышцах MDX мышей и не было обнаружено уровня
ММП-9 белка у MDX; ММП9-/ - мыши (рис. 3А). Интересно, что вместо ожидаемого 50% снижения, удаление
одного аллеля MMП-9 (т.е. MDX; ММР9 + / -) более резко (> 80%) снизило уровень ММП-9 белка в скелетных
мышцах мышей MDX. Кроме того, уровень ММП белка также приводит к снижению у MDX; ММП9 + / - или
MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 3А),о том, что увеличение производства
MMП-9 также модулирует экспрессию / деятельность других ММП в скелетных мышцах мышей MDX.
Опубликованные доклады свидетельствуют о том, что, кроме NF-kB, транскрипционная активация промоутера
ММП-9 также включает в себя активацию активатора протеина-1 (AP-1) (28-30). Мы исследовали возможность
того, что MMП-9 влияет на его собственную экспрессию в скелетных мышцах мышей MDX через
положительную обратную связь, которая может включать в себя активацию АР-1 и NF-kB. Интересно, что
активация и AP-1 и NF-kB была значительно снижена в передней большеберцовой мышце (TA) MDX; ММП9 + /
- или MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 3В) .
Для изучения эффекта ингибирования ММП-9 на патогенез в скелетных мышцах у MDX мышей, мы измерили
уровень сывороточной креатинкиназы (CK) у 8-недельных мышей WT, MDX; ММП9 + / +, MDX; ММП9 + / - и
MDX , ММП9-/ - мышей. Как показано на рисунке 3C, CK уровни были значительно ниже в MDX; ММР9 + / -и
MDX; ММР9-/ - по сравнению с однопометница MDX; ММР9 + / + мышей, обеспечивая тем самым начальную
доказательства того, что ингибирование MMP-9 подавляет активность скелетной травмой мышцы в MDX мышей.
Поскольку миопатия у мышей MDX связана с значительными нарушениями ЭЦM, мы изучали эффекты
ингибирования ММП-9 деятельности на структуру скелетных мышц у MDX мышей. Диафрагма и TA мышцы
WT/MМП9 + / +, MDX; ММП9 + / +, MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мыши были выделены и криосекции
(10 мкм) окрашивали гематоксилином и эозином (H & E). Тем не менее, MDX; ММП9 + / + мышей показало
типичные черты мышечной дистрофии, характеризующиеся слоем волокон переменного диаметра, центральным
зарождением ядер и появления темно окрашенных ядер клеток воспаления между соседними волокнами (рис. 3D).
В отличие от скелетных мышц MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ -мыши показали значительное улучшение
мышечной структуры, диаметр волокна был более равномерным и количество воспалительных клеток между
соседними волокнами резко сократилось (рис. 3D).Гетерозиготное или гомозиготное удаление MMП-9 ослабляет
накопление макрофагов, некроз волокон и улучшает силу в скелетных мышцах мышей MDX. MMП-9 является
главным медиатором воспалительного ответа, в следующий раз мы исследовали, может ли ингибирование MMП9 влиять на инфильтрацию макрофагов в скелетных мышцах мышей MDX. Икроножная мышца 7 - 8-недельных
WT; ММП9 + / +, MDX; ММП9 + / +, MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мыши были окрашены для выявления
макрофагов с использованием антимышиных F4/80 (ABD Serotec). Объем образца мышцы рассчитывается как
произведение площади сечения и толщины (10 мкм). Концентрация макрофагов была выражена как число клеток
на кубический миллиметр (мм3). Интересно, что концентрация F4/80 позитивных клеток была значительно
сокращена в икроножной мышце MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с MDX; ММП9 + / +
мышей (рис. 4, Б).
Потому что некроз является основным механизмом смерти скелетных мышечных волокон у мышей MDX и
пациентов с МДД (32), мы исследовали, может ли генетические абляции MMП-9 влиять на некроз волокон
скелетных мышц мышей MDX. Мыши WT контроля не показали внутриклеточного окрашивания волокна с антиIgG (рис. 4C). В отличие от них MDX ММП9 + / + мыши показали внутриклеточное окрашивание для IgG в части
их мышечных волокон (рис. 4в). Тем не менее, количество некротических (заполненных) волокон в икроножной
мышце значительно сократилось в MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с MDX; ММП9 + / +
мышей (рис. 4в и D).Мы также использовали Эванс синий краситель (EBD), чтобы определить проницаемость
скелетных мышц, что были повреждены в результате мышечной дистрофии (26). Как и некроз, процент EBDпозитивных волокон был значительно снижен в скелетных мышцах MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей
по сравнению с однопометницами MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 4E).Наконец, мы исследовали влияние
генетических абляций MMП-9 на силу скелетных мышц у многомерных мышей. Сила, возникающая в
камбаловидной мышце при изометрических сокращениях была значительно выше у MDX; ММП9 + / - по
сравнению с однопометницами MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 4е). Взятые вместе, эти данные убедительно
показывают, что ингибирование MMП-9 улучшает деятельность скелетных мышц и улучшается сократительная
функция мышц у многомерных мышей.
Генетическое удаление MMП-9 ослабляет фиброз в диафрагме MDX мышей.
Фиброз является важной патологической особенностью дистрофических мышц MDX мышей и пациентов с МДД
(2-4). Для того чтобы понять роль ММП-9 в процессах фиброза у MDX мышей, мы изучали накопление
коллагеновых волокон в диафрагме с использованием метода окрашивания Трихром Массона. Как показано на
рисунке 5А, уровень коллагена(Синего цвета) был значительно ниже у MDX; ММП9 + / - или MDX; ММП9-/ мышей по сравнению с однопометниками MDX; ММП9 + / +. Хотя скелетные мышцы могут содержать много
типов коллагена, коллаген I и III являются основными, которые находятся в ЭЦM скелетных мышц (33), и резко
возросло в дистрофических мышцах мышей MDX (34). В отличие от коллагена IV, который присутствует в
основном в базальной мембране мышечных волокон (33). Иммуногистохимический и вестерн-блот анализ показал,
что уровни типа I и типа III коллагена были значительно сокращены у MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ мышей по сравнению с однопометниками MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 5B иC). Интересно, что среди MDX;
ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей, уровень коллагена I и III был значительно ниже у MDX; ММП9 + / - мышей
по сравнению с MDX; ММП9-/ - мышами (рис. 5B C). Хотя точный механизм остается неизвестным, вполне
возможно, что небольшое количество MMП-9 может быть необходимо для метаболизма коллагена в целях
предотвращения фиброза в скелетных мышцах мышей MDX. Тем не менее, снижение уровня коллагена I и III в
диафрагме MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мыши явно показывают, что ММП-9 вносит свой вклад в фиброз.
В отличие от коллагена I и III, уровень коллагена IV значительно увеличился в MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9/ - мышей по сравнению с однопометниками MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 5B и C).
TGF-β является преобладающим посредником фиброза (35). Повышение уровня TGF-β было обнаружено в
дистрофических мышцах мышей MDX (36,37) и пациентов с МДД (38). MMП-9 как известно, вызывает активацию
скрытых TGF-β в зрелые формы протеолитическим удалением его ингибирующей области (13,39). Чтобы
определить механизмы, с помощью которых повышенные уровни MMП-9 приводят к фиброзу у многомерных
мышей, мы определили уровень активного TGF-β белка в мышцах диафрагмы методом вестерн-блотта.
Существовало незначительное количество активного TGF-β белков в скелетных мышцах WT контрольных мышей
(данные не показаны). Тем не менее, диафрагма MDX; ММП9 + / + мышей содержала большое количество TGF-β.
Интересно, что по сравнению с MDX; ММП9 + / + мышами, уровни TGF-β белков были значительно сокращены у
MDX; ММП9 + / - или MDX; ММП9-/ - мышей (рис. 5б). Эти результаты показывают, что ММП-9 может
увеличивать фиброз путем увеличения количества активного TGF-β в скелетных мышцах мышей MDX.
Генетические абляции MMП-9 улучшают сарколемму и увеличивает клеточный уровни β-дистрогликана и ННО в
скелетных мышцах мышей MDX.
Для более глубокого понимания механизмов действия MMП-9 в скелетных мышцах мышей MDX, мы изучали
влияние ингибирования ММП-9 иммунными антителами с ламинином на мембрану скелетных мышц (29). По
сравнению с четко определенной мембраной каждого мышечного волокна в икроножной мышце от мышей дикого
типа, сарколеммы у мышей MDX была морщинистая (рис. 6а). Интересно, что эти нарушения в мышечной
оболочке значительно ослабляются у MDX; ММП9 + / - или MDX; ММП9-/ - мыши (рис. 6а, верхние панели). Это
явление было также подтверждено электронноммикроскопическим анализом сечения икроножной мышцы. Как
показано на рисунке 6а, были значительные улучшения в сарколемме, а также в миофибриллярной структуре в
MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с однопометницами mdx/MМП9 + / + мышей. Эти
данные, таким образом, показывают, что увеличение производства MMП-9 вносит свой вклад в нарушения
сарколеммы у MDX мышей.
Данные литературы показывают, что, кроме дистрофина, ряд других белков ДГПК страдают в скелетных мышцах
мышей MDX (40). Интересно, что недавно было сообщено, что β-дистрогликан является одной из наиболее
важных целей протеолитических MMП-9 (41,42). Кроме того, возможно, MMП-9 вызывает деградацию
ламинином-2 (13). В соответствии с опубликованным отчетом, мы обнаружили, что увеличились уровни белка
атрофина (гомолога дистрофина) и кавеолина-3, а также снижение уровня α-дистрогликана, β-дистрогликана и
нервной синтазы окиси азота (NO) у MDX мышей по сравнению с мышами WT ( Рис. 6B). Тем не менее, нет
никакой разницы в уровне ламинина, атрофина, α-дистрогликана и α-дистробревина в скелетных мышцах MDX;
ММП9 + / +, MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мыши (рис. 6В,Верхняя панель). В отличие от этого, уровень
белка β-дистрогликана и NО был увеличен, в то время как уровни кавеолина-3 были уменьшены в икроножной
мышце MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с однопометницами MDX; ММП9 + / + мышей
(рис. 6б).
Генетические абляции MMП-9 увеличивает регенерацию мышечных волокон у многомерных мышей.
Далее мы исследовали, может ли MMП-9 не иметь никакой роли в регенерации скелетных мышц у многомерных
мышей. Регенерация мышечных волокон контролировалась путем подсчета числа централизованно
зарождающихся волокон (ЦЗВ) в H & E-окрашенной икроножной мышцы и с антителоми, которые распознают
эмбриональные тяжелые цепи миозина (E-MyHC) (Клон F1.652, Банк гибридомы, университет штата Айова).
Интересно, что удаление либо одного или обоих аллелей гена ММП9 значительно увеличило количество ЦЗВ в
икроножной мышце 8-недельных мышей MDX (рис. 7аи B). Валовой анализ H & E-окрашенных срезов мышц
показал, что в то время как mdx/MМП9 + / +, содержащие значительное количество областей, имели
некротические волокна, некротические области должны быть заполнены вновь образованными мышечными
волокнами, которые были меньше по размеру и имели центральную нуклеацию у mdx/MМП9 + / - и mdx/MМП
9-/- мышей (рис. 7а, выделенной области), что свидетельствует о том, что ингибирование MMП-9 ускоряет
регенерацию мышечных волокон. Кроме того, количество E-MyHC окрашенных мышечных волокон было также
установлено и резко возросло как у MDX; ММП9 + / - так и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с
однопометницами MDX; ММП9 + / + (рис. 7а и С). Кроме того, мы обнаружили, что уровень Pax-7белка, маркера
клеток-сателлитов (43), также был увеличен в икроножной мышце MDX; ММП9 + / - или MDX; ММП9-/ - мышей
(рис. 7).
Фармакологическое ингибирование MMП-9 снижает патологию в скелетных мышцах и увеличивает регенерацию
у MDX мышей.
Хотя наши эксперименты с мышами наводят на роль MMП-9 в мышцах многомерных мышей, есть вероятность,
что некоторые из очевидных последствий дефицита MMП-9 у мышей MDX могут не отражать измененной
физиологии. В целом, результаты, полученные с животными с генетической недостаточностью, которые могут
воспроизводятся фармакологическими агентами , предлагают самые сильные доказательства участия каких-либо
специфических белков в определенном процессе болезни. (2R) -2 - [(4-бифеннилилсулфонил) амино]-3фенилпропионовая кислота (также известная как MMП-2/MMП-9 ингибитор I), как известно, специфически
ингибирует MMП-9 и при более высокой концентрации ММП-2 тоже (44). Было показано, что он обеспечивает
защитный эффект при заболеваниях с участием ММП-9 (44,45). Для дальнейшего подтверждения роли MMП-9
при миопатии, мы исследовали влияние длительного лечения MMП-2/MMП-9 ингибитора на скелетные мышцы
в патогенезе MDX мышей. Интересно, что лечение ингибиторами MMП-2/MMП-9 улучшило мышечную
структуру (рис. 8А,верхняя панель) и снижение некроза (рис. 8Б, средняя часть) в икроножной мышце MDX
мышей. Кроме того, регенерация скелетных мышц видна по увеличению числа CNF (рис. 8) и E-MyHCположительных волокон (рис. 8Б, нижняя панель и рис.8D). Улучшенние мышц также нашло свое отражение в
значительном сокращении КФК в сыворотке крови у мышей MDX при обработке MMП-2/MMП-9 ингибитора I
(рис.
8E).
Наконец,
лечение
ингибиторами
MMП-2/MMП-9.
ОБСУЖДЕНИЕ
Хотя дистрофин отсутствует при рождении, клинические симптомы не проявляются до 2-3 лет после рождения
пациентов с МДД и 2,5 недель у мышей MDX (2-4), что позволяет предположить, что потеря дистрофина
приводит к специфическим биохимическим изменениям в скелетных мышцах, что приводит в конечном итоге к
увличению повреждения при физической активности. Накопленные данные убедительно показывают, что
хроническая воспалительная реакция и фиброз в скелетных мышцах является одними из важных патологических
последствий для прогрессивания дисфункции и слабости у пациентов с МДД (5,10,46). В этом исследовании мы
определили MMП-9 в качестве важного посредника миопатии у многомерных мышей. Наши данные ясно
показывают, что повышенные уровни MMП-9 усугубляют дистрофинопатию
путем увеличения некроза
волокон, деградации ЭЦМ, воспаления и фиброза. MMП-9 представляет собой один из наиболее важных
внеклеточных протеаз, увеличение производства которого может радикально изменить микроокружение
скелетных мышц в естественных условиях (19,29,30). В соответствии с установленной ролью MMП-9 в
воспалении и восстановлении ЭЦМ, мы обнаружили, что ингибирование MMП-9 значительно улучшает структуру
скелетных мышц у мышей MDX (рис. 3D). Кроме того, сывороточный уровень КФК, накопление макрофагов,
некроз волокон и повреждение сарколеммы были также резко сокращены после гетерозиготного и гомозиготного
удаления гена ММП9 у мышей MDX (рис. 3 иand4) 4) позволяет предположить, что повышенные уровни MMП-9
белка способствуют патологии скелетных мышц у MDX мышей несколькими механизмами (рис. 4). Одним из
интригующих аспектов нашего исследования является то, что удаление одного аллеля гена ММП9 было
достаточно для снижения уровня белка ММП-9 в скелетных мышцах (рис. 3А) и ослабление патогенеза мышц в
большей степени (рис.3 иand4) .4). Резкое сокращение ММП-9 в скелетной мышечной ткани из-за удаления
одного аллеля ММП9 у мышей MDX (рис. 3А) предполагает, что ММП-9, регулирующий его собственную
экспрессию , возможно, преувеличивал накопление воспалительных клеток и / или увеличивал активность
различных провоспалительных молекул. Это утверждение подтверждается нашими данными, которые
демонстрируют, что гетерозиготное удаление гена ММП9
значительно ингибирует активацию
провоспалительных факторов транскрипции AP-1 и NF-kB (рис. 3В) и уменьшается накопление макрофагов
(рис.4А и Б) в дистрофических мышцах MDX мышей. Кроме того, наряду с MMП-9, уровни MMП-2 белка также
снизились в скелетных мышцах MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мыши (рис. 3А) о том, что ММП-9 также
вносит свой вклад в повышение экспрессии MMП-2. Действительно, накопление доказательств наводит на мысль,
что есть кооперативное взаимодействие между различными ММП, чтобы способствовать эффективной деградации
ткани (11-13). Однако, это также возможно, что уменьшение количества MMП-2 в MDX; ММП9 + / - или MDX;
ММП9-/ - мышей является результатом снижения концентрации воспалительных клеток (рис. 4а и б) в
дистрофических мышцах многомерных мышей в ответ на ингибирование MMP-9 деятельности. Скелетные
мышцы пациентов с МДД и MDX мышей показывают рост соединительной ткани между мышечными волокнами
(фиброз) и жировую инфильтрацию (36-38). Диафрагма мышей MDX является первой мышцой, обладающей
прогрессирующей дегенерацией, фиброзом и функциональной недостаточности аналогичной тому, которое
наблюдалось в ММД мышцах (47,48). Тем не менее, основные механизмы, приводящие к накоплению
компонентов матрицы в дистрофических мышцах, остаются плохо понятыми. Общее мнение состоит в том, что
снижение стабильности мышечных волокон, в связи с отсутствием дистрофина, приводит к дегенерации
мышечных волокон и последующему вторжению в мышечные ткани воспалительных клеток, таких как
макрофаги, нейтрофилы и Т-лимфоциты, что повышает фиброз (48,49) . В самом деле, истощение макрофагов и
лимфоцитов приводит к снижению дегенерации мышц и фиброза у мышей MDX (34,49,50). Интересно, что MMП9 является одним из наиболее важных медиаторов воспаления и сильно вовлечены в реконструкцию ЭЦМ, что
приводит к фиброзу и в ряде других тканей (51,52). MMП-9 также участвует в обработке протеолитическими
провоспалительными цитокинами, в том числе регуляции и активации TGF-β (13,39), главный медиатор фиброза
при дистрофинопатии (38). Наши результаты демонстрируют значительное снижение активности AP-1 и NF-kB
транскрипционных факторов, и снижение концентрации воспалительных клеток (рис. 3C и and4A4A и B) с
сопутствующим снижением фиброза (рис.5A-C) в MDX; ММП9 + / - иMDX; ММП9-/ - мыши убедительно
свидетельствуют, что ММП-9 вносит свой вклад в накопление фиброзной ткани у MDX мышей. Кроме того,
уровень активного TGF-β белка также значительно снижается в скелетных мышцах MDX; ММП9 + / - или MDX;
ММП9-/ - мыши (рис. 5D) о том, что ММП-9 участвует в протеолитической обработке латентных TGF-β в
активную форму в дистрофических мышцах. Хотя точные механизмы, посредством которых MMП-9 вызывает
патологию мышц, могут быть довольно сложными. Наши результаты показывают, что повышение протеолиза
конкретных компонентов цитоскелета ЭЦМ-сети является одним из потенциальных механизмов, с помощью
которых MMП-9 усиливают патологию. Это утверждение опирается на наши данные, демонстрирующие, что
структура сарколеммы была значительно улучшена в скелетных мышцах MDX; ММП9 + / - или MDX; ММП9-/ мышей по сравнению с MDX; ММП9 + / + мышей (рис. 6а). Кроме того, генетические абляции ММП-9 у мышей
MDX также увеличили уровни белка коллагена IV (рис. 5), β-дистрогликана и NО (рис.6В) без влияющих на
уровни ряда других ДГПК-родственных белков (рис. 6б). Так как коллаген IV и б-дистрогликан являются
известными физиологическими субстратами MMП-9 (12,13,41), их повышенный уровень у MDX; ММП9 + / - и
MDX; ММП9-/ - является ожидаемым. Тем не менее, остается загадкой как MMП-9 торможение увеличивает
уровни белка NО в мышечных волокнах многомерных мышей. Кроме того, мы обнаружили, что генетическая
абляция MMП-9 снижает уровень кавеолина-3 (белок малого молекулярного
веса локализованый в сарколемме) в скелетных мышцах мышей MDX (рис.
6б). Интересно, что кавеолин-3 непосредственно взаимодействует с NО и подавляет его каталитическую
активность (53). Кроме того, как снижение уровня белка NО (26) и повышенная экспрессия кавеолинf-3 (54,55)
связана с патогенезом скелетных мышц у MDX мышей. В совокупности эти результаты позволяют предположить,
что помимо непосредственно вызваного протеолиза конкретных ЭЦМ-белков цитоскелета, повышенные уровни
MMП-9 могут также вызвать патогенез косвенных механизмов, которые включают в себя изменение в уровнях
белка. Интересное наблюдение настоящего исследования – генетическая абляция или фармакологическое
ингибирование ММП-9 значительно улучшило регенерацию скелетных мышц у мышей MDX (рис. 7,and8) .8).
Кроме того, экспрессия Pax-7, специфического маркера клеточной поверхности для клеток-сателлитов (43), была
значительно увеличена в скелетных мышцах MDX; ММП9 + / - и MDX; ММП9-/ - мышей по сравнению с MDX;
ММП9 + / + мышей (рис. 7D) о том, что расширение регенерации мышечных волокон стало результатом
увеличения спутниковых клеток. Несмотря на истощение клеток-сателлитов из-за чрезмерной активации циклов
дегенерации и регенерации была предложена в качестве основных причин недостаточной регенерации мышечных
волокон при ММД (4,56), утрата регенерационной способности при ММД также может быть связана с другими
факторами, такими как прогрессивное увеличение мышечного интерстициального фиброза, который может
помешать наличию факторов роста и миграции миогенных клеток, необходимых для формирования миофибрилл
(57,58). Увеличение количества провоспалительных цитокинов, таких как TNF-α и IL-1β, которые находятся в
дистрофических мышцах(6,27), могут также ингибировать слияние миобластов в поврежденных мышечных
волокнах. Кроме того, поскольку базальная мембрана имеет важное значение для скелетных мышц и регенерации
формирования нервно-мышечных соединений (59), обширная деградация базальной мембраны мышечных волокон
в дистрофических тканях также может повлиять на способность скелетных мышц к регенерации. В недавнем
докладе также предполагается, что увеличение активации NF-kB вмешивается в регенерацию скелетных мышц у
мышей MDX (27). Потому что ингибирование MMП-9 значительно ингибирует активность воспалительного
ответа (рис. 3 иand4A4Aи B), фиброз (рис. 5) и активацию NF-kB фактора (рис.3В иand8F), 8F), и ослабление
аномалий мембраны мышечных волокон (рис. 6а), увеличивая регенерацию скелетных мышц у MDX; ММП9 + / и MDX; ММП9-/ - мышей может быть результатом некоторых из этих эффектов ингибирования ММП-9.Недавние
сообщения нашей и других групп показывают, что деятельность различных провоспалительных факторов
транскрипции, таких как NF-kB и АР-1 значительно повышены в скелетных мышцах мышей MDX (6,7,27). Кроме
того, фармакологические или генетические ингибирование NF-kB, как сообщалось, ослабление патогенеза
скелетных мышц у мышей MDX (27). Мы также показали, что экспрессия ММП-9 в ответ на различные
провоспалительные цитокины осуществляется с помощью транскрипционной активации NF-kB и АР-1 в
скелетной мышце (29,30). Кроме того, наши данные показывают, что в естественных условиях лечение
ингибиторами NF-kB (т.е. NBD) уменьшает количество MMП-9 белка в скелетных мышцах мышей MDX (рис. 2).
Интересно, что Ачарья и соавт. (27) недавно сообщили, что в естественных условиях лечение NBD-пептидом
предотвращает мышечную патологию и улучшает регенерацию скелетных мышц у MDX мышей. Поскольку
MMП-9 является видным регулируемым геном NF-kB (28), вполне возможно, что NF-kB вызывает патологию
мышц у мышей MDX через повышение экспрессии ММП-9 белка. Активация NF-kB (6,27) и уровня ММП-9 белка
(рис. 1В)остаются повышенными после 2 недель у мышей MDX; (II) генетическое или фармакологическое
ингибирование либо NF-kB (27) или ММП-9 (рис. 3,, 44 иand8) 8) ингибирует различне параметры скелетных
мышц, такие как некроз волокон и воспаления у MDX мышей, и (III) ингибирование либо NF-kB (27) или ММП-9
(рис. 7,and8) 8) улучшает регенерацию скелетных мышц у MDX мышей. В более раннем исследовании, Чен и
соавт. (60) сообщили, что NF-kB сильно индуцируется в скелетных мышцах пациентов с МДД сразу после
рождения. Тем не менее, на более поздних стадиях развития болезни, активация TGF-β увеличивается (60) о том,
что активированный NF-kB может активировать TGF-β пути за счет повышения экспрессии ММП-9, который
преобразует скрытые TGF-β в активной форме (13).Таким образом, наше исследование предоставляет
убедительные доказательства того, что увеличение производства MMП-9 вносит свой вклад в скелетные мышцы в
патогенезе дистрофин-дефицитных скелетных мышц. Основываясь на результатах этого исследования, которое
показывает, что даже частичное ингибирование MMП-9 эффективно снижает активность скелетных мышц в
патогенезе MDX мышей, мы считаем, что ММП-9 будет служить важной молекулярной мишенью для смягчения
повреждения скелетных мышц в патогенезе пациентов МДД в будущем.
Ссылки
1. Emery A.E. The muscular dystrophies. Lancet. 2002;359:687–695. [PubMed]
2. Cohn R.D., Campbell K.P. Molecular basis of muscular dystrophies. Muscle Nerve. 2000;23:1456–1471. [PubMed]
3. Allamand V., Campbell K.P. Animal models for muscular dystrophy: valuable tools for the development of therapies.
Hum. Mol. Genet. 2000;9:2459–2467. [PubMed]
4. Dalkilic I., Kunkel L.M. Muscular dystrophies: genes to pathogenesis. Curr. Opin. Genet. Dev. 2003;13:231–238.
[PubMed]
5. Rando T.A. The dystrophin–glycoprotein complex, cellular signaling, and the regulation of cell survival in the muscular
dystrophies. Muscle Nerve. 2001;24:1575–1594. [PubMed]
6. Kumar A., Boriek A.M. Mechanical stress activates the nuclear factor-kappaB pathway in skeletal muscle fibers: a
possible role in Duchenne muscular dystrophy. FASEB J. 2003;17:386–396. [PubMed]
7. Kumar A., Khandelwal N., Malya R., Reid M.B., Boriek A.M. Loss of dystrophin causes aberrant mechanotransduction in
skeletal muscle fibers. FASEB J. 2004;18:102–113. [PubMed]
8. Judge L.M., Haraguchiln M., Chamberlain J.S. Dissecting the signaling and mechanical functions of the dystrophin–
glycoprotein complex. J. Cell. Sci. 2006;119:1537–1546. [PubMed]
9. Blake D.J., Weir A., Newey S.E., Davies K.E. Function and genetics of dystrophin and dystrophin-related proteins in
muscle. Physiol. Rev. 2002;82:291–329. [PubMed]
10. Engvall E., Wewer U.M. The new frontier in muscular dystrophy research: booster genes. FASEB J. 2003;17:1579–
1584. [PubMed]
11. Mott J.D., Werb Z. Regulation of matrix biology by matrix metalloproteinases. Curr. Opin. Cell Biol. 2004;16:558–564.
[PMC free article] [PubMed]
12. Vu T.H., Werb Z. Matrix metalloproteinases: effectors of development and normal physiology. Genes Dev.
2000;14:2123–2133. [PubMed]
13. Page-McCaw A., Ewald A.J., Werb Z. Matrix metalloproteinases and the regulation of tissue remodelling. Nat. Rev.
Mol. Cell Biol. 2007;8:221–233. [PMC free article] [PubMed]
14. Chandler S., Miller K.M., Clements J.M., Lury J., Corkill D., Anthony D.C., Adams S.E., Gearing A.J. Matrix
metalloproteinases, tumor necrosis factor and multiple sclerosis: an overview. J. Neuroimmunol. 1997;72:155–161.
[PubMed]
15. Hu J., Van den Steen P.E., Sang Q.X., Opdenakker G. Matrix metalloproteinase inhibitors as therapy for inflammatory
and vascular diseases. Nat. Rev. Drug Discov. 2007;6:480–498. [PubMed]
16. Waubant E., Goodkin D.E., Gee L., Bacchetti P., Sloan R., Stewart T., Andersson P.B., Stabler G., Miller K. Serum MMP9 and TIMP-1 levels are related to MRI activity in relapsing multiple sclerosis. Neurology. 1999;53:1397–1401. [PubMed]
17. Hoyhtya M., Hujanen E., Turpeenniemi-Hujanen T., Thorgeirsson U., Liotta L.A., Tryggvason K. Modulation of type-IV
collagenase activity and invasive behavior of metastatic human melanoma (A2058) cells in vitro by monoclonal antibodies
to type-IV collagenase. Int. J. Cancer. 1990;46:282–286. [PubMed]
18. Turpeenniemi-Hujanen T., Thorgeirsson U.P., Hart I.R., Grant S.S., Liotta L.A. Expression of collagenase IV (basement
membrane collagenase) activity in murine tumor cell hybrids that differ in metastatic potential. J. Natl Cancer Inst.
1985;75:99–103. [PubMed]
19. Carmeli E., Moas M., Reznick A.Z., Coleman R. Matrix metalloproteinases and skeletal muscle: a brief review. Muscle
Nerve. 2004;29:191–197. [PubMed]
20. Choi Y.C., Dalakas M.C. Expression of matrix metalloproteinases in the muscle of patients with inflammatory
myopathies. Neurology. 2000;54:65–71. [PubMed]
21. Koskinen S.O., Kjaer M., Mohr T., Sorensen F.B., Suuronen T., Takala T.E. Type IV collagen and its degradation in
paralyzed human muscle: effect of functional electrical stimulation. Muscle Nerve. 2000;23:580–589. [PubMed]
22. Schiotz Thorud H.M., Stranda A., Birkeland J.A., Lunde P.K., Sjaastad I., Kolset S.O., Sejersted O.M., Iversen P.O.
Enhanced matrix metalloproteinase activity in skeletal muscles of rats with congestive heart failure. Am. J. Physiol. Regul.
Integr. Comp. Physiol. 2005;289:R389–R394. [PubMed]
23. Davies J.E., Wang L., Garcia-Oroz L., Cook L.J., Vacher C., O'Donovan D.G., Rubinsztein D.C. Doxycycline attenuates and
delays toxicity of the oculopharyngeal muscular dystrophy mutation in transgenic mice. Nat. Med. 2005;11:672–677.
[PubMed]
24. Hnia K., Hugon G., Rivier F., Masmoudi A., Mercier J., Mornet D. Modulation of p38 mitogen-activated protein kinase
cascade and metalloproteinase activity in diaphragm muscle in response to free radical scavenger administration in
dystrophin-deficient Mdx mice. Am. J. Pathol. 2007;170:633–643. [PMC free article] [PubMed]
25. Kherif S., Lafuma C., Dehaupas M., Lachkar S., Fournier J.G., Verdiere-Sahuque M., Fardeau M., Alameddine H.S.
Expression of matrix metalloproteinases 2 and 9 in regenerating skeletal muscle: a study in experimentally injured and
mdx muscles. Dev. Biol. 1999;205:158–170. [PubMed]
26. Wehling M., Spencer M.J., Tidball J.G. A nitric oxide synthase transgene ameliorates muscular dystrophy in mdx mice.
J. Cell Biol. 2001;155:123–131. [PMC free article] [PubMed]
27. Acharyya S., Villalta S.A., Bakkar N., Bupha-Intr T., Janssen P.M., Carathers M., Li Z.W., Beg A.A., Ghosh S., Sahenk Z.,
et al. Interplay of IKK/NF-kappaB signaling in macrophages and myofibers promotes muscle degeneration in Duchenne
muscular dystrophy. J. Clin. Invest. 2007;117:889–901. [PMC free article] [PubMed]
28. Chakraborti S., Mandal M., Das S., Mandal A., Chakraborti T. Regulation of matrix metalloproteinases: an overview.
Mol. Cell. Biochem. 2003;253:269–285. [PubMed]
29. Li H., Mittal A., Paul P.K., Kumar M., Srivastava D.S., Tyagi S.C., Kumar A. Tumor necrosis factor-related weak inducer
of apoptosis augments matrix metalloproteinase-9 production (MMP-9) in skeletal muscle through the activation of
nuclear factor-kappa B-inducing kinase and p38 mitogen-activated protein kinase: a potential role of MMP-9 in
myopathy. J. Biol. Chem. 2008;284:4439–4450. [PMC free article] [PubMed]
30. Srivastava A.K., Qin X., Wedhas N., Arnush M., Linkhart T.A., Chadwick R.B., Kumar A. Tumor necrosis factor-alpha
augments matrix metalloproteinase-9 production in skeletal muscle cells through the activation of transforming growth
factor-beta-activated kinase 1 (TAK1)-dependent signaling pathway. J. Biol. Chem. 2007;282:35113–35124. [PubMed]
31. May M.J., D'Acquisto F., Madge L.A., Glockner J., Pober J.S., Ghosh S. Selective inhibition of NF-kappaB activation by a
peptide that blocks the interaction of NEMO with the IkappaB kinase complex. Science. 2000;289:1550–1554. [PubMed]
32. Straub V., Campbell K.P. Muscular dystrophies and the dystrophin–glycoprotein complex. Curr. Opin. Neurol.
1997;10:168–175. [PubMed]
33. Kjaer M. Role of extracellular matrix in adaptation of tendon and skeletal muscle to mechanical loading. Physiol. Rev.
2004;84:649–698. [PubMed]
34. Wehling-Henricks M., Sokolow S., Lee J.J., Myung K.H., Villalta S.A., Tidball J.G. Major basic protein-1 promotes
fibrosis of dystrophic muscle and attenuates the cellular immune response in muscular dystrophy. Hum. Mol. Genet.
2008;17:2280–2292. [PMC free article] [PubMed]
35. Massague J. TGFbeta in Cancer. Cell. 2008;134:215–230. [PMC free article] [PubMed]
36. Andreetta F., Bernasconi P., Baggi F., Ferro P., Oliva L., Arnoldi E., Cornelio F., Mantegazza R., Confalonieri P.
Immunomodulation of TGF-beta 1 in mdx mouse inhibits connective tissue proliferation in diaphragm but increases
inflammatory response: implications for antifibrotic therapy. J. Neuroimmunol. 2006;175:77–86. [PubMed]
37. Gosselin L.E., Williams J.E., Personius K., Farkas G.A. A comparison of factors associated with collagen metabolism in
different skeletal muscles from dystrophic (mdx) mice: impact of pirfenidone. Muscle Nerve. 2007;35:208–216. [PubMed]
38. Bernasconi P., Torchiana E., Confalonieri P., Brugnoni R., Barresi R., Mora M., Cornelio F., Morandi L., Mantegazza R.
Expression of transforming growth factor-beta 1 in dystrophic patient muscles correlates with fibrosis. Pathogenetic role
of a fibrogenic cytokine. J. Clin. Invest. 1995;96:1137–1144. [PMC free article] [PubMed]
39. Yu Q., Stamenkovic I. Cell surface-localized matrix metalloproteinase-9 proteolytically activates TGF-beta and
promotes tumor invasion and angiogenesis. Genes Dev. 2000;14:163–176. [PMC free article] [PubMed]
40. Ohlendieck K., Campbell K.P. Dystrophin-associated proteins are greatly reduced in skeletal muscle from mdx mice. J.
Cell. Biol. 1991;115:1685–1694. [PMC free article] [PubMed]
41. Michaluk P., Kolodziej L., Mioduszewska B., Wilczynski G.M., Dzwonek J., Jaworski J., Gorecki D.C., Ottersen O.P.,
Kaczmarek L. Beta-dystroglycan as a target for MMP-9, in response to enhanced neuronal activity. J. Biol. Chem.
2007;282:16036–16041. [PubMed]
42. Zhong D., Saito F., Saito Y., Nakamura A., Shimizu T., Matsumura K. Characterization of the protease activity that
cleaves the extracellular domain of beta-dystroglycan. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006;345:867–871. [PubMed]
43. Le Grand F., Rudnicki M.A. Skeletal muscle satellite cells and adult myogenesis. Curr. Opin. Cell Biol. 2007;19:628–633.
[PMC free article] [PubMed]
44. Tamura Y., Watanabe F., Nakatani T., Yasui K., Fuji M., Komurasaki T., Tsuzuki H., Maekawa R., Yoshioka T., Kawada K.,
et al. Highly selective and orally active inhibitors of type IV collagenase (MMP-9 and MMP-2): N-sulfonylamino acid
derivatives. J. Med. Chem. 1998;41:640–649. [PubMed]
45. Yamaguchi M., Jadhav V., Obenaus A., Colohan A., Zhang J.H. Matrix metalloproteinase inhibition attenuates brain
edema in an in vivo model of surgically-induced brain injury. Neurosurgery. 2007;61:1067–1075. [PubMed]
46. Khurana T.S., Davies K.E. Pharmacological strategies for muscular dystrophy. Nat. Rev. Drug. Discov. 2003;2:379–390.
[PubMed]
47. Stedman H.H., Sweeney H.L., Shrager J.B., Maguire H.C., Panettieri R.A., Petrof B., Narusawa M., Leferovich J.M.,
Sladky J.T., Kelly A.M. The mdx mouse diaphragm reproduces the degenerative changes of Duchenne muscular dystrophy.
Nature. 1991;352:536–539. [PubMed]
48. Morrison J., Lu Q.L., Pastoret C., Partridge T., Bou-Gharios G. T-cell-dependent fibrosis in the mdx dystrophic mouse.
Lab. Invest. 2000;80:881–891. [PubMed]
49. Morrison J., Palmer D.B., Cobbold S., Partridge T., Bou-Gharios G. Effects of T-lymphocyte depletion on muscle fibrosis
in the mdx mouse. Am. J. Pathol. 2005;166:1701–1710. [PMC free article] [PubMed]
50. Spencer M.J., Montecino-Rodriguez E., Dorshkind K., Tidball J.G. Helper (CD4(+)) and cytotoxic (CD8(+)) T cells
promote the pathology of dystrophin-deficient muscle. Clin. Immunol. 2001;98:235–243. [PubMed]
51. Ducharme A., Frantz S., Aikawa M., Rabkin E., Lindsey M., Rohde L.E., Schoen F.J., Kelly R.A., Werb Z., Libby P., et al.
Targeted deletion of matrix metalloproteinase-9 attenuates left ventricular enlargement and collagen accumulation after
experimental myocardial infarction. J. Clin. Invest. 2000;106:55–62. [PMC free article] [PubMed]
52. Lim D.H., Cho J.Y., Miller M., McElwain K., McElwain S., Broide D.H. Reduced peribronchial fibrosis in allergenchallenged MMP-9-deficient mice. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol.
2006;291:L265–L271. [PubMed]
53. Garcia-Cardena G., Martasek P., Masters B.S., Skidd P.M., Couet J., Li S., Lisanti M.P., Sessa W.C. Dissecting the
interaction between nitric oxide synthase (NOS) and caveolin. Functional significance of the nos caveolin binding domain
in vivo. J. Biol. Chem. 1997;272:25437–25440. [PubMed]
54. Galbiati F., Volonte D., Chu J.B., Li M., Fine S.W., Fu M., Bermudez J., Pedemonte M., Weidenheim K.M., Pestell R.G.,
et al. Transgenic overexpression of caveolin-3 in skeletal muscle fibers induces a Duchenne-like muscular dystrophy
phenotype. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2000;97:9689–9694. [PMC free article] [PubMed]
55. Vaghy P.L., Fang J., Wu W., Vaghy L.P. Increased caveolin-3 levels in mdx mouse muscles. FEBS Lett. 1998;431:125–
127. [PubMed]
56. Heslop L., Morgan J.E., Partridge T.A. Evidence for a myogenic stem cell that is exhausted in dystrophic muscle. J. Cell.
Sci. 2000;113:2299–2308. [PubMed]
57. Irintchev A., Zweyer M., Wernig A. Impaired functional and structural recovery after muscle injury in dystrophic mdx
mice. Neuromuscul. Disord. 1997;7:117–125. [PubMed]
58. Duance V.C., Stephens H.R., Dunn M., Bailey A.J., Dubowitz V. A role for collagen in the pathogenesis of muscular
dystrophy? Nature. 1980;284:470–472. [PubMed]
59. Sanes J.R. The basement membrane/basal lamina of skeletal muscle. J. Biol. Chem. 2003;278:12601–12604. [PubMed]
60. Chen Y.W., Nagaraju K., Bakay M., McIntyre O., Rawat R., Shi R., Hoffman E.P. Early onset of inflammation and later
involvement of TGFbeta in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 2005;65:826–834. [PubMed]
61. Amalfitano A., Chamberlain J.S. The mdx-amplification-resistant mutation system assay, a simple and rapid
polymerase chain reaction-based detection of the mdx allele. Muscle Nerve. 1996;19:1549–1553. [PubMed]
Переведено проектом МОЙМИО: www.mymio.org
Оригинал статьи: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2701330/?tool=pubmed