Х И М И Я Р А С... 1 2008 

ISSN 1029-5151
ISSN 1029-5143 (on-line)
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ
1  2008
http://chem.wood.ru
http://www.chem.asu.ru/chemwood/
Учредители
Алтайский государственный университет
Институт химии и химической технологии СО РАН
Красноярский государственный университет
Сибирский государственный технологический университет
Сибирский НИИ торфа СО РАСХН
Томский государственный университет
Томский политехнический университет
Главный редактор
Н.Г. БАЗАРНОВА
Редакционный совет
Ю.Д. Алашкевич, В.И. Белоглазов, В.К. Дубовый, Д.А. Дулькин, И.Н. Ковернинский,
Б.Н. Кузнецов, А.В. Кучин, Ю.С. Оводов, Г.А. Толстиков
Редакционная коллегия
Э.Л. Аким, В.А. Бабкин, К.Г. Боголицын, Н.В. Бодоев, Л.М. Бурлакова, Т.И. Бурмистрова,
Л.С. Гальбрайх, А.И. Галочкин, А.Ф. Гоготов, И.П. Дейнеко, В.А. Елкин, А.А. Ефремов,
В.И. Комаров, С.Г. Маслов, А.И. Михайлов, Р.З. Пен, С.М. Репях, С.З. Роговина, В.И. Рощин,
Г.Л. Рыжова, А.С. Смолин, О.М. Соколов, Р.А. Степень, Н.Е. Судачкова, В.Е. Тарабанько,
Г.М. Телышева, А.В. Ткачев, А.Н. Трофимов, В.С. Шевелуха
Ответственный секретарь – В.И. Маркин
Журнал теоретических и прикладных исследований
Номер государственной регистрации ПИ №77–16614
Журнал основан при поддержке Российского фонда фундаментальных исследований
(грант №96-07-89501)
Журнал реферируется в РЖ «Химия» (ВИНИТИ) и Chemical Abstracts (CAS)
Адрес редакции журнала:
656049, г. Барнаул, пр. Ленина, 61,
Алтайский государственный университет,
«Химия растительного сырья»
Тел. (3852) 36-73-88
E-mail: journal@chemwood.asu.ru
http://chem.wood.ru
http://www.chem.asu.ru/chemwood/
Подписка на журнал оформляется через фирмы-партнеры
ЗАО «Международная книга-Периодика» или
непосредственно в ЗАО «МК-Периодика» по адресу:
117049, Москва, ул. Б. Якиманка, 39,
ЗАО «МК-Периодика»
Тел.: (095) 238-14-85, 238-46-34; факс: 238-46-34
E-mail: info@mkniga.msk.su
Internet: http://www.periodicals.ru; http://www.mkniga.ru
Подписной индекс 46465 (Роспечать)
Все права защищены. Ни одна из частей журнала либо издание в целом не могут быть размножены каким
бы ни было способом без разрешения авторов или издателя.
 Алтайский государственный университет, 2008
СОДЕРЖАНИЕ
Ишмуратов Г.Ю., Яковлева М.П., Выдрина В.А., Толстиков Г.А. ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА
В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ ПРИРОДНЫХ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ БИОРЕГУЛЯТОРОВ .......... 5
Майорова Л.П. О НЕКОТОРЫХ ОСОБЕННОСТЯХ РАСТВОРЕНИЯ СУЛЬФОНИРОВАННОГО
ЛИГНИНА БЕРЕЗОВОЙ ДРЕВЕСИНЫ .......................................................................................................... 29
Майорова Л.П. РАСТВОРЕНИЕ ДИОКСАНЛИГНИНА БЕРЕЗОВОЙ ДРЕВЕСИНЫ В СУЛЬФИТНЫХ
ВАРОЧНЫХ РАСТВОРАХ С РН 5,0 И 7,0 ...................................................................................................... 33
Пермякова Г.В., Лоскутов С.Р., Семенович А.В. ЭКСТРАКЦИЯ КОРЫ ХВОЙНЫХ ВОДОЙ
С ДОБАВЛЕНИЕМ МОНОЭТАНОЛАМИНА ................................................................................................ 37
Судакова И.Г., Кузнецов Б.Н., Гарынцева Н.В. ИЗУЧЕНИЕ ПРОЦЕССА ВЫДЕЛЕНИЯ СУБЕРИНОВЫХ
ВЕЩЕСТВ ИЗ БЕРЕСТЫ БЕРЕЗОВОЙ КОРЫ ............................................................................................... 41
Кузнецова С.А., Кузнецов Б.Н., Веселова О.Ф., Кукина Т.П., Калачева Г.С., Скворцова Г.П.,
Редькина Е.С. ИЗУЧЕНИЕ СОСТАВА ГЕКСАНОВОГО ЭКСТРАКТА БЕРЕСТЫ И ЕГО ТОКСИКОФАРМАКОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ............................................................................................................ 45
Злобин А.А., Жуков Н.А., Оводова Р.Г. ХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВОДОРАСТВОРИМЫХ
ПОЛИСАХАРИДОВ КАЛЛУСНОЙ ТКАНИ ШИПОВНИКА МОРЩИНИСТОГО
ROSA RUGOSA THUNB...................................................................................................................................... 51
Дейнека В.И., Хлебников В.А., Сорокопудов В.Н., Анисимович И.П. ХЛОРОГЕНОВАЯ КИСЛОТА
ПЛОДОВ И ЛИСТЬЕВ НЕКОТОРЫХ РАСТЕНИЙ СЕМЕЙСТВА BERBERIDACEAE.............................. 57
Исаева Е.В., Ложкина Г.А., Рязанова Т.В., Вялков А.И., Домрачев Д.В., Ткачев А.В. ХРОМАТО-МАСССПЕКТРОМЕТРИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ЛЕТУЧИХ КОМПОНЕНТОВ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ
ТОПОЛЯ БАЛЬЗАМИЧЕСКОГО ..................................................................................................................... 63
Исаева Е.В., Ложкина Г.А., Литовка Ю.А., Рязанова Т.В. БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ
ЭКСТРАКТОВ И ЭФИРНЫХ МАСЕЛ ПОЧЕК ТОПОЛЯ БАЛЬЗАМИЧЕСКОГО
КРАСНОЯРСКОГО КРАЯ ................................................................................................................................. 67
Жигжитжапова С.В., Рабжаева А.Н., Звонцов И.В., Раднаева Л.Д. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ
ЭФИРНОГО МАСЛА ТИМЬЯНА БАЙКАЛЬСКОГО THYMUS BAIKALENSIS SERG.,
ПРОИЗРАСТАЮЩЕГО В ЗАБАЙКАЛЬЕ....................................................................................................... 73
Ламрини Мохаммед, Куркин В.А., Мизина П.Г., Беляева М.В., Арутюнов Ю.И., Онучак Л.А.
ФЛАВОНОИДЫ И ТЕРПЕНОИДЫ ЦВЕТКОВ ЛАВАНДЫ КОЛОСОВОЙ ............................................... 77
Правдивцева О.Е., Куркин В.А. ИССЛЕДОВАНИЯ ПО ОБОСНОВАНИЮ НОВЫХ ПОДХОДОВ
К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ И ПРЕПАРАТОВ ЗВЕРОБОЯ ПРОДЫРЯВЛЕННОГО .......................... 81
Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. ИССЛЕДОВАНИЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЙ РЕАКЦИИ ИНУЛИНА
С РЕЗОРЦИНОМ В ЗАВИСИМОСТИ ОТ УСЛОВИЙ ЕЕ ПРОВЕДЕНИЯ ................................................. 87
Оленников Д.Н., Танхаева Л.М., Чехирова Г.В., Петров Е.В. МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО
ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО СОДЕРЖАНИЯ ПОЛИФРУКТАНОВ В КОРНЕВИЩАХ И КОРНЯХ
ДЕВЯСИЛА ВЫСОКОГО (INULA HELENIUM L.) ......................................................................................... 95
Лубсандоржиева П.Б. БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВА И АНТИОКСИДАНТНАЯ
АКТИВНОСТЬ IN VITRO ПОЛИЭКСТРАКТА LOMATOGONIUM CARINTHIACUM (WULFEN) A. BR.101
Лубсандоржиева П.Б., Ажунова Т.А., Цыбанов К.Ц. ПОЛУЧЕНИЕ ЭКСТРАКТА СУХОГО ИЗ 4КОМПОНЕНТНОГО СБОРА И СОДЕРЖАНИЕ В НЕМ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ ВЕЩЕСТВ 107
Сысоева М.А., Хабибрахманова В.Р., Гамаюрова В.С., Зайнетдинова Э.Ф. РАЗДЕЛЕНИЕ ВОДНЫХ
ИЗВЛЕЧЕНИЙ ЧАГИ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ЭТИЛАЦЕТАТА. III. СОСТАВ ЛИПИДОВ,
ОТДЕЛЯЕМЫХ ИЗ ВОДНОГО ИЗВЛЕЧЕНИЯ ЧАГИ ЭТИЛАЦЕТАТОМ .............................................. 111
Тлегенов Р.Т. СИНТЕЗ N-ЗАМЕЩЕННЫХ ПРОИЗВОДНЫХ АНАБАЗИНА .......................................... 115
Левчук А.А., Гоготов А.Ф., Бабкин В.А., Остроухова Л.А., Баранов О.И., Батура И.И., Гендин Д.В.
РАСТИТЕЛЬНЫЕ ФЕНОЛЫ В КАЧЕСТВЕ АЛЬТЕРНАТИВЫ ТЕХНОГЕННЫМ ФЕНОЛАМ ДЛЯ
ПОЛУЧЕНИЯ ИНГИБИТОРОВ ТЕРМОПОЛИМЕРИЗАЦИИ ПРИ ПЕРЕРАБОТКЕ ЖИДКИХ
ПРОДУКТОВ ПИРОЛИЗА НЕФТЯНЫХ УГЛЕВОДОРОДОВ ................................................................... 119
Сысоева Л.Н., Бурмистрова Т.И., Трунова Н.М. ПРИМЕНЕНИЕ ПРОДУКТОВ ПЕРЕРАБОТКИ ТОРФА
В КАЧЕСТВЕ ИНДУКТОРОВ ЗАЩИТЫ РАСТЕНИЙ ОТ ГРИБНЫХ ИНФЕКЦИЙ .............................. 123
Федько И.В., Гостищева М.В., Исматова Р.Р. СРАВНИТЕЛЬНОЕ ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО
СОСТАВА И БИОЛОГИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ ТОРФА В ЗАВИСИМОСТИ ОТ СТЕПЕНИ ЕГО
РАЗЛОЖЕНИЯ ................................................................................................................................................. 127
Блинушова О.И., Дулькин Д.А., Ковернинский И.Н. РАЗВИТИЕ ТЕОРИИ МЕХАНИЗМА
ПРОКЛЕЙКИ ТЕСТ-ЛАЙНЕРА ДИМЕРАМИ АЛКИЛКЕТЕНА ............................................................... 131
Свердлик Г.В., Ковернинский И.Н. ИССЛЕДОВАНИЕ ВТОРИЧНОГО ВОЛОКНИСТОГО СЫРЬЯ
ДЛЯ ПРОИЗВОДСТВА ТЕСТ-ЛАЙНЕРА ..................................................................................................... 139
Есякова О.А., Степень Р.А. ИНДИКАЦИЯ ЗАГРЯЗНЕНИЯ АТМОСФЕРЫ КРАСНОЯРСКА
ПО МОРФОМЕТРИЧЕСКИМ И ХИМИЧЕСКИМ ПОКАЗАТЕЛЯМ ХВОИ ЕЛИ СИБИРСКОЙ .......... 143
Краткие сообщения
Федосеева Л.М., Биндюк М.А. УСТАНОВЛЕНИЕ ТЕХНОЛОГИЧЕСКИХ ПАРАМЕТРОВ ЛИСТЬЕВ
ЛОПУХА БОЛЬШОГО .................................................................................................................................... 149
Курзин А.В., Евдокимов А.Н., Павлова О.С., Антипина В.Б. МОНОЭФИРЫ КСИЛИТА И ЖИРНЫХ
КИСЛОТ ТАЛЛОВОГО МАСЛА ................................................................................................................... 151
Персоналии
АКАДЕМИК РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ НАУК ГЕНРИХ АЛЕКСАНДРОВИЧ ТОЛСТИКОВ ........ 153
Хроника
ОАО «ПОЛОТНЯНО-ЗАВОДСКАЯ БУМАЖНАЯ ФАБРИКА» – 290 ЛЕТ .............................................. 155
АВТОРСКИЙ УКАЗАТЕЛЬ №1 (2008) .......................................................................................................... 157
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 5–28.
УДК 547.596.2
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ ПРИРОДНЫХ
НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ БИОРЕГУЛЯТОРОВ
Г.Ю. Ишмуратов1, М.П.Яковлева1*, В.А.Выдрина1, Г.А.Толстиков2
©
Институт органической химии Уфимского научного центра РАН,
пр. Октября, 71, Уфа, 450054 (Россия) E-mail: insect@anrb.ru
2
Новосибирский институт органической химии им. Н.Н.Ворожцова СО РАН,
пр. ак. Лаврентьева, 9, 630090, Новосибирск (Россия)
1
Представлен обзор работ, посвященных синтезу природных низкомолекулярных биорегуляторов (феромонов, родентицидов, составляющих масел цветов и фруктов и др.) с использованием продуктов енолизации (-)-ментона в кислых
и основных условиях.
Введение
Эффективность многих биологически активных соединений, в том числе феромонов насекомых, в большинстве случаев зависит от их стереохимической чистоты, поэтому важное значение имеют правильный
выбор исходного сырья и пути его трансформации в целевую молекулу. Один из них – это функционализация природных соединений с сохранением имеющихся асимметрических центров. Относительно доступный
оптически чистый монотерпеноид l-ментол, выделяемый из эфирного масла перечной мяты, не получил до
настоящего времени должного применения в химии низкомолекулярных биорегуляторов насекомых и других биологически активных веществ, поскольку строение данного соединения (тризамещенный циклогексан) накладывает определенные ограничения при его функционализации.
Взаимодействие ментона как электрофильного субстрата с углерод-центрированными нуклеофилами, генерированными из других молекул карбонильных соединений, имеет свои отличительные особенности. Такого рода реакции протекают с промежуточным образованием енола или енолят-иона. Переход от кето- к
енольной форме – енолизация – катализируется кислотами и основаниями [1].
1. Кислотно-катализируемая енолизация (-)-ментона
Так как кислотно-катализируемая енолизация проходит при повышенных температурах, то основным в
реакциях является продукт «термодинамического» контроля. Примером служит процесс, протекающий максимально на 52% над алюмосиликатным катализатором в проточной системе при 180–360 °С и атмосферном
давлении [2], что несущественно превышает величину, полученную ранее для медного катализатора [3]. Инверсия кетона (1) может быть объяснена протонизацией водорода на поверхности катализатора.
a
O
+H
+
OH
+
-H
+
1
*
Автор, с которым следует вести переписку.
O
OH
2
a) кат., 180–360 °C.
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
6
Подобная изомеризация происходит также под действием медного катализатора (3) при кипячении в
МеОН или бензоле, а также при нагревании до 100 °С в диметилформамиде. Наибольший стереоспецифический эффект достигнут в бензоле [4].
CH CH3
N CH
O
a
1
a) 3, МеOH (Δ) или PhH (Δ) или DMF (100 °C)
Cu
2
CH N
CH3
O
CH
3
Реакция с тиоацеталями или тиолами в присутствии кислоты Льюиса (AlCl 3) протекает региоспецифично
и с хорошими выходами [5].
a
1
a) МеCH(SR)2 или RSH, AlCl3, PhH, 
SR
46-64 %
4,5
R = Et, Pr.
Действием на ментон (1) смеси Ac2O – HClO4 при комнатной температуре получена смесь енолацетатов
(6) и (7), разделенная хроматографически [6].
1
a
90%
+
OAc
7:3
6
OAc
a) Ac2O, HClO4
7
Подобно вышеуказанному, с преимущественным образованием термодинамического продукта – енолацетата (6) проходит реакция ментона с АсОН в присутствии HClO4 [7] и с Ac2O в присутствии TsOH [8].
a or b
1
a) AcOH, HClO4, CCl4 (98%); b) Ac2O, TsOH
6
Кислотно-катализируемая реакция ментона (1) с формальдегидом протекает с образованием смеси продуктов, основными компонентами которой являются спирты (8) и (10) и соответствующие им ацетаты (9) и
(11), разделенные ВЭЖХ. При термической обработке ацетатов (9) или (11) образуется енолацетат (6) [9].
CH2OR
1
a
6
O
O
ROCH2
b
9 or 11
+
а) (CH2O)n, Ac2O, H3PO4, 40–60 °oC;
8,9
10 , 11
R = H ( 8 , 10 ), Ac ( 9 , 11 )
b) 160-200oC.
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
7
Полученный енолацетат (6) далее трансформирован в (R)-4-ментенон (R-13). Один из способов основан
на реакции бромирования – дегидробромирования [8].
a
b
6
Br
Br
OAc
a) Br2, CCl4; b) МеOH.
O
76%
on 2 steps
12
R-13
Другой метод основан на электрохимическом окислении енолацетата (6) в уксусной кислоте в присутствии тетраэтиламмоний p-толуолсульфоната как подходящего электролита [10, 11].
a
R-13
6
a) e -, AcOH, Et4N+ p-TsО-
Еще один способ получения ментенона (R-13) базируется на последовательных реакциях бромирования
ментона (1) с помощью диоксан-дибромида [12], N-бромсукцинимида (NBS) [13] или пербромида
2-карбэтоксиэтилтрифенилфосфония Ph3P+CH2CH2COOBr3 [14] с последующим дегидробромированием под
действием MeОН [15] или хинолина [13].
a,b
1
a) 1,4-диоксан∙Br2 или Ph3P+CH2CH2COOBr3 или NBS;
R-13
b) MeOH или хинолин
68%
(R)-4-Ментенон (R-13) также выделен методом препаративной ГЖХ из смеси с 4- (14) и 2-гидрокси- (15)
-ментонами – продуктами аллильного окисления SeO2 [16].
OH
b
a
R-13 ( 53% )
1
+
R-13
+
O
O
OH
a) SeO2, EtOH, Δ;
b) ВЭЖХ.
15 ( 3% )
14 ( 7% )
(R)-4-ментенон (R-13) превращен в его оптический антипод (S-13) последовательными хемоселективными реакциями: окисления 30% Н2О2 в присутствии MeОNa до эпоксида (16), восстановления его действием
гидразингидрата до соответствующего енола (17) и окисления по Джонсу [10, 11].
R - 13
a
b
c
79%
75%
74%
O
O
16
HO
17
a) H2O2, MeONa;
b) 100% H2N–NH2∙H2O;
c) CrO3, Ме2CO
O
S - 13
2. Енолизация (-)-ментона под действием оснований
При действии на (-)-ментон (1) и изоментон (2) производных щелочных металлов происходит генерирование карбаниона в α-положении к карбонильной группе [17]. Важной особенностью такой енолизации [18]
является возможность образования изомерных 2- (16а и 16c) и 4- (16b) – енолят-карбанионов.
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
8
O
O
16a
O
1
O
O
2
16 b
16c
Это иллюстрируется изомеризацией на 60% (–)-ментона (1) в (+)-изоментон (2) уже при комнатной температуре под действием EtONa в EtOH [19].
i
Pr
a
Pri
a) EtONa, EtOH
60%
O
1
O
2
В реакциях, протекающих с участием генерируемых в равновесных условиях енолят-карбанионов (16a–
16c), создаются предпосылки образования двух диастереомерных продуктов: с сохранением исходной конфигурации (17) и обращением конфигурации хирального центра С4 в α-положении к карбонильной группе (18).
R
R
16 a
16b
1
O
O
18
17
Предпосылки обращения конфигурации С4 в указанных условиях заложены в равновесном характере
всех стадий реакции. Так как 4-е положение является пространственно затрудненным из-за присутствия
изопропильного заместителя, образование карбаниона идет в первую очередь во 2-е положение циклогексанового кольца.
Региоспецифичность реакции получения енолсилиловых эфиров зависит от типа катализатора. Так, обработка ментона (1) Me3SiCl в присутствии бисдиизопропиламида магния приводит к преимущественному
образованию «кинетического» (менее стерически затрудненного) енолэфира (19) (соотношение 19 : 20 =
98 : 2) [20]. При замене катализатора на броммагнезилдиизопропропиламид преимущественным в смеси
оказывается «термодинамический» продукт (20) (соотношение 19 : 20 = 3 : 97) [21].
1
a or b
OSi Me3
19
+
OSiMe3
a) Me3SiCl, (Pri2N)2Mg, THF–гептан, 0 °C
(90%);
i
b) Me3SiCl, Pr 2NMgBr, Et3N, Et2O, HMPA,
25 °С (97%)
20
Преимущественное образование «кинетического» енолята лития (22) возможно также при обработке тозилгидразона ментона (21) большим избытком (5 экв.) алкиллитиевого реагента в апротонном растворителе [22].
Воздействие на него избытком иода проходит высокостереоселективно с образованием цис-иодида (23).
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
9
a) H2NNHTs, CH2Cl2;
1
a
b
N
c
NHTs
b) 5 eq. BunLi ;
Li
I
c) 4 eq. I2
21
22
23
Генерация карбанионов может проходить также под действием метилата натрия в метаноле, гидрида
натрия в ТГФ [23], амида натрия в толуоле [24] и других оснований.
Еноляты, генерированные из ментона (1), способны вступать в реакции алкилирования, ацилирования и
альдольно-кротоновой конденсации с ароматическими альдегидами.
2.1. Алкилирование енолятов
Примером алкилирования служит реакция ментона (1) с иодидами (24–26) при использовании в качестве
основания амида натрия в толуоле. Первоначально процесс протекает по 4-му, а затем и 2-му положениям
циклогексанового кольца. В результате получены продукты стереоселективного моно- (27–29), ди- (30–32) и
три- (33–35) алкилирования, которые являются производными изоментона [24].
R
R
1
c,b
a,b
R
27-29
O
R
d,b
R
30-32
O
R
33-35
O
R = –Ме (24, 27, 30, 33);
–Et (25, 28, 31, 34);
–CH2CH=CH2 (26, 29, 32, 35)
a) NaNH2, PhМе, 60 °C (55% for 27;
70% для 28; 90% для 29); b) R-I (24–26);
c) NaNH2, PhМе,  (50% для 30;
50% для 31; 75% для 32);
d) NaNH2, C6H4Ме2,  (25% для 33;
35% для 34; 45% для 35)
Конденсация енолята ментона (36), генерированного под действием спиртового раствора КОН, с метилвинилкетоном по Михаэлю также протекает по 4-му положению циклогексанового кольца с образованием
стереоизомерных продуктов (37а) и (37b) в соотношении 7 : 3 [25]. Продуктов алкилирования по 2-му положению не наблюдалось. Циклизация образующейся смеси дикетонов, протекающая при кипячении в бензоле с ТsОН, сопровождается дегидратацией. В результате получена смесь четырех соединений (38a), (38b),
(39а) и (39b) в соотношении 5 : 2 : 2 : 1. Использование трет-бутилата калия в бензоле при комнатной температуре позволяет увеличить региоселективность реакции циклизации: образуется смесь лишь двух стереоизомеров (39a) и (39b) в соотношении 7 : 3. Гидрирование завершает синтез (7R,9S,10S)-(+)-7-метил-10изопропилдекалона-2 (40a) в смеси с его (7R,9S,10R)-изомером (40b).
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
10
O
O
1
a
OH
O
O
b
+
7:3
37a
O
O
37b
O
O
O
O
+
d
+
+
39b
39a
38b
38a
O
+
OK
36
OH
O
c
+
40a
40b
38a : 38b : 39a : 39b = 5:2:2:1
O
a) KOH, EtOH; b)
; c) TsOH, PhH; d) H2, cat.
2.2. Ацилирование енолятов
При обработке (–)-ментона (1) хлорангидридами кислот возможно получение продуктов как С-, так и
О-ацилирования. Это достигается варьированием природы оснований, вызывающих енолизацию ментона.
Так, применение диизопропиламидмагнийбромида в качестве основания позволяет регио- и стереоселективно получить дикетоны (41) и (42) – продукты С-алкилирования, а использование в качестве основания диизопропиламида лития – аллильные ацилаты (43) и (44) с преимущественным образованием производных
3-ментенола [26], причем увеличение объема заместителя ацилирующего агента резко снижает конверсию
исходного (1).
Реакция О-ацилирования также протекает при образовании енола из ментона под действием NaNH2 в кипящем толуоле и последующей обработке EtCOCl, приводящей к смеси 95:5 енолпропионатов (45) и (46),
разделенных хроматографически [6].
H
O
c,b
O
R*
43, 44
1
O
C
a,b
R*
O
a) BrMgDA; b) R*COCl; c) LDA
41, 42
Реагент R*COCl
CF3
Продукт, выход
С-алкилирования
О-алкилирования
41, 70%
43, 54%
42, 16%
44, 5%
OCH3
Cl
Ph
O
Cl
O
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
O
a,b
1
O
+
65%
11
O
Et
O
a) NaNH2, PhМе, ; b) EtCOCl, 45 °C.
Et
95 : 5
46
45
Реакция С-ацилирования (-)-ментона (1) протекает с образованием 1,3-дикарбонильных соединений.
Широкие синтетические возможности последних связаны с таутомерией, обусловленной енолизацией одной
из карбонильных групп с образованием стабильного шестичленного цикла за счет внутримолекулярной водородной связи, и двойственной реакционной способностью.
R
R
R
R
Ñ
Ñ
C
O
H
O
R
C
R
C
C
O
O
H
Так, при конденсации ментона (1) с этилформиатом [27] образуется 2-формилментон (47), который содержит лишь 1% кетоформы [27]. Стереохимически реакция протекает неоднозначно. Главным продуктом
этой реакции является производное не ментона (1) – соединение (47b), а изоментона (2) – формилментон
(47а), существующего в конформации с экваториальной изопропильной группой [2].
i
Pr
i
Pr
i
Pr
O
Me
Me
1
Me
HCOOR
- OH
O
P ri Me
O
H
O
H
H
O
47b
O
H
47a
Эпимеризация изопропильной группы приводит к образованию диастереомерной смеси (5:1) соединений
(47а) и (47b) [28].
H
1
H
a
O
70%
H
O
O
+
O
H
a) HCOOR, CH3ONa
5:1
47b
47a
R=Et, Pri
Благодаря кето-енольному равновесию β-дикетоны (47a) и (47b) вступают в реакцию с солями металлов,
в результате которой происходит замена внутримолекулярно связанного атома водорода на металл и выделение молекулы соответствующей кислоты, что использовано для разделения диастереомеров соединения
(47) через комплексы (48а) и (48b), образованные медью (II) (в виде темно-зеленого масла) и никелем (II) (в
виде светло-зеленых кристаллов) с помощью хроматографии [29].
H
47a + 47b
H
a
O
87-88%
M
O
O
O
+
O
O
H
48a
M
O
O
H
48b
M = Cu (II), Ni (II)
a) M(OAc)2, EtOH, 
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
12
Увеличение объема ацилирующего агента уменьшает конверсию ментона (1), но увеличивает стереоселективность реакции. Так, с использованием этилацетата или этилтрифторацетата синтезированы с низкими
(10–20%) выходами 2-ацетил- и 2-трифторацетилментоны (49) и (50), являющиеся нацело производными
более устойчивого изоментона [28].
O
1
R
a or b
10-20%
a) AcOEt, МеONa; b) F3CCOOEt, МеONa.
O
R = Me (49), CF3 (50)
49 , 50
В реакции 1-метилсульфонил-4-фенилфталазина (51) с ментоном (1), протекающей в присутствии NaNH2
или NaOH, происходит замещение метилсульфонильной группы с образованием соединений (52) [30].
N
N
Ph
a) NaNH2 or NaOH, PhH;
SO2Me
1
a,b
*
N
O
N
b)
Ph
(51)
52
Алкилирование литиевого енолята (–)-ментона (1) 2-бромбензилбромидом проходит с образованием единственного продукта (53). Дальнейшее внутримолекулярное катализированное Ni(II)/Cr(II)-сочетание по Нозаки-Такаи-Хияма-Киши с последующей кислотной обработкой приводит к хирально аннулированному индену
(54), успешно применяемому в качестве лиганда для приготовления инденил- и бис-инденилметаллических
комплексов [31]. Последняя стадия сопровождается эпимеризацией по асимметрическому C-атому с изопропильным заместителем с образованием смеси (1 : 1) диастеремеров (54а) и (54b), причем обработка ее TsOH в
СHCl3 позволяет сдвинуть это соотношение до 2 : 1 в пользу транс-изомера (54а).
54a
c-e
a,b
1
O
Br
89%
+
53
a) LDA, THF, –78 °C;
b) 2-bromobenzyl bromide, THF,
0 °C;
c) CrCl2, NiCl2, DMF, 145 °C;
d) HCl;
e) TsOH, CHCl3 , 25 °C.
54b
Ацилирование ментона (1) ароматическими соединениями (55) и (56) приводит к соответствующим дикетонам (57) и (58), способным под действием моногидрата гидразина циклизоваться в пиразолы (59) и (60).
N-Ацилпроизводные последних привлекают внимание как вещества с потенциальной биологической (антидиабетической и противовоспалительной) активностью [32], как хиральные синтетические интермедиаты
[33], вспомогательные агенты [34, 35] и катализаторы [36–38].
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
Ar
1
Ar
c
O
a,b
13
N
N
O
a. LDA, THF;
H
b. Ar-COCl (55, 56);
57 , 58
c. NH2NH2∙H2O, HCl.
59 , 60
Ar = Ph
Yield 69%
Ar = 4-ClC6H4 Yield 46%
Ar = Ph
Yield 96% ..
Ar = 4-ClC6H4 Yield 58% ..
Ментон (1) также способен вступать в реакцию конденсации с гидрохлоридами алифатических и алициклических аминов и параформом в присутствии концентрированной HCl с образованием оснований Манниха (61), (62) и (63), далее переводимых в соответствующие аммонийные производные (64), (65) и (66) [39].
CH2NR2Me
I
Me
CH2NR2
c
a
1
O
O
c
N
b
O
N+
O
O
O
I
64, 65
61, 62
63
66
R = Ме (61, 64, 67), Et (62, 65, 68)
а) R2NH·HCl (67, 68), (CH2O)n, HCl, EtOH; b) морфолин∙HCl; c) MeI.
Метиленирование ментона (1), выполненное воздействием на его литиевый енолят солью Эшенмозера
(69) с последующей обработкой промежуточного амина MeI и водным раствором NaHCO3, приводит к
α,β-ненасыщенному кетону (70) [40].
1
a,b
a) LDA, CH2=N+(Me)2I (69), HMPA, THF;
O
62%
b) МеI, NaHCO3.
70
При конденсации ментона (1) в виде литиевого енолята 3-триметилсилилбут-3-ен-2-оном (71) образуется
дикетон (72) [41].
O
H
1
O
a,b
O
a) LDA ; b)
72
Si Me3
(71)
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
14
Диизопропиламид лития использован также для енолизации ментолактона (73) – продукта окисления
ментона (1) по Байеру-Виллигеру [42]. Алкилирование енолята лактона (73) аллилбромидом проходит с образованием единственного стереоизомера (74).
1
a
b
O
O
89%
O
a) Ac2O, H2O2, AcONa ;
b) LDA, CH2=CHCH2Br
O
74
73
2.3. Альдольно-кротоновая конденсация
В традиционных условиях основного катализа (-)-ментон (1) с ароматическими альдегидами практически
не реагирует: для осуществления альдольно-кротоновой конденсации требуется создание суперосновной
среды. Реакция в общем случае может приводить к кетолам (β-гидроксикетонам) (75), (76) и продуктам их
дегидратации – α,β-ненасышенным кетонам (77), (78).
Ar
Ar
1 or 2
OH
b
a
c
16 a-c
a) base;
b) ArCHO;
c) –H2O
O
O
75, 76
77, 78
75, 76 – 1R,4S-транс-, 77, 78 – 1R,4R-цис-диастереомеры
Синтез соответствующих производных 1R,4S-транс-p-ментан-3-она (без обращения конфигурации С(4))
представляется возможным в условиях практически необратимого генерирования промежуточных еноляткарбанионов (16a-c). Это может быть реализовано, если основания являются пространственно затрудненными. Наиболее часто для подобного практически необратимого депротонирования несимметричных кетонов по наименее замещенному α-положению применяют разветвленные диалкиламиды лития, в некоторых
случаях предпочтительным считают использование соответствующих производных магния или цинка.
Например, депротонированием (–)-ментона (1) броммагнезилдиизопропиламидом с последующим взаимодействием с 4-фенилбензальдегидом удалось синтезировать 1R,4S-гидроксикетон (79) с сохранением исходной конфигурации (-)-ментона (1), причем возникающие в ходе реакции хиральные С(2) и С(1`) центры
имеют R- и S-конфигурации соответственно [43].
H
1
OH
H
a
CHO
a)
O
, Pri2NMgBr
79
Реакция альдольной конденсации ментона (1) с бензальдегидом протекает гладко при –78 °С и дает преимущественно гидроксикетон (80), отделенный от минорного компонента хроматографически. Гидридное
восстановление кетона (80) через промежуточный силиловый эфир приводит после снятия защиты к диолу
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
15
(81) в виде единственного диастереомера (de >99%), образующему шестичленный хелат (82) с различными
ионами металла (М) [44, 45].
Ph
1
Ph
OH
a
H
80%
O
OH
b-d
H
91%
OH
M
O
O
M
82 Ph
80
81
a) LDA, бензальдегид b) TMSCl, имидазол; c) DIBAH; d) Bu4NF
Ферроценилметилензамещенный ментол (Е-83) при обработке NaBPh4 в AcOH подвергается (E/Z)изомеризации, хотя степень изменения конфигурации не превышает 20% [46].
O
O
OH
a
+
H
_
BH4
H
Fe
Fe – ферроценил
a) NaBPh4, AcOH
Fe
Fe
H
Z - 83
E - 83
Механизм этого процесса может быть представлен следующим образом:
OH
OH
E - 83 + H
+
+
H
H
Z - 83 + H
+
+
Fe
Fe
В реакции кротоновой конденсации (–)-ментона (1) с PhCHO в эфире в присутствии NaH образуется
смесь (68 : 31) (Е)- и (Z)-изомеров производных (84), разделенных хроматографически [45, 47].
Ph
Ph
a
O
1
O
E -84
+
O
a) PhCHO, NaH, Et2O
Z - 84
При обработке изомера (Е)-(84) циклическими вторичными аминами (93–96) получают производные (85–
88), а их гидридным восстановлением – соответствующие им спирты (89–92) с выходами 88–95%, проявляющие анальгетическую активность. (Z)-Изомеры соединения (84) с аминами не реагируют.
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
16
Ph
E - 84
R
*
a
Ph
O
OH
85 - 88
N
R=
(85, 89, 93),
N
(86, 90, 94),
R
*
*
b
89 - 92
CH3N
N
(87, 91, 95),
O
N
(88, 92, 96).
a) R-NH2 (93–96); b) LiAlH4, Et2O
Реакция (–)-ментона (1) с p-ClC6H4CHO приводит к смеси двух изомеров, причем основной (E-97) имеет
стереохимию 2Е,3R,6R-, а минорный (Z-97) – 2E,3R,6S [48].
Cl
Cl
1
Cl
a
O
O
E - 97
CHO
а)
+
Z - 97
3. Применение продуктов кислотной енолизации (-)-ментона в направленном синтезе
низкомолекулярных биорегуляторов
Озонолитическое расщепление цикла енолацетата (6) использовано в синтезе компонента болгарского
розового масла – розоксида (107), имеющего строение 2-(2,2-диметилвинил)-4R-метилтетрагидропирана
[49]. Щелочной гидролиз продукта озонолиза и этерификация диазометаном приводят к кетоэфиру (98), из
которого нельзя непосредственно получить α-тиокетальное производное (101). Желаемая конверсия осуществлена через циклический β-дикетон (99), полученный циклизацией (98). Взаимодействие (99) с триметилендитиотозилатом дает селективно ациклический монотиокеталь (100). Восстановлением его и последующим ацетилированием получают сложный эфир (101), снятие защиты в котором проведено при действии
HgCl2─CdCO3 в воде. Образующийся ацетоксикетон (102) гидридным восстановлением и обработкой NaIO4
переведен в метиловый эфир 3R-метил-5-кетовалериановой кислоты (103). Восстановление и последующая
кислотная обработка позволили получить 4R-метилвалеролактон (104), далее восстановленный в 4Rметилвалеролактол (4R-105). Реакция последнего с натриевым производным (EtO)2POCH2COOEt приводит к
2-карбэтоксиметильному производному (106) в виде двух эпимеров, обработка которого избытком MeLi и
последующая дегидратация завершили синтез 4R-розоксида (4R-107) в виде двух эпимеров.
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
17
Ts
6
CO2Me
a, b
O
39%
CO2Me
S
d
c
83%
S
S
O
O
O
47%
O
99
O
e, f
S
OMe
100
98
CO2Me
CO2Me
g
S
OAc
O
H
83%
O
quant.
102
l, m
k
O
O
104
103
101
j
e, i
OAc
O
57%
on 3 steps
S
CO2Me
e, h
70%
OH
CO2Et
O
O
106
4R-105
4R-107
a) O3; b) K2CO3,затем CH2N2; c) ButOK, THF; d) Ме3S2Ts, MeOH, AcOK; e) NaBH4; f. Ac2O, AcONa;
g) HgCl2 – CdCO3, H2O; h) NaJO4; i) H+; j) DIBAH; k) (Et2O)2P(O)CӨCO2Et; l) МеLi; m) –H2O.
Синтез другого его энантиомера (4S-107) осуществлен через полное гидридное восстановление ацетоксикетона (102) и периодатное окисление промежуточного триола (108) в 4S-метилвалеролактол (4S-105).
Последний вышеописанными методами переведен в 4S-розоксид (4S-107).
OH
a
102
OH
98% HO
b
98%
a) NaJO4; b) LiAlH4
HO
O
O
4S-105
4S-107
108
Синтез l-цитронеллола (112) [12, 13] из S-ментенона (S-13) включает его диастереоселективное гидрирование в S-ментон (S-109), окисление которого по Байеру-Виллигеру приводит к лактону (110), далее восстановленному в диол (111). Последний дегидратацией переведен в смесь l-цитронеллола (112) (выход 60%) и
его региоизомера (113) (25%) со 100% оптической чистотой.
S-13
a
b
O
79%
109
O
c
90%
O
110
d
HO
OH
95%
111
a) H2, Pd-C; b) peracid; c) LiAlH4; d) KHSO4.
+
HO
112
HO
113
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
18
Диол (111) может быть получен непосредственно из ментенона (S-13) хемоселективным окислением по
Байеру-Виллигеру до лактона (114) с последующим кислым метанолизом.
S-13
b
a
74% O
79%
O
c
O
O
111
а) peracid; b) LiAlH4; c) H+, МеOH.
90%
OCH3
114
S-ментенол 17 нашел применение в синтезе природных дидемнакеталей А (115) и В (116), выделенных из
Ascidian didemnum, обладающих анти-ВИЧ-активностью [13].
O
O
O
O
O
O
CH3OOC
O
O
O
O
R=
O
HO
C Me (115) ,
COOMe (116)
R
Ретросинтетическое рассмотрение структур соединений (115) и (116), а также их аналога (117) позволило
предложить их синтез через промежуточный линейный интермедиат (118), который, в свою очередь, может
быть получен из соединений (119) и (120).
OH
OH
O
O
117
O
OH
OH
OH
118
O
HO
OH
S
O
I
+
120
O
OH
S
O O
17
119
В синтезе (119) непредельный спирт (17) проозонирован после превращения в соответствующий ацетат
(121) с образованием линейного кетоальдегида (122), гидролиз которого сопровождается спонтанным образованием лактола (123). Хотя последний существует в виде двух стереоизомеров, диастереоселективное
гидридное восстановление кетогруппы его возможно при низкой (–78 °С) температуре. Последовательная
защита скрытой альдегидной функции в образующемся соединении (124) и диольной системы в (125) завершает синтез интермедиата (119).
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
19
OH
a
17
96%
OAc
b
AcO
O
c
O
95%
O
93%
122
O
123
121
OH
d
OH
e
O
98%
S
119
S
75%
OH
f
OH
124
79%
125
a) Ac2O, Py; b) O3, CH2Cl2, затем Zn, AcOH; c) K2CO3, МеOH; d) NaBH4, МеOH; e) 1,2-этандитиол, BF3∙Et2O,
CH2Cl2; f) Me2CO, PPTs.
Соединение (199) может быть также получено озонолизом силилового эфира (126) с последующей хемоселективной защитой альдегидной функции и стереоселективным восстановлением кето-группы в промежуточном кетоальдегиде (127) с хорошим выходом и диастереоселективностью (de>98%).
OTBS
a
17
b
95% TBSO
OTBS
c
O
92%
O
127
S
d
S
78%
125
80%
O
126
a) TBSCl, имидазол, DMF; b) O3, CH2Cl2, затем Zn, AcOH; c) 1,2-этандитиол, CH2Cl2; d) Red-Al, PhMe
Для использования (R)-4-ментенона (R-13) как субстрата в синтезе оптически чистых биологически активных соединений осуществлена его озонолитическая дециклизация до альдегидокислоты с последующим
ее превращением в ацеталеэфир (48) [50, 51].
R-13
OMe
a, b
85%
O
MeO
OMe
а) О3, СCl4 (или с-С6Н12) – МеOH;
b) МеOH – TsOH
128
На основе бифункционального синтона (128) разработан новый подход [15] к синтезу оптически чистого
(S)-(+)-гидропрена (133) – аналога ювенильного гормона насекомых. Для этого гидридным восстановлением
сложноэфирной функции и последующим тозилированием промежуточного (129) исходный (128) превращен
в ацеталетозилат (130). Катализированное кросс-сочетание последнего с изобутилмагнийбромидом дало диметилразветвленный ацеталь (131), кислотный гидролиз которого привел к (S)-тетрагидроцитралю (132). На
ключевой стадии 2,4-диеноатный фрагмент молекулы (133) введен по реакции Виттига в модификации Хорнера-Эммонса. В результате получено целевое соединение (133) в виде смеси (9 : 1) (2Е,4E)- и (2Е,4Z)стереоизомеров.
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
20
128
MeO
a
MeO
b
OH
MeO
MeO
c
76%
MeO
OTs
129
d
MeO
130
e
O
78%
on 2 steps
131
EtO2C
68%
132
133
a) DIBAH; b) TsCl, Py; c) BuiMgBr, Li2CuCl4; d) PPTs, H2O;
e) (Pri2O)2P(O)CH2C(CH3)=CHCO2Et, KOH, Bun4NBr
Предложен синтез (4R,8R)-диметилдеканаля (144) – агрегационного феромона опасных вредителей зерновых продуктов малого мучного (Tribolium confusum) и булавоусого (T. castaneum) хрущаков – и его (4R,8S)изомера, обладающего синергетическим действием, с использованием на ключевой стадии кросс-сочетания
двух хиронов – бромида (136) и тозилата (140) – продуктов хемоселективных трансформаций хирального
синтона (128) [52, 53].
Для синтеза первого блока ацеталеэфир (128) трансформирован в бромид (R-136) дезоксигенированием
промежуточного альдегидоэфира (134) по Хуанг-Минлону. Протекающий при этом гидролиз имеющейся
сложноэфирной группы позволил после декарбоксилирования по Хунсдикеру (R)-3-метилпентановой кислоты (135) получить ключевой бромид (R-136).
O
128
b
a
89%
O
OMe
CO2H
60%
c, d
Br
70%
134
135
136
a) PPTs, H2O; b) N2H4H2O, KOH; c) Ag2O; d. Br2
В синтезе второго блока – тозилата (140) – использован упомянутый выше оксиацеталь (129), в котором
для дальнейших трансформаций необходимо было защитить гидроксильную функцию. Это достигнуто переводом его в бензиловый эфир (137), депротектирование оксо-функции в котором привело к альдегиду
(138). Последовательные реакции восстановления, а затем этерификации монозащищенного диола (139) дали необходимый (S)-метилразветвленный синтон (140).
Me O
a
129
c
b
98%
MeO
OBn
137
HO
OBn
139
93%
d
quant.
O
OBn
138
TsO
91%
OBn
140
a) BnCl, KOH; b) PPTs, Н2О; c) NaBH4, МеOH; d) TsCl, Py
На ключевой стадии алкилированием по тозильной группе соединения (140) реактивом Гриньяра из бромида (R-136) получен бензиловый эфир (141). Для достраивания углеродной цепи спирт (142) переведен в
бромид (143), последующим формилированием соответствующего реактива Гриньяра которого завершен
синтез (4R,8R-144) – целевого компонента феромона.
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
140
21
b
a
OBn
141
c
OH
85% on 2 steps
92%
142
d,e
Br
O
80%
143
4R,8R - 144
a) Mg, (R-136), Li2CuCl4; b) H2, PdCl2 ; c) PBr3, Py; d) Mg ; e. DMF
Синтез изомера (4R,8S-144) может быть осуществлен по аналогичной схеме, в которой вместо изомера
(R-136) используется хиральный синтон (S-136), получаемый из (S)-4-ментен-3-она (S-13).
a-e
Br
S-13
O
S-136
4R,8S-144
а) О3, СCl4 (или с-С6Н12) – MeOH; b) MeOH – TsOH; с) PPTs, H2O; d) N2H4H2O, KOH; e) Ag2O; d. Br2
Наличие в (R)-4-ментеноне (R-13) сопряженной еноновой системы открывает новые возможности для
участия его в реакциях региоселективного 1,2-присоединения металлоорганических реагентов. В результате
конденсации енона (R-13) с метил- и этиллитием были получены третичные аллиловые спирты (145) и (146),
окисление которых шестивалентным хромом, проходящее с аллильной перегруппировкой, дало 5алкилментеноны (147) или (148) соответственно.
R-13
a
b
R
OH
145: R=Me
146: R=Et
а) RLi; b) PCC
R
O
147: R=Me, 62% from R-13
148: R=Et, 63% from R-13
Далее ненасыщенный кетон (147), имеющий (S)-конфигурацию хирального центра, был использован в
синтезе (R)-З-метил-γ-бутиролактона (150) – синтона для оптически активных витаминов Е и К, а также терпена долихола и его аналогов [54]. Необходимые трансформации заключались в озонолитической фрагментации енона (147) эквимолярным количеством озона с последующим метанолизом перекисных продуктов.
Завершил синтез лактона (150) однореакторный процесс последовательного окисления полученного кетоэфира (149) по Байеру-Виллигеру, щелочного омыления и ацидолиза.
147
O
a, b
78%
O
c-e
MeO
68%
149
O
O
150
a) O3, MeOH – CH2Cl2; b) MeOH, TsOH; c) m-CPBA; d) ROH, МеOH; e) HCl
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
22
Восстановление по Хуанг-Минлону (с использованием 100% гидрата гидразина, генерируемого in situ из
его сульфата) оксо-функции в кетоэфире (151), получаемом при озонолизе енона (148), до метиленовой сопровождается гидролизом имеющейся сложноэфирной группы. В результате синтезирована (S)-Зметилгептановая кислота (152), являющаяся феромоном жука Со1еорtеrа sсаrаbaеidае. Продукт ее восстановления – спирт (153) – переведен в тозилат (154), алкилирование которого реактивом Гриньяра, генерированным из 10-ундеценилбромида, позволило выйти к (S)-14-метилоктадецену (155) – половому феромону
персиковой минирующей моли (Lyonetia clerckella) [55].
O
148
O
O
c, d
a, b
85%
MeO
e
61%
151
f
153
Bun
(CH2)11
63%
154
75%
n
Bu
HO
152
g
n
Bu
TsO
n
Bu
HO
155
a) O3, MeOH – CH2Cl2; b) MeOH, TsOH; c) N2H4∙H2O; d) KOH; e) LiAlH4;
f) TsCl, Py; g) H2C=CH(CH2)9MgBr, Li2CuCl4
Взаимодействие енона (R-13) с солянокислым гидроксиламином в присутствии пиридина проходит с образованием оксима (156), имеющего анти-конфигурацию [56]. В результате перегруппировки по Бекману
его тозильного производного (157) в МеОН получен оксоэфир (158), т.е. перегруппировка тозилата (157)
протекает с деазотированием.
R-13
77%
N
OH
NOTs
O
70%
158
157
156
CO2Me
c
b
a
a) NH2OH∙HCl, Py; b) TsCl, Py; c) МеOH, 100 °C
Вероятный механизм этой реакции может быть представлен следующим образом:
157
a
N
+
+
N
OMe
N
b
CO2Me
NH2
158
a) ; b) H2O
Полученный метиловый эфир 3R,7-диметил-6-оксооктановой кислоты (158) использован в синтезе 4Rметилнонан-1-ола (166) – полового феромона большого мучного хрущака Tenebrio molitor [57, 58]. После защиты кетогруппы в соединении (158) образующийся ацеталь (159) рядом несложных трансформаций превращен в бензилоксипроизводное (160). Окисление кетона (160) по Байеру-Виллигеру декансульфонадкислотой
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
23
протекало региоселективно с образованием исключительно -бензилоксиэфира (161), в котором требовалось
удлинить углеродную цепь на 1 атом со стороны гидроксильной группы и на 2 – с другого конца. С этой целью
сложноэфирную группу в соединении (161) восстановили и образовавшийся спирт (162) (через соответствующий тозилат) сочетали с диэтиллитийкупратом. В продукте (163) была снята бензильная защита, после чего
спирт (164) переведен в бромид (165), который через реагент Гриньяра превращен в феромон (166).
CO2Me
a
O
158
O
b-d
O
88%
OBn
86%
b
i
CO2Pr
98%
OBn
OH
h
163
OH
162
Br
i
164
f-g
68%
90%
161
160
159
OBn
OBn
e
165
OH
j-l
166
a) (CH2OH)2, TsOH; b) DIBAH; c) BnCl, KOH; d) HCl; e) C10H12SO3OH; f) TsCl, Py;
g) Et2CuLi; h) H2, PdCl2; i) PBr3, Py; j) Mg; k) CO2; l) LiAlH4
4. Использование основной енолизации (-)-ментона в синтезе низкомолекулярных биорегуляторов
Продукты реакции конденсации (-)-ментона (1) с этилформиатом – гидроксиметиленкетоны (47) – были
использованы в синтезе ряда природных соединений – сесквитерпенов кадинанового ряда. Относящиеся к
ним α- (167) и β- (168) кубебены были выделены из масла фруктов кубеб (Piper cubeba L.).
H
167
H
168
Для их синтеза смесь соединений (47) была тозилирована и обработкой BunSH переведена в сульфид
(169). Последовательное восстановление его NaBH4 и дегидратация привели к смеси α,β-ненасыщенного
альдегида (170) и сопряженного тиоэфира (171), разделенных хроматографически [59]. Все попытки гидролиза сульфида (171) были неудачны. Диастереомеры соединения (170) были разделены ВЭЖХ после гидридного восстановления до спиртов (172) и (173) и перевода в триметилсилиловые эфиры (174) и (175). Полученный из транс-изомера (173) соответствующий бромид (176) реакцией с карбэтоксиметилентрифенилфосфораном переведен в соединение (177), гидролиз которого приводит к ненасыщенной кислоте (178). Последняя через хлорангидрид (179) переведена в диазокетон (180), который циклизуется при кипячении с
CuSO4 в смесь (3:5) изомерных кетонов: β-кубебен нор-кетон (181) и 1,6-эпи-β-кубебен нор-кетон (182), разделенных ВЭЖХ. Минорный компонент (181) при олефинировании CH2=PPh3 дает β-кубебен (168) [60, 61].
α-Кубебен (167) получается при частичной изомеризации β-кубебена (168) на полуотработанной капиллярной колонке, набитой полипропиленгликолем, при 150 оС [62].
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
24
a,b
n
CHSBu
c,d
89%
O
47
n
CHSBu
CHO
e
+
100%
170
169
+
170
171
172 , 174
173 , 175
f
R = OH ( 181 , 182)
R = OSi (CH3)3 ( 183 , 184 )
173
175
98%
j
h
i
77%
100%
CO2Et
176
Cl
181
O
H
O
179
f
O
H
O
178
+
O
m
k,l
HO
69%
177
n
N2CH
175
PPh2
CH2Br
g
CH2R
CH2R
c
o
168
100%
3:5
180
182
181
a) TsCl, Py; b) BunSH; c) NaBH4, NaOH, H2O, МеOH; d) HCl, H2O, Et2O; e) SiO2; f) HPLC;
g) EtOH, H2O, t; h) PBr3, Py; i) PPh3=CHCO2Et, AcOEt, ; j) KOH, МеOH; k) NaOH;
l) ClCOCOCl; m) CH2N2; n) CuSO4, c-C6H12, ; o) CH2=PPh3
Природный (+)-каламенен (187b), выделяемый из хузинола, и (–)-каламенен (187a) – из Cedrella toona,
являются (1R,4S)- и (1R,4R)-изомерами соответственно. Предлагаемый синтез позволяет получить каламенен (187) в виде смеси (1:4) цис- и транс-изомеров. Конденсацией по Михаэлю оксиметиленового производного (47) с метилвинилкетоном в Me3N [63] или в Et3N [64] получен дикетоальдегид (183), представляющий
собой смесь (1 : 1) стереомеров по 2-му положению. Деформилирование ее 2% К2СО3 в дикетон (72) и циклизация по Робинсону в щелочной среде приводят к сопряженному кетону (184). В качестве побочного продукта на этой стадии образуется спирокетон (188) [65]. Взаимодействие соединения (184) с MeMgI дает
смесь (1 : 1) гомоаннулярного (185) и гетероаннулярного (186) диенов, которая самопроизвольно ароматизируется в каламенен (187).
H
CHO
a
b
47
O
72
c
d
O
O
184
183
H
H
+
+
1:4
185
186
187a
187b
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
25
O
O
a)
, Ме3N or Et3N; b) 2% K2CO3, EtOH;
c) Δ , пиролидин, PhH; d) МеMgI, Et2O, 0 °C .
O
188
Сесквитерпеноид (–)-глинол (193), выделенный из древесины ели Глена (Picea glehnii) и можжевельника
рода Juniperus, имеет спиро[4,5]декановый скелет. Исходным для его синтеза также является триоксосоединение (183). Олефинирование (183) по Виттигу с использованием трет-бутилата калия как основания протекает хемоселективно и дает диолефин (189) без затрагивания карбонильной функции при С-1. В качестве
побочного (~10%) присутствует продукт аннелирования по Робинсону (184). Спирокетон (190) и его диастереоизомер (191), образующиеся в результате реакции метатезиса в присутствии катализатора Граббса (192),
разделены колоночной хроматографией. Гидридным восстановлением кетона (190) при –80 °С в присутствии L-селектрида получена смесь (3 : 2) экваториального (6-эпи 193) и желаемого аксиального (193) спиртов. Повышение температуры реакции до комнатной и обработка пиридин-N-оксидом полностью исключает
образование продукта (6-эпи 193) [66].
a
b, c
60%
64%
183
+
O
O
189
190
O
191
N
N
190
d
+
77%
Cl
OH
Ru
Cl
OH
193
6 - epi 193
192
а) CH2=PPh3 (из МеPPh3Br, KOBut, 100 °C), PhМе, 25 °C; b) 192, CH2Cl2, 40 °C;
c) SiO2 (10% AgNO3), CH2Cl2; d) L-селектрид, THF, N-пиролидиноксид
Метилирование гидроксиметиленментона (47) в присутствии трет-бутилата калия приводит к соединению
(194), вовлеченному в олефинирование по Виттигу с получением α,β-ненасыщенного эфира (195). Присоединение ацетиленида лития к кето-группе протекало стереоселективно, и в результате получен единственный из
4-х возможных стереоизомер (196). Соединение (196) подвергнуто термической [3s,3s]-сигматропной оксиКоуповской перегруппировке, в результате которой получено бициклическое производное (197) с хиральной
гидразуленовой циклической структурой, входящей в состав многих природных биологических объектов [67].
С использованием йодметильного производного (64), вовлеченного в конденсацию с 4-гидроксикумарином (200), осуществлен синтез (+)-4-гидрокси-3-(3-оксо-2-p-ментилметил)-кумарина (198), проявляющего антикоагулянтные свойства и используемого в качестве родентицида (средства, убивающего грызунов). Продукт (198) проявляет свойства родентицида за счет образования in vivo циклического гемикеталя
(199) [39].
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
26
CO2Et
CO2Et
CHO
47
a
b
70%
80%
O
H
c
d
O
H
OH
194
CO2Et
HO
197
196
195
a) KOBut, HOBut, MeI; b) PPh3=CHCO2Et, PhH, ; c) LiCCH, THF, –78 °C; d)  , o-DCB
O
O
O
O
OH
OH
O
a
64
O
HO
а) O
O
(200), Et3N, MeCN
199
198
Для синтеза еще одного представителя кадинановых сесквитерпенов – катехола (204), имеющего заместители в 5 и 6 положениях тетрагидронафталиновой системы, использован α,β-ненасыщенный кетон (70).
Необходимый для сочетания с ним кетон (205) приготовлен реакцией метилметоксиацетата с фенилтиометиллитием в присутствии ТМЕDA. Обработка кетона (70) литиевым енолятом из (205) при –78 °С позволяет
получить продукт 1,4-присоединения (201) в виде смеси (1,5 : 1) диастереомеров. Щелочная обработка последней приводит к продукту циклизации (202), десульфирование которого и обработка TsOH промежуточного сопряженного кетона (203) дает 5,6-замещенный тетрагидронафталин (204) [40].
O
OCH3
a
70
65%
O
SPh
b
SPh
c,d
87%
OH
OCH3
201
202
O
e
84%
OH
OCH3
O
OH
67%
203
OCH3
204
O
a)
MeO
SPh
(205), LiN(SiMe3)2, THF, –78 °C; b) KOH, EtOH;
c) NaIO4, МеOH; d) Na2CO3, PhH; e) TsOH
Из ментона (1) синтезирован 4-аморфен (213), аналог 4-аморфен-11-ола (214), выделенного из растения
Fabiana imbricate и используемого индейцами центрального Чили для лечения опухолей и болезней почек
[41]. Аннелирование по Робинсону дикетона (1R,4S)-(72) в «кинетических» (HCl, 0 °C) условиях приводит к
α,β-незамещенному кетону (1R,4S)-(184), подвергающемуся под действием NaBH4 преимущественно 6αсопряженному восстановлению. Оптический изомер (1R,4R)-(184), полученный в «термодинамических»
(H2SO4, 20 °C) условиях, при восстановлении в тех же условиях дает пару эпимерных ненасыщенных спиртов (206) и (207). Окисление по Джонсу «кинетической» смеси эпимеров (208) и (209) и вовлечение полученного кетона (210) в сочетание с реагентом Гриньяра позволило выйти на смесь третичных спиртов (211)
и (212). Дегидратация последних легко протекала в присутствии ТsOH с образованием желаемого алкена
(213) вместе с его региоизомером (214).
ЕНОЛИЗАЦИЯ (–)-МЕНТОНА В НАПРАВЛЕННОМ СИНТЕЗЕ …
H
H
H
c
R2
O
H
R
27
R1
1R,4R - 184
206 R1 = OH , R2 = H
207 R1 = H , R2 = OH
213 R = H , 214 R = OH
d
O
H
H
H
H
b
a
O
OH
c
O
O
1R,4S - 72
H
f
H
210
O
H
R1
H
H
R2
H
g
+
R1
211 R1 = OH , R2 = Me
212 R1 = Me , R2 = OH
e
208 R1 = OH , R2 = H
209 R1 = H , R2 = OH
1R,4S - 184
H
R2
H
213
H
214
a) Ba(OH)2∙8H2O; b) HCl, 0 °C; c) NaBH4; d) H2SO4, 20 °C; e) CrO3, H2SO4; f) MeMgI; g) TsOH
Таким образом, (–)-ментон достаточно полно изучен в реакциях енолизации как в кислых, так и основных
условиях. Однако их круг ограничивается лишь ацилированием, алкилирование представлено лишь единичными синтезами, а в реакцию альдольно-кротоновой конденсации вовлечены только ароматические альдегиды. Примеров применения продуктов енолизации (-)-ментона в синтезе биологически активных веществ немного, однако данное направление, несомненно, перспективно из-за доступности, дешевизны и высокой оптической чистоты его предшественника – l-ментола, хемоселективности и простоты процессов енолизации.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
Ким А.М. Органическая химия. Новосибирск, 2004. 911 с.
Клабуновский Е.И., Годунова Л.Ф., Баландин А.А. // Кинетика и катализ. 1967. Т. 8. С. 87–90.
Клабуновский Е.И., Годунова Л.Ф., Баландин А.А. // Кинетика и катализ. 1966. Т. 7. С. 831–833.
Павлов В.А., Клабуновский Е.И., Рухадзе Е.Г., Баландин А.А., Терентьев А.П. // Доклады АН СССР. 1968.
Т. 178. С. 368–369.
Akiyama F. // J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1976. №6. P. 208.
Metge C., Bertrand C. // Bull. Soc. Chim. France. 1975. №9-10. Part 2. P. 2178–2184.
Wallah O. // Liebigs Ann. Chem. 1913. V. 397. P. 181–219.
Treibs W., Albrecht H. // J. Prakt. Chem. 1961. V. 13. P. 291–305.
Hirano F., Wakabayashi S. // Bull. Chem. Soc. Jap. 1975. V. 48. P. 2579–2583.
Shono T., Matsumura Y., Hibino K., Miyawaki S. // Tetrahedron Lett. 1974. V. 15. P. 1295–1298.
Патент №56-29647 Япония. Получение (-)-цитронеллола / Сёно Т., Такаги К. Заявл. 24.10.73, №48-118898,
опубл. 9.07.81.
Яновская Л.А., Терентьев А.П. // Журнал общей химии. 1952. Т. 22. С. 1598–1602.
Wang P.Z., Tu Y.Q., Yang L., Dong C.Z., Kitching W. // Tetrahedron Asymmetry. 1998. №9. P. 3789–3795.
Armstrong V.W., Najmul H.C., Ramage R. // Tetrahedron Lett. 1975. V. 16. P. 373–376.
Харисов Р.Я., Газетдинов Р.Р., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Химия природных соединений. 2001. №2. С. 122–124.
Santi M., Taher H.A., Malinskas G. // Essenze derive. rum. 1985. V. 55. P. 62–64.
Bunnett J.F., Retallick L.A. // J. Amer. Chem. Soc. 1967. V. 89. P. 423.
Г.Ю. ИШМУРАТОВ, М.П.ЯКОВЛЕВА, В.А.ВЫДРИНА, Г.А.ТОЛСТИКОВ
28
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
34.
35.
36.
37.
38.
39.
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
57.
58.
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
Ващенко В. В., Кутуля Л. А., Пивненко М. Н., Школьникова Н. И. // Изв. АН. Сер. хим. 2003. №11. C. 2276–2288.
Djerassi J., Osiecki J., Eisenbraun E.J. // J. Am. Chem. Soc. 1961. V. 83. P. 4433–4439.
Lessène G., Tripoli R., Cazeau Ph., Biran C., Bordeau M. // Tetrahedron Lett. 1999. V. 40. P. 4037–4040.
Krafft M.E., Holton R.A. // Tetrahedron Lett. 1983. V. 24. P. 1345–1348.
Fabris S., Leoni L., De Lucchi O. // Tetrahedron Lett. 1999. V. 40. Р. 1223–1226.
Murphy R., Prger R.H. // Austral. J. Chem. 1976. V.29. P. 617–626.
Metge C., Bertrand Ch. // Bull. Soc. Chim. France. 1973. №3. Part 2. P.1049–1053.
Metge C., Bertrand Ch. // Bull. Soc. Chim. France. 1976. №5–6. P. 957–963.
You T.-P., Pan X.-D., He Y.-P., Wu Y.-H., Qiao X.-X. // Chin. J. Org. Chem. 1997. N 17. P. 82–86.
Потапов В.М., Кирюшкина Г.В., Талабаровская И.К., Шапетько Н.Н., Радушнова И.Л. Применение конформационного анализа в синтезе новых органических веществ. Одесса, 1975. С. 69–72.
Потапов В.М., Кирюшкина Г.В., Талабаровская И.К., Шапетько Н.Н., Радушнова И.Л. // Журнал органической
химии. 1973. Т. 9. С. 2134–2140.
Мельников А.В., Гришина Г.В., Желиговская Н.Н. // Координац. химия. 1997. Т. 23. С. 872–873.
Хаяси Э., Оиси Э. // J. Pharm. Soc. Japan. 1968. V. 87. P. 807–816.
Halterman R.L., Crow L.D. // Tetrahedron Lett. 2003. V. 44. P. 2907–2909.
Kashima Ch., Fukuchi I., Takahashi K., Fukusaka K., Hosomi A. // Tetrahedron Lett. 1993. V. 34. P. 8305–8308.
Kashima Ch., Fukuchi I., Takahashi K., Fukusaka K., Hosomi A. // Heterocycles. 1998. V. 47. P. 357–365.
Kashima Ch., Fukuchi I., Hosomi A. // J. Org. Chem. 1994. V. 59. P. 7821–7824.
Kashima Ch., Tsukamoto Y., Miwa Y., Higashide K. // J. Heterocycl. Chem. 2001. V.38. P. 601–606.
Kashima Ch., Tsukamoto Y., Higashide K. // J. Heterocycl. Chem. 2000. V.37. P. 983–990.
Kashima Ch., Miwa Y., Yokawa T., Shibata S. // Heterocycles. 2003. V.59. P. 225–235.
Kashima Ch., Yokoyama H., Shibata S., Fujisawa K., Nashio T. // J. Heterocycl. Chem. 2003. V.40. P. 717–719.
Paraskar S.R., Ladwa P.H. // Indian J. Chem. 1983. V. B22. P.829–830.
Corey E.J., Palani A. // Tetrahedron Lett. 1997. V. 38. P. 2397–2400.
Ngo K.-S., Brown G.D. // Tetrahedron. 1999. V. 55. P. 15109–15126.
Daniewski A.R, Warchoł T. // Liebigs Ann. Chem. 1992. P. 965–973.
Кузнецов В.П., Паценкер Л.Д., Кутуля А.А., Ващенко В.П., Лакин Е.Е. // Кристаллография. 1995. Т.40. С. 47–45.
Naraku G., Hori К., Ho Y. N., Katsuki T. // Tetrahedron Lett. 1997. V. 38. P. 8231–8232.
Özarslan Ö., Ertan M., Sayraç T., Akgün H., Demirdamar R., Gümüsel B. // Arch. Pharm. 1994. V 327. P. 525–528.
Klimova E.I., Ramireza L.R., Klimova T., Garcia M.M. // J. Organomet. Chem. 1998. V. 559. P. 43–53.
Ertan M., Yesilada A., Tozkoparan B., Tarimci C., Krebs B., Lage M. // Acta Crystallogr., Sect. C: Cryst. Struct.
Commun. 1997. V. 53. P. 1466–1468.
Canteenwala T.A., Ladwa P.H. // Indian J. Chem. 1994. V. B33. P. 829–834.
Takano S., Masuda K., Kunio O. // Heterocycles. 1981. V. 16. P. 1509–1513.
Харисов Р.Я., Газетдинов Р.Р., Боцман О.В., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Изв. АН. Сер. хим. 2001. №6. С. 1067.
Харисов Р.Я., Газетдинов Р.Р., Боцман О.В., Муслухов Р.Р., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Журнал органической химии. 2002. Т. 38. С. 1047–1050.
Газетдинов Р.Р., Харисов Р.Я., Ишмуратов Г.Ю., Зорин В.В. // Башк. хим. журнал. 2003. Т. 10. С. 37–39.
Ишмуратов Г.Ю., Харисов Р.Я., Газетдинов Р.Р., Зорин В.В. // Башк. хим. журнал. 2004. Т. 11. С. 39–41.
Харисов Р.Я., Латыпова Э.Р., Талипов Р.Ф., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Химия природных cоединений.
2004. №5. С. 396–397.
Харисов Р.Я., Латыпова Э.Р., Талипов Р.Ф., Муслухов Р.Р., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Изв. АН. Сер.
хим. 2003. №10. С. 2146–2148.
Харисов Р.Я., Латыпова Э.Р., Талипов Р.Ф., Муслухов Р.Р., Ишмуратов Г.Ю., Толстиков Г.А. // Химия природ.
соедин. 2003. №6. С. 569–572.
Одиноков В.Н., Ишмуратов Г.Ю., Яковлева М.П., Сафиуллин Р.Л., Комиссаров В.Д., Тoлстиков Г.А. // Изв.
АН. Сер. хим. 1993. №7. С. 1301–1302.
Одиноков В.Н., Ишмуратов Г.Ю., Яковлева М.П., Сафиуллин Р.Л., Волгарев А.Н., Комиссаров В.Д., Муслухов
Р.Р., Тoлстиков Г.А. // Доклады АН. 1992. Т. 326. С. 842–846.
Tanaka A., Tanaka R., Uda K., Yoshikoshi A. // J. Chem. Soc. Perkin Trans I. 1972. №14. P. 17211727.
Piers E., Britton R.W., De Waal W. // Tetrahedron Lett. 1969. V. 10. P. 1251–1253.
Piers E., Britton R.W., De Waal W. // Canad. J. Chem. 1971. V. 49. P. 12–19.
Ohta Y., Sakai T., Hirose Y. // Tetrahedron Lett. 1966. V. 7. P. 6365–6370.
Ladwa P.H., Joshi G.D., Kulkarni S.N. // Chem. and Ind. 1968. №46. P. 1601–1602.
Ladwa P.H., Joshi G.D., Kulkarni S.N. // Indian J. Chem. 1978. V. 16B. P. 833–855.
Metge C., Bertrand Ch. // C. r. Acad. Sci. 1975. C. 281. P.551–554.
Oesterreich K., Spitzner D. // Tetrahedron. 2002. V. 58. P. 4331–4334.
Srinivasan R., Rajagopalan K. // Tetrahedron Lett. 1998. V. 39. P. 4133–4136.
Corey E.J., Palani A. // Tetrahedron Lett. 1997. V. 38. P. 2397–2400.
Поступило в редакцию 10 сентября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 29–32.
УДК 676.1.022
О НЕКОТОРЫХ ОСОБЕННОСТЯХ РАСТВОРЕНИЯ
СУЛЬФОНИРОВАННОГО ЛИГНИНА БЕРЕЗОВОЙ ДРЕВЕСИНЫ
©
Л.П. Майорова
Тихоокеанский государственный университет, ул. Тихоокеанская, 136,
Хабаровск, 680035 (Россия) E-mail bgd@bgd.khstu.ru
Исследовано растворение предварительно сульфонированного лигнина в водном растворе SO 2, сульфитных варочных растворах с рН 5,0 и 7,0, воде и буферных растворах. Получена математическая модель, адекватно описывающая
процесс растворения сульфонированного лигнина в сульфитных варочных растворах с повышенными значениями рН.
Показано несущественное влияние предварительного сульфонирования березового лигнина на растворимость его в
сульфитных варочных растворах с рН 5,0 и 7,0.
Введение
Усиление внимания к проблемам комплексного использования древесного сырья и уменьшения загрязнения окружающей среды обусловили актуальность исследования поведения компонентов лиственной древесины в процессе сульфитных варок при повышенных значениях рН. В качестве объекта исследования
выбрана березовая древесина, одна из наиболее распространенных лиственных пород. Обоснование выбора
значений рН базировалось на исследовании зависимости рН варочного раствора от молярного соотношения
SO2 и NaOH. Выбранные значения рН соответствуют бисульфитному (рН 5,0), нейтральносульфитному (рН
7,0) способам делигнификации. Известно, что при традиционной сульфитной варке основными реакциями
делигнификации являются сульфонирование, растворение лигнина и конкурирующая с ними реакция инактивации лигнина. Особенности этих процессов применительно к варке лиственной древесины при повышенных значениях рН исследованы недостаточно, а имеющиеся сведения довольно противоречивы. В статье
приведены результаты исследования процесса растворения предварительного сульфонированного лигнина
березовой древесины в условиях сульфитных варок при рН 5,0 и 7,0, а также при диагностической варке с
водным раствором SO2 и в буферных растворах.
Экспериментальная часть
Предварительное сульфонирование березовых опилок (фракции 0,5 мм) проводилось сульфитным варочным раствором, содержащим 5,4% всего SO2 при рН 6,0 и низких температурах (60–70 °С). Условия были выбраны с таким расчетом, чтобы обеспечить сульфонирование в твердой фазе и избежать значительного
растворения лигнина и углеводов (табл. 1). В древесных остатках определялись выход, процент от исходной
древесины, содержание лигнина, в том числе «кислоторастворимого» [1], и серы в древесном остатке и рассчитывалась степень сульфонирования как отношение серы к лигнину (без серы), выраженное в процентах.
Полученные древесные остатки после сульфонирования тщательно промывались, высушивались на воздухе и подвергались диагностической варке с 4% и 8% водным раствором SO 2 по следующему режиму:
подъем температуры до 115 ºС – 1,5 ч, стоянка на 115 ºС – 3 ч.
С целью выявления количественной зависимости растворения сульфонированного лигнина от основных
факторов варки при рН 5 и 7 был поставлен полный факторный эксперимент типа 2 4 [2]. Переменные факторы варки, их уровни и интервалы варьирования приведены в таблице 2.
Для сравнения была проведена варка несульфонированной березовой древесины в условиях, соответствующих условиям предыдущих варок, т.е. был поставлен полный факторный эксперимент (ПФЭ) типа 2 3.
Л.П. МАЙОРОВА
30
Таблица 1. Результаты предварительного сульфонирования березовой древесины
Показатели
Температура сульфонирования, °С
Продолжительность сульфонирования, сут.
Выход, процент от исходной древесины
Содержание весового лигнина (ВЛ) в древесном остатке, %
Содержание кислоторастворимого лигнина (КРЛ) в древесном остатке, %
Содержание общего лигнина (ОЛ) в древесном остатке, %
Содержание общего лигнина (ОЛ), процент от содержания его в исходной древесине
Содержание серы в древесном остатке, %
Степень сульфонирования лигнина (сера/лигнин), %
Количество растворившегося лигнина, процент от содержания его в исходной древесине
1
70
2
96,6
18,8
2,7
21,5
20,8
0,08
0,40
5,3
Номера опытов
2
80
4
95,6
18,5
7,8
21,3
20,4
0,21
0,96
8,0
3
90
6
93,3
17,8
4,0
21,8
20,3
0,22
1,01
8,0
Таблица 2. Переменные факторы варки и уровни их варьирования
Фактор
Код
Температура, °С
Продолжительность варки, час.
Степень сульфонирования лигнина, %
рН варочного раствора
Х1
Х2
Х3
Х4
нижний
160
3,5
0,4
5
Уровни варьирования
нулевой
верхний
165
170
4
4,5
0,7
1
6
7
Шаг
варьирования
5
0,5
0,3
1
В следующей серии опытов оценивалось влияние гидролиза, сульфитолиза, величины рН и солевого эффекта на процесс растворения сульфонированного березового лигнина. В качестве растворителей использовались вода, 0,5 н уксусная кислота, водный раствор SO 2, варочные сульфитные растворы с рН 5,0 и 7,0,
буферные растворы с рН 5,0 и 7,0 (боратно-цитратная система). Предварительная степень сульфонирования
лигнина составляла 0,96%. При исследовании процесса растворения лигнина подъем температуры до конечной составлял 1,5 ч, стоянка на конечной температуре – 3 ч. Прочие условия процесса и полученные результаты представлены в таблице 3.
Обсуждение результатов
Результаты предварительного сульфонирования показали, что максимально достигнутая при принятых
условиях обработки степень сульфонирования составляет 1%, причем увеличение температуры до 90 °С и
продолжительности обработки от 4 до 6 суток (серия 3, табл. 1) привело к незначительному увеличению
степени сульфонирования. Содержание кислоторастворимого лигнина в древесном остатке при этом значительно увеличилось. По-видимому, имел место разрыв связей в макромолекуле лигнина.
Анализ древесных остатков после диагностической варки показал, что при увеличении концентрации
водного раствора SO2 от 4 до 8% наблюдается уменьшение выхода древесного остатка и содержания в нем
лигнина (рис. 1). Количество растворившегося во время варки лигнина увеличивается с повышением степени предварительного сульфонирования. Введение в лигнин даже небольшого количества серы (0,4%) ускоряет его растворение. Степень сульфонирования не растворившегося после варки лигнина соответственно
снижается (рис. 2), что хорошо согласуется с ускорением его растворения.
В результате обработки данных полного факторного эксперимента типа 2 4 получено следующее уравнение регрессии, адекватно описывающее процесс растворения сульфонированного лигнина в сульфитных
варочных растворах с рН 5,0 и 7,0.
Y1 = 13,21+1,96x1+0,51x2–3,46x4+0,13x1x4+0,15x2x4+0,18x3x4.
Как следует из анализа уравнения, наиболее эффективное воздействие на процесс растворения лигнина
оказывает рН варочного раствора. На втором месте по значимости стоит температура, затем продолжительность варки. Увеличение температуры и продолжительности варки приводит к увеличению растворения лигнина, а при увеличении рН варочного раствора процесс резко замедляется. Степень сульфонирования лигнина
в исследованных пределах практически не оказывает влияния на растворимость его при варках с рН 5,0 и 7,0,
в то время как при варке с водным раствором SO2 влияние степени сульфонирования было очевидным.
НЕКОТОРЫХ ОСОБЕННОСТЯХ РАСТВОРЕНИЯ
Изменение выхода Одревесного
Изменение…содержания лигнина в
древесном остатке
остатка
54
53
52
51
50
49
48
47
46
45
б)
Исходная др.
СС 0,4 %
4 % SO2
14
Содержание лигнина, %
Выход, %
а)
31
12
10
8
6
4
2
0
СС 1 %
Исходная др.
СС 0,4 %
4 % SO2
8% SO2
СС 1 %
8% SO2
Рис. 2. Степень сульфонирования
лигнина в твердых остатках после
диагностической варки с водным
раствором SO2
Степень
сульфонирования, %
Рис. 1. Влияние степени предварительного сульфонирования на изменение выхода древесного остатка (а)
и содержания в нем лигнина (б) после обработки водным раствором SO 2
1,8
1,6
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
8% в с. SO2
исходная
древ есина
4 % в с. SO2
СС 0,4 %
СС 1 %
Уравнение регрессии, адекватно описывающее процесс делигнификации несульфонированной древесины
(с теми же уровнями варьирования факторов, ПФЭ типа 23), приведено ниже.
Y2 = 14,22+2,18x1+0,36x2–4,02x4+0,41x1x4+0,28x2x4
В натуральном выражении уравнения регрессии имеют вид:
– при реализации полного факторного эксперимента (ПФЭ) типа 2 4
Y21 = 0,59+0,24Х1–0,76Х2–3,60Х3-9,37Х4+0,03Х1Х4+0,30Х2Х4+0,60Х3Х4;
– при реализации полного факторного эксперимента типа 2 3
Y22 = 58,14–0,06Х1–2,64Х2–19,79Х4+0,08Х1Х4+0,56Х2Х4.
Сравнивая полученные уравнения, можно отметить, что коэффициенты регрессии в уравнениях достаточно близки. Несколько большее влияние на процесс растворения лигнина исходной древесины оказывает
рН варки.
Введение серы в лигнин обеспечивает растворение около 55% сульфонированного лигнина в воде при
температуре 170 °С за три часа (табл. 3).
Л.П. МАЙОРОВА
32
Состав варочной жидкости
Температура, °С
Выход, %
Весовой
лигнин, %
Кислоторастворимый лигнин, %
Общий
лигнин
(ОЛ), %
ОЛ, % от
исходной
древесины
Растворилось лигнина, %
Таблица 3. Растворение сульфонированного лигнина при различных условиях обработки
Вода
0,5н уксусная кислота
Буферный раствор рН 7,0
Буферный раствор рН 7,0
Буферный раствор рН 5,0
Буферный раствор рН 5,0
Водный раствор SO2 (4,6 %)
Водный раствор SO2 + 1 % ПАВ
Варочный раствор рН 5,0
Варочный раствор рН 7,0
Варочный раствор рН 5,0 + 1 % ПАВ
Варочный раствор рН 7,0 + 1 % ПАВ
170
115
170
115
170
115
115
115
170
170
170
170
56,7
82,5
68,5
95,6
53,1
94,6
59,0
54,2
50,9
70,7
51,9
72,4
17,1
17,5
17,8
17,6
17,2
17,1
9,5
9,1
1,90
10,4
1,9
10,2
0,6
2,1
2,0
2,7
0,9
2,7
–
–
2,2
4,4
2,2
4,7
17,7
19,6
19,8
20,3
18,1
19,8
9,5
9,1
4,1
14,8
4,1
14,9
10,0
16,2
13,5
19,4
11,4
18,3
5,0
4,9
2,1
10,5
2,1
10,8
54,7
26,6
38,7
11,8
48,1
16,6
77,1
77,5
90,5
52,3
90,3
51,0
Небольшое, около 27%, количество лигнина, растворившегося при обработке уксусной кислотой, обусловлено, по-видимому, низкой температурой процесса. Сравнивая данные по растворению сульфонированного лигнина в варочных и буферных растворах с одинаковым значением рН, можно отметить, что с повышением рН растворение сульфонированного лигнина заметно замедляется. Существенную роль играет, повидимому, наличие HSO3- ионов, концентрация которых при варке с рН 5,0 в 1,9 раза выше, чем при рН 7,0.
Добавки ПАВ (превоцелл) не оказали существенного влияния на растворение лигнина. Вероятно, благодаря
значительному количеству солей в варочных растворах с рН 5,0 и 7,0, процесс коллоидного растворения
лигнина в значительной степени подавлен. Растворение лигнина в данном случае должно рассматриваться
как химический процесс. Возможный механизм – сульфитолиз.
Выводы
1. Введение даже небольшого количества серы в березовый лигнин (степень сульфонирования 0,4%)
ускоряет его растворение в водном растворе SO2.
2. Предварительное сульфонирование (до 1% серы в лигнине) оказывает несущественное влияние на растворение березового лигнина в сульфитных варочных растворах с рН 5,0 и 7,0.
3. Математическая модель растворения сульфонированного лигнина в варочных растворах при рН 5,0 и
7,0 свидетельствует о максимальном влиянии на процесс растворения рН варочного раствора.
4. Предположительным механизмом растворения сульфонированного лигнина в сульфитных варочных
растворах при повышенных значениях рН является сульфитолиз.
Список литературы
1.
2.
Розенбергер А.Н. Сравнительное изучение сульфитной и бисульфитной варки березовой древесины: автореф.
дис. … канд. техн. наук. Л., 1971. 18 с.
Пен Р.З., Менчер Э.М. Статистические методы в целлюлозно-бумажном производстве. М., 1973. 120 с.
Поступило в редакцию 20 апреля 2007 г.
После переработки 24 октября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 33–36.
УДК 54.09:543:676
РАСТВОРЕНИЕ ДИОКСАНЛИГНИНА БЕРЕЗОВОЙ ДРЕВЕСИНЫ
В СУЛЬФИТНЫХ ВАРОЧНЫХ РАСТВОРАХ С рН 5,0 И 7,0
©
Л.П. Майорова
Тихоокеанский государственный университет, ул. Тихоокеанская, 136,
Хабаровск, 680035 (Россия) E-mail bgd@bgd.khstu.ru
Рассмотрено изменение молекулярно-массного распределения диоксанлигнина (ДЛА) березовой древесины при варке с сульфитными варочными растворами с рН 5,0 и 7,0. Показано, что растворение ДЛА происходит в виде относительно низкомолекулярных продуктов. В растворе преобладают процессы деструкции.
Введение
Лигнин лиственных пород отличается от хвойного более сложным составом, рядом физико-химических
свойств и распределением его в растительной ткани, что обусловливает особенности протекания основных
реакций делигнификации. Сведения о закономерностях растворения лиственного лигнина и изменении его
молекулярной массы в процессе сульфитной варки при повышенных значениях рН очень ограничены. В
связи с этим представляло интерес исследование изменения молекулярно-массового распределения березового диоксанлигнина и продуктов варки его в сульфитных варочных растворах с рН 5,0 и 7,0, соответствующих бисульфитному и нейтральносульфитному способам делигнификации.
Экспериментальная часть
Диоксанлигнин, выделенный в атмосфере азота (ДЛА), получали из березовой древесины по методике
Пеппера [1]. Варки ДЛА проводились при температуре 170 °С с сульфитными варочными растворами постоянного состава при рН 5,0 и 7,0 в автоклавах из нержавеющей стали емкостью 10–30 мл, обогреваемых на глицериновой бане, при гидромодуле 250–500. Время стоянки на конечной температуре составляло в случае варки
с рН 5,0 – 20 мин, 1 ч, 2 ч, а при варке с рН 7,0 – 1 ч, 3 ч 45 мин и 8 ч. Нерастворившийся осадок ДЛА отфильтровывался на фильтре Шота №4. Фильтраты исследовались методом гельфильтрации на сефадексе G-75.
Объемная скорость элюирования поддерживалась постоянной и составляла 7 мл/час. В качестве элюента использовалась вода. Применение растворов одинаковой концентрации и одинакового состава позволяло сравнивать полученные хроматограммы. Концентрация лигносульфонатов в растворе определялась спектрофотометрически при λ=280 нм. Полученные кривые гельфильтрации нормировались, а затем строились дифференVe
циальные и интегральные кривые [2]. Условие нормирования:
D d
V
V
=1 (где DV – оптическая плотность, V –
V0
объем элюента). Пересчет кривых гельфильтрации в кривые молекулярно-массного распределения не производился, так как нашей задачей являлось исследование лишь изменения молекулярно-массного распределения,
а кривые гельфильтрации в этом отношении дают достаточную информацию.
Лигносульфонаты, перешедшие в раствор, могут претерпевать различные изменения, приводящие либо к
их деструкции, либо к полимеризации. В литературе имеются данные, что в случае обычной сульфитной
варки имеет место деструкция растворившихся лигносульфонатов [3, 4]. Нами было исследовано изменение
молекулярно-массного распределения образцов ДЛА, подвергнутых повторной варке при рН 5,0 и 7,0. Время варки было выбрано из условия растворения при варке березовой древесины в аналогичных условиях 80–
85% лигнина, содержащегося в древесине, и составляло соответственно при варке с рН 5,0 2 ч, с рН 7,0 –
8 ч. Растворившиеся продукты варки отфильтровывались на фильтре Шота №4, и раствор подвергался повторной варке при температуре 170 °С в течение 0,5, 1 и 2 ч в автоклавах емкостью 10 мл.
34
Л.П. МАЙОРОВА
Гельхроматограмма исходного диоксанлигнина, использовавшегося для варки (рис. 1), имеет два выраженных пика: в высокомолекулярной и низкомолекулярной областях.
Обсуждение результатов
Анализ продуктов варки показал, что уже через 20 мин стоянки на конечной температуре в случае бисульфитной варки при рН 5,0 резко уменьшается высокомолекулярный пик, характерный для исходного диоксанлигнина, и значительно возрастает содержание низкомолекулярных фракций (рис. 2). При увеличении времени
бисульфитной варки при рН 5,0 до 1 ч наблюдается «перераспределение» средне- и низкомолекулярных фракций ДЛА в растворе. Дальнейшее увеличение продолжительности варки до 2 ч приводит к значительному
сдвигу интегральных кривых гельфильтрации в область более высоких молекулярных масс. Это может быть
обусловлено с переходом в раствор более высокомолекулярных фракций в условиях продолжающегося сульфонирования, что согласуется с литературными данными [4, 5], или вторичными процессами увеличения молекулярной массы перешедших в раствор продуктов варки диоксанлигнина.
В случае нейтральносульфитной варки при рН 7,0 (рис. 3) через 1 ч стоянки на конечной температуре в раствор переходят продукты, отличающиеся незначительным содержанием высокомолекулярных фракций. Основную массу в этом случае составляют низкомолекулярные продукты. При увеличении времени варки до 8 ч
наблюдается некоторое перераспределение средне- и низкомолекулярных фракций, возможно, за счет деградации высокомолекулярной части и, в меньшей степени, за счет конденсации низкомолекулярных фракций. Сдвиг
интегральных кривых в более высокомолекулярную область при увеличении времени варки, в отличие от варки
при рН 5,0, не наблюдается, т.е. растворение диоксанлигнина происходит в виде низкомолекулярных продуктов.
Рис. 1. Дифференциальная (1) и интегральная (2)
кривые гельфильтрации исходного диоксанлигнина
березовой древесины
Рис. 2. Дифференциальные (а) и интегральные (б) кривые гельфильтрации продуктов варки березового
диоксанлигнина при рН 5,0: 1 – время варки 20 мин; 2 – время варки 1 ч; 3 – время варки 2 ч
О НЕКОТОРЫХ ОСОБЕННОСТЯХ РАСТВОРЕНИЯ …
35
При повторной варке лигносульфонатов, полученных при рН 5,0, наблюдается смещение интегральных кривых
гельфильтрации в низкомолекулярную область (рис. 4), что свидетельствует о преобладании процессов деструкции.
В случае повторной нейтральносульфитной варки изменения молекулярно-массного распределения не
очень значительны (рис. 4), хотя общая тенденция изменений та же, что и при варке с рН 5,0. Продукты,
полученные при повторной нейтральносульфитной варке, отличаются преобладанием более низкомолекулярных фракций по сравнению с таковыми после бисульфитной варки.
Рис. 3. Дифференциальные (а) и интегральные (б) кривые гельфильтрации продуктов варки
диоксанлигнина при рН 7,0: 1 – время варки 1 ч; 2 – время варки 2 ч 45 мин; 3 – время варки 8 ч
Рис. 4. Дифференциальные (а) и интегральные (б) кривые гельфильтрации продуктов повторной варки
диоксанлигнина: 1 – первоначальный раствор, подвергшийся повторной варке; 2 – время повторной
варки 0,5 ч; 3 – время повторной варки 1 ч; время повторной варки 2 ч
Л.П. МАЙОРОВА
36
Выводы
1. Растворение диоксанлигнина в сульфитных варочных растворах с рН 5,0 и 7,0 протекает в виде относительно низкомолекулярных продуктов. В случае бисульфитной варки при рН 5,0 наблюдается некоторое
увеличение молекулярной массы лигносульфонатов при увеличении продолжительности варки. При
нейтральносульфитной варке с рН 7,0 сдвиг интегральных кривых гельфильтрации в высокомолекулярную
область при увеличении продолжительности варки до 8 часов практически не происходит.
2. При повторной варке лигносульфонатов при рН 5,0 преобладающими являются процессы деструкции.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
Резников В.М. и др. О диоксанлигнине, выделенном в атмосфере азота // Журнал прикладной химии. 1976.
Вып. 40. №6. С. 1397.
Чупка Э.И. Применение некоторых физико-химических методов при изучении делигнификации древесины щелочными методами: дис. … канд. хим. наук. Л., 1970. 198 с.
Yean W.Q., Goring D. A.J. Simultaneous sulphonation and fractionation of spruce wood a continuous flow method //
Pulp and Paper Magazine of Canada. 1964. V. 65. P. 127–132.
Алексеев А. Д., Резников В. М., Сенько И. В. Кинетика и механизм образования поперечных связей при кислотной инактивации лигнина // Химия древесины. Рига. 1969. №3. С. 91–100.
Шорыгина Н.Н., Резников В.М., Елкин В.В. Реакционная способность лигнина. М., 1976. 368 с.
Поступило в редакцию 20 апреля 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 37–40.
УДК 630866+581.821.2:526.426.2
ЭКСТРАКЦИЯ КОРЫ ХВОЙНЫХ ВОДОЙ С ДОБАВЛЕНИЕМ
МОНОЭТАНОЛАМИНА
©
Г.В. Пермякова*, С.Р. Лоскутов, А.В. Семенович
Институт леса им. В.Н.Сукачева СО РАН, Академгородок, Красноярск, 660049
(Россия) E-mail: aniskina_a@ksc.krasn.ru
Предлагается новый способ экстрагирования коры хвойных пород, заключающийся в использовании органического
растворителя-амфолита в качестве добавки к основному экстрагенту – воде. Установлено влияние концентрации моноэтаноламина, температуры и продолжительность экстрагирования на выход экстрактивных веществ и групповой состав
экстрактов. Показано, что предлагаемый способ получения экстрактивных веществ коры обеспечивает существенно
более высокий выход целевого продукта, чем традиционные методы экстракции данного сырья.
Введение
Одним из путей повышения эффективности процесса экстрагирования является поиск экстрагентов,
обеспечивающих высокую степень извлечения целевых компонентов. Ранее был предложен новый способ
экстрагирования коры лиственницы [1], заключающийся в использовании органического растворителяамфолита в качестве добавки к основному экстрагенту – воде. Выбор моноэтаноламина (МЭА) в качестве
добавки к воде обусловлен следующими причинами. Во-первых, МЭА – это типичный амфолит, и, следовательно, его присутствие в экстрагенте будет способствовать переходу в жидкую фазу веществ различной
природы. Во-вторых, являясь антиоксидантом и слабым деструктурирующим агентом для лигнина [2], МЭА
способен предотвращать окислительные процессы, а также ингибировать конденсацию полифенольных соединений и обеспечивать сохранность углеводного комплекса [3]. В-третьих, при использовании МЭА может быть повышена скорость и полнота извлечения экстрактивных веществ (ЭВ), поскольку данный растворитель является хорошим агентом набухания для растительного сырья.
Установлено влияние концентрации МЭА в воде на выход и групповой состав ЭВ коры лиственницы.
Показано, что предлагаемый способ получения ЭВ лиственницы обеспечивает существенно более высокий
выход целевого продукта с повышенной долей соединений фенольной природы, чем традиционные методы
экстракции данного сырья горячей водой, водно-спиртовым раствором щелочи [4] и нетрадиционные,
например, дробная экстракция коры после ее активации по методу неизобарного парокрекинга различными
по полярности растворителями [5]. Так, в частности, при изменении концентрации МЭА от 1 до 5% выход
ЭВ коры лиственницы возрастал от 30,5 до 51% (к массе абс. сух. сырья); при этом массовая доля фенольных соединений (простые и полифенольные вещества) увеличивалась от 7 до 50% (к массе абс. сух. экстракта). Следует отметить также, что проэкстрагированная кора (одубина) содержит до 39% целлюлозы и, следовательно, может быть направлена в дальнейшем на делигнификацию.
Кора лиственницы в промышленном масштабе используется для получения дубильного экстракта. Однако следует отметить, что в Красноярском крае заготавливается в больших объемах как сосна обыкновенная
(Pinus silvestris), так и пихта сибирская (Abies sibirica). Кора этих пород, в силу специфически химического
состава, не является сырьем для производства дубильных экстрактов, и, следовательно, проблема ее утилизации остается нерешенной. В связи с этим представляется целесообразным поиск более «универсальных»
*
Автор, с которым следует вести переписку.
38
Г.В. ПЕРМЯКОВА, С.Р. ЛОСКУТОВ, А.В. СЕМЕНОВИЧ
(не зависящих от породы) экстракционных способов переработки коры хвойных, обеспечивающих высокую
степень извлечения ЭВ из исследованного сырья.
В данной работе изучено влияние температуры и концентрации МЭА в воде, используемой в качестве
экстрагента, на выход и групповой состав ЭВ коры Larix sibirica, Pinus silvestris и Abies sibirica.
Экспериментальная часть
Объектом исследования были отходы окорки (кора) лиственницы, сосны и пихты, являющиеся основными лесообразующими хвойными породами Сибири и заготавливаемыми на территории Красноярского края.
Экстрагированию подвергались воздушно-сухие образцы измельченной коры фракции 0,5–1,0 мм. Концентрация МЭА в воде составляла 1,0, 1,5, 2,0, 3,5 и 5,0%; температура 50 и 80 С; продолжительность экстрагирования 16 часов; жидкостный модуль 1:10; выход экстрактивных веществ определяли гравиметрически.
Исследования проводили по методикам, подробно описанным в предыдущем сообщении [1].
Обсуждение результатов
На рисунках 1–4 представлены результаты определения общего выхода ЭВ и отдельных фракций в экстрактах в зависимости от концентрации добавленного к воде МЭА и повышении температуры в коре сосны
и пихты. Групповой состав экстрактов изучен путем последовательной обработки (исчерпывающих извлечений) гексаном, этанолом, диэтиловым эфиром, этилацетатом, ацетоном и водой.
Гексаном извлекаются вещества липидной природы. Избыточным количеством этанола осаждаются полисахариды. Диэтиловым эфиром извлекаются главным образом простейшие фенольные соединения  оксибензойные и оксикоричные кислоты, катехины; этилацетатом  катехины, стильбены и лейкоантоцианы
[6]. Ацетон обладает избирательным действием по отношению к конденсированным фенольным соединениям, полиглюкозидам флавоноидов и олигомерным лейкоантоцианам [7].
На рисунках 2–5 представлены данные по изучению группового состава экстрактов коры лиственницы,
сосны и пихты для системы экстрагентов водаМЭА.
При увеличении массовой доли органического растворителя в экстракте и повышении температуры, при
которой осуществлялась экстракция, наблюдается возрастание выхода ЭВ. Прирост выхода ЭВ составляет
4,6 и 6,3% на 1% увеличения органического растворителя в экстрагенте в коре пихты и сосны соответственно. Повышение температуры экстрагирования от 50 до 80 С приводит к увеличению роста выхода ЭВ от 5,8
до 8,2% в коре пихты и от 5,4 до 8,8% в коре сосны при возрастании массовой доли МЭА в экстракте от 1 до
5%. Установлено, что при увеличении концентрации органической добавки в экстрагенте происходит количественное перераспределение основных групп извлекаемых из коры веществ. Основная тенденция заключается в возрастании массовой доли фенольных соединений в экстрактах. Из рисунков 2 и 5, где показано
изменение содержания в экстрактах веществ, растворимых в диэтиловом эфире, этилацетате, ацетоне и воде
в зависимости от состава экстрагента (на примере коры лиственницы), следует, что массовая доля конденсированных фенольных веществ возрастает более чем в 20 раз при увеличении концентрации МЭА в экстрагенте от 1 до 5%.
Рис. 1. Зависимость выхода извлекаемых веществ от концентрации МЭА при экстрагировании коры пихты
(1) и сосны (2). По оси абсцисс: 1  1,0; 2  2,0; 3  5,0% МЭА в экстрагенте; а) t = 50 C; б) t = 80 C
ЭКСТРАКЦИЯ КОРЫ ХВОЙНЫХ ВОДОЙ …
39
Рис. 2. Зависимость выхода экстрактивных
веществ, извлекаемых водно-этанольной (1) и
водно-ацетоновой (2) смесями из коры пихты (1),
сосны (2) и лиственницы (3)
Рис. 3. Зависимость количества веществ,
извлекаемых диэтиловым эфиром (1) и
этилацетатом (2) от концентрации МЭА в
экстрагенте в коре лиственницы. По оси абсцисс:
1  1,0; 2  1,5; 3  2,0; 4  3,5; 5  5,0 % МЭА в
экстрагенте
Рис. 4. Зависимость количества веществ,
извлекаемых из экстракта ацетоном (1) и
водорастворимых соединений (2) от концентрации
МЭА в экстрагенте в коре лиственницы. По оси
абсцисс: 1  1,0; 2  1,5; 3  2,0; 4  3,5; 5  5,0%
МЭА в экстрагенте
Рис. 5. Групповой состав экстрактов коры пихты
(1), сосны (2) и лиственницы (3), установленный
путем последовательных извлечений из исходных
экстрактов веществ, растворимых в гексане (1),
диэтиловом эфире (2), этилацетате (3), ацетоне (4)
и воде (5); 6  нерастворимый остаток;
7  полиозы, осаждаемые этанолом. Экстрагент
водаМЭА (5%)
При сравнении группового состава экстрактов коры сосны, пихты и лиственницы (рис. 5) выявляются существенные различия массовой доли катехинов и лейкоантоцианов, а также конденсированных фенольных
веществ. В частности, в экстракте коры лиственницы содержится около 35% этилацетатной фракции и 22,2% 
ацетоновой, в то время как экстракт коры сосны содержит 17,2 и 31,3% веществ этих групп соответственно.
Экстрагентом вода  МЭА извлекаются из коры всех изученных видов три основные группы соединений: ацетоно- и водорастворимые (от 27 до 39% и от 31 до 38% соответственно), а также группа полиоз  от
15 до 17% (рис. 5).
Г.В. ПЕРМЯКОВА, С.Р. ЛОСКУТОВ, А.В. СЕМЕНОВИЧ
40
Выводы
Из полученных результатов следует, что использование моноэтаноламина в качестве добавки к основному экстрагенту (воде) в количестве от 1,0 до 5,0% позволяет извлекать из коры хвойных от 28 до 58% низкомолекулярных веществ, включая некоторое количество легкогидролизуемых полисахаридов (6,819,0% от
массы сухого вещества экстракта), в то время как в других вариантах извлечения ЭВ максимальный выход
составлял около 24% при суммарной концентрации органических растворителей в экстрагенте 12,3%. Кроме
того, состав экстрактов коры лиственницы, сосны и пихты, получаемых водой с добавлением моноэтаноламина, делает их (экстракты) перспективными для дальнейшей переработки.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Лоскутов С.Р., Пермякова Г.В., Анискина А.А., Перышкина Г.И. Влияние добавок моноэтаноламина на экстракцию коры Larix sibirica Lеdeb. // Растительные ресурсы. 1997. Т. 33. №2. С. 74–78.
Московцев Н.Г., Чупка Э.И. Влияние моноэтаноламина и антрахинона на процесс щелочной варки древесины
сосны // Химия древесины. 1981. №3. С. 31–33.
Чуйко Г.В., Чупка Э.И., Никитин В.М. Влияние моноэтаноламина на делигнификацию древесины // Химия и
использование лигнина. Рига, 1974. С. 289–293.
Левин Э.Д., Астапкович И.И., Рязанова Т.В. Экстракция коры лиственницы сибирской спиртовым раствором
щелочи // Химия древесины. 1980. №4. С. 93–97.
Левданский В.А., Кузнецов Б.Н., Репях С.М. Щипко М.Л., Шилкина Т.А. Свойства древесины и целлюлозы.
Петрозаводск, 1980. С. 156–176.
Долгодворова С.Я., Перышкина Г.И., Орешкина В.И., Черняева Г.Н. Экстрактивные вещества древесины и коры древесных пород среднетаежной подзоны Сибири // Экстрактивные вещества древесных пород Средней
Сибири. Красноярск, 1977. С. 3–26.
Долгодворова С.Я., Степень Р.А., Перышкина Г.И., Черняева Г.Н. Изучение свойств и структуры фенольных
компонентов коры кедра // Исследование в области химии древесины. Красноярск, 1973. С. 24–42.
Поступило в редакцию 10 июня 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 41–44.
УДК 547.47:66.094.7
ИЗУЧЕНИЕ ПРОЦЕССА ВЫДЕЛЕНИЯ СУБЕРИНОВЫХ ВЕЩЕСТВ
ИЗ БЕРЕСТЫ БЕРЕЗОВОЙ КОРЫ
©
И.Г. Судакова1, Б.Н. Кузнецов2*, Н.В. Гарынцева1
Институт химии и химической технологии CO РАН, Красноярск,
Академгородок, 660036 (Россия) E-mail: inm@icct.ru
2
Сибирский федеральный университет, пр. Свободный, 79, Красноярск,
660041 (Россия) E-mail: bnk@icct.ru
1
Изучено влияние концентрации NaOH, температуры и продолжительности процесса гидролиза на выход субериновых веществ из бересты коры березы и некоторые его характеристики. Установлено, что выход суберина проходит через
максимум при концентрации NaOH в растворе 3–5 % и практически не изменяется при увеличении температуры гидролиза от 80 до 150 °С и продолжительности от 60 до 150 мин. При длительном гидролизе (150 мин) происходит глубокая
деструкция суберина бересты с образованием смеси субериновых кислот. Найдены оптимальные условия процесса щелочного гидролиза, обеспечивающие практически полное извлечение субериновых веществ из бересты коры березы.
Введение
Березовая кора, составляющая 15–20% от массы дерева, является многотоннажным отходом деревообработки, фанерных и других производств. Основной метод утилизации отходов коры – это сжигание. Однако
береста коры березы содержит ряд ценных природных соединений, таких как бетулин и суберин [1].
Наиболее востребованным компонентом коры березы является биологически активный бетулин [1], при
выделении которого из бересты получаются также субериновые вещества в качестве сопутствующих продуктов. Суберин, содержание которого в бересте коры березы составляет от 20 до 30% мас., представляет
собой природный высокомолекулярный полиэфир. При его гидролизе образуются сложные смеси, так называемых субериновых кислот. Известные способы выделения смесей субериновых веществ основаны на использовании щелочного гидролиза бересты [3, 4]. Получаемые смеси солей субериновых кислот трудно разделить на индивидуальные компоненты, поэтому исследуются возможные направления практического использования этих смесей. В частности, предлагается применять продукты термической конденсации суберина в составе лакокрасочных композиций и защитных покрытий [5–8].
Поскольку химический состав и строение субериновых веществ определяются способами их извлечения
из бересты, актуальной задачей является изучение влияния условий выделения на выход и свойства получаемых субериновых веществ.
В настоящей работе изучено влияние таких параметров щелочного гидролиза бересты коры березы, как
концентрация щелочи в реакционной среде, температура процесса и его продолжительность на степень гидролиза бересты и выход субериновых веществ.
Экспериментальная часть
Гидролиз измельченной бересты коры березы (фракция 0,3–2,5) водным раствором NaOH проводили при
непрерывном перемешивании и вариации концентрации щелочи от 1 до 7% мас., температуры от 60 до
150 °С, продолжительности от 30 до 150 мин. После завершения процесса гидролиза горячий раствор от*
Автор, с которым следует вести переписку.
И.Г. СУДАКОВА, Б.Н. КУЗНЕЦОВ, Н.В. ГАРЫНЦЕВА
42
фильтровывали через тканевый фильтр. Осадок сушили до постоянной массы. Фильтрат нейтрализовали 1М
раствором соляной кислоты до рН 4–6. Выделившийся осадок суберина отфильтровывали, промывали водой
до нейтральной реакции и сушили над CaCl2 в вакууме при комнатной температуре до постоянной массы.
О степени гидролиза бересты судили по количеству нерастворившегося остатка, содержании карбоксильных групп – по величине кислотного числа, а непредельных соединений – по величине йодного числа. Выход суберина определяли весовым методом. Определение йодного числа проводили по Петрову [9],
кислотного числа и влажности – по методике, описанной в [10].
Обсуждение результатов
Было изучено влияние концентрации NaOH в водном растворе на степень гидролиза бересты коры березы при фиксированных температуре и продолжительности процесса (табл. 1).
Анализ результатов, приведенных в таблице 1, показывает, что при температуре гидролиза 90 °С и продолжительности 1 ч степень гидролиза бересты березы монотонно возрастает при увеличении концентрации
щелочи в водном растворе. При концентрации NaOH 7% происходит практически полное растворение бересты. Однако выход суберина проходит через максимум при увеличении концентрации NaOH от 1 до 7%.
Максимальный его выход наблюдается при использовании 3% раствора NaOH. Дальнейшее увеличение
концентрации щелочи в растворе приводит к снижению выхода суберина до 19,9%. По-видимому, в слабо
щелочном растворе происходит только частичное разрушение растительного полимерного комплекса бересты, а при дальнейшем увеличении концентрации щелочи начинается деградация полимерной матрицы с
образованием смеси субериновых кислот. О степени гидролиза суберина коры березы можно судить по содержанию карбоксильных групп в субериновых продуктах гидролиза, оцениваемое по величине кислотного
числа. Обнаружено, что с увеличением концентрации NaOH в растворе с 1 до 7% кислотное число продуктов гидролиза возрастает с 88 до 122 мг NaOH/1 г, что, согласно литературным данным, близко к кислотному числу смеси субериновых кислот [2].
Как следует из полученных данных (табл. 1), увеличение концентрации щелочи в растворе практически не
влияет на величину йодного числа продуктов гидролиза суберина. Йодные числа продуктов гидролиза суберина достаточно близки (21–24 г I2/100 г), следовательно, количество двойных связей в выделенных субериновых
веществах мало изменяется при изменении степени их гидролиза. Вероятно, при гидролизе преимущественно
разрываются сложноэфирные связи с образованием кислородсодержащих функциональных групп.
Данные по влиянию температуры гидролиза бересты коры березы на степень гидролиза и выход и свойства суберина представлены в таблице 2.
Таблица 1. Влияние концентрации щелочи в водном растворе на степень гидролиза бересты, выход суберина
и некоторые его характеристики (условия гидролиза: температура 90 °С, продолжительность 1 ч)
Концентрация
NaOH, %
0
1
3
5
7
Степень гидролиза
бересты, %
1,6
27,5
47,2
67,6
91,2
Выход суберина, %
1,9
19,7
38,9
37,1
19,9
Кислотное число,
мг NaOH/1 г
–
88
89
99
122
Йодное число
г I2/100 г
–
21
24
24
22
Таблица 2. Влияние температуры на степень гидролиза бересты, выход суберина и некоторые его
характеристики (условия гидролиза: концентрация NaOH 3%, продолжительность 1 ч)
Температура, °С
60
70
80
90
100
150
Степень гидролиза
бересты, %
32,5
35,1
46,2
47,2
54,3
82,1
Степень выделения
суберина, %
25,7
28,4
38,3
38,9
38,4
38,1
Кислотное число,
мгNaOH/1 г
72
79
88
89
103
114
Йодное число
г I2/100 г
19
23
24
24
21
19
ИЗУЧЕНИЕ ПРОЦЕССА ВЫДЕЛЕНИЯ СУБЕРИНОВЫХ ВЕЩЕСТВ …
43
При фиксированных значениях концентрации щелочи в растворе и продолжительности процесса увеличение температуры гидролиза с 60 до 90 °С приводит к возрастанию выхода суберина с 25,7 до 38,9%. Выход суберина практически не меняется при дальнейшем росте температуры до 150 °С. Наблюдаемый при
этом рост кислотных чисел продуктов гидролиза бересты показывает, что повышение температуры процесса
усиливает деструкцию суберина в смеси субериновых кислот.
Значение йодных чисел продуктов гидролиза бересты также проходит через максимум при повышении
температуры процесса (табл. 2). Максимальные йодные числа (24 г I 2/100 г), а следовательно, максимальное
содержание двойных связей в субериновых продуктах наблюдается при проведении гидролиза бересты в
температурном интервале 80–90 °С.
Данные по влиянию продолжительности процесса гидролиза на степень гидролиза и выход суберина
представлены в таблице 3.
При фиксированных значениях концентрации щелочи и температуры гидролиза максимальный выход
суберина (38,9%) достигается при продолжительности процесса 60 мин. Дальнейшее увеличение продолжительности обработки не приводит к заметному изменению выхода суберина. Кислотное число продуктов
гидролиза бересты увеличивается с ростом концентрации щелочи, а йодное число при этом мало изменяется. При продолжительном воздействия щелочи на бересту (150 мин) происходит глубокая деструкция суберина с образованием смеси субериновых кислот с кислотным числом 137 мг NaOH/1 г.
Сопоставляя представленные в таблицах 1–3 данные, можно сделать вывод о том, что оптимальными условиями процесса гидролиза бересты коры березы, обеспечивающими высокий выход субериновых веществ,
являются следующие: концентрация щелочи – 3%; температура 80–90 °С; продолжительность – 60 мин.
Полученный при этих условиях частично гидролизованный природный полимер суберин представляет
собой аморфный порошок шоколадного цвета с температурой плавления 130–145 °С, кислотным числом 88–
89 мг NaOH/1г, йодным числом 24 г I2/100 г и влажностью 8,9%, содержанием С – 69,88%; Н – 5,63%; О –
24,49%.
Таблица 3. Влияние продолжительности обработки на степень гидролиза бересты, выход суберина и некоторые
его характеристики (условия гидролиза: температура – 90 °С, концентрация NaOH – 3%)
Продолжительность
гидролиза, мин
30
60
90
120
150
Степень гидролиза
бересты, %
22,5
47,2
52,8
57,1
79,6
Степень выделения
суберина, %
25,2
38,9
38,3
38,0
37,7
Кислотное число,
мг NaOH/1 г
68
89
91
112
137
Йодное число
г I2/100 г
20
24
23
23
21
Выводы
Исследовано влияние концентрации щелочи, температуры и продолжительности щелочного гидролиза
на выход суберина из бересты коры березы. Установлено, что для достижения высокого выхода частично
гидролизованного суберина с кислотным числом 88–99 мг NaOH/1 г содержание NaOH водном растворе
должно составлять 3–5 %.
Обнаружено, что на глубину деструкции растительного полимера в большей степени влияет продолжительность гидролиза, чем повышение температуры процесса.
Установлено, что оптимальными условиями проведения процесса гидролиза бересты коры березы с максимальным выходом субериновых веществ являются: концентрация щелочи – 3%; температура 80–90 °С;
продолжительность – 60 мин.
И.Г. СУДАКОВА, Б.Н. КУЗНЕЦОВ, Н.В. ГАРЫНЦЕВА
44
Список литературы
Черняева Г.И., Долгодворова С.Я., Бондаренко С.М. Экстрактивные вещества березы. Красноярск, 1986, 125 с.
Кислицын А.Н. Экстрактивные вещества бересты: выделение, состав, свойства, применение // Химия древесины. 1994. №3. С. 10–19.
3. А.с. № 382657 СССР. Способ выделения суберина / Федорищев Т.И., Калайков В.Г. 1973. БИ. №23.
4. Патент №2119503 РФ. Способ получения суберина из коры березы / Левданский В.А., Еськин А.П., Полежаева
Н.И., Кузнецов Б.Н. 1998. БИ. № 27.
5. Кузнецов Б.Н., Левданский В.А., Еськин А.П., Полежаева Н.И. Выделение бетулина и суберина из коры березы, активированной в условиях взрывного автогидролиза // Химия растительного сырья. 1998. №1. С. 5–9.
6. Жученко А.Г., Черкасова А.И. Обоснование направлений исследований по утилизации березовой коры // Сб.
трудов СвердлНИИДрев. М., 1969. Вып. 4.
7. Судакова И.Г., Кузнецов Б.Н., Иванов И.П., Иванченко Н.М. Получение пленкообразующих материалов из
суберина коры березы повислой // Химия растительного сырья. 2004. №1. С. 31–34.
8. Судакова И.Г. Иванов И.П., Иванченко Н.М., Кузнецов Б.Н. Получение огнезащитных составов на основе
суберина коры березы // Вестник КрасГУ. Естественные науки. 2005. С. 101–105.
9. Азаров В.И. Полимеры в производстве древесных материалов. М., 2003. 230 с.
10. Оболенская А.В., Ельницкая З.П., Леонович А.А Лабораторные работы по химии древесины и целлюлозы. М.,
1991. 217 с.
1.
2.
Поступило в редакцию 16 марта 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 45–49.
УДК 634.986: 615.7
ИЗУЧЕНИЕ СОСТАВА ГЕКСАНОВОГО ЭКСТРАКТА БЕРЕСТЫ И ЕГО
ТОКСИКО-ФАРМАКОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ
©
С.А. Кузнецова1*, Б.Н. Кузнецов1, О.Ф. Веселова2, Т.П. Кукина3, Г.С. Калачева4, Г.П. Скворцова1,
Е.С. Редькина1
Институт химии и химической технологии CO РАН, Красноярск,
Академгородок, 660036 (Россия) E-mail: ksa@icct.ru
2
Красноярская государственная медицинская академия, Красноярск (Россия)
3
Новосибирский институт органической химии им. Н.Н. Ворожцова СО РАН,
ул. Лаврентьева, 9, Новосибирск (Россия)
4
Институт биофизики СО РАН, Красноярск (Россия)
1
Изучены состав и биологическая активность гексанового экстракта бересты. Используя хромато-масс-спектрометрию,
показано, что основными компонентами экстракта бересты являются бетулин и лупеол, в небольших количествах содержатся альдегиды бетулина и лупеола и другие вещества лупанового ряда. Установлено, что экстракт бересты относится к 4му классу малотоксичных веществ и обладает выраженными капилляроукрепляющими свойствами.
Введение
Кора березы содержит разнообразные экстрактивные вещества, обладающие биологической активностью
и представляющие потенциальный интерес для получения новых продуктов и фармакологических препаратов [1–3]. В экстрактах внешней коры различных видов берез преобладают пентациклические тритерпеноиды ряда лупана, основным компонентом которых является бетулин, обусловливающий белый цвет коры
березы. Содержание бетулина во внешней коре варьируется от 10 до 40% в зависимости от вида березы, места и условий ее произрастания, возраста дерева, сезона [4–6].
В последнее время проводятся интенсивные исследования биологических свойств бетулина и его производных. Известна противовирусная, противоопухолевая активность и противовоспалительные свойства
производных бетулина и лупеола [7–10], однако недостаточно изучены состав и биологические свойства
экстрактов бересты.
Цель работы – изучение состава гексанового экстракта бересты и его токсико-фармакологических
свойств.
Экспериментальная часть
В качестве исходного сырья использовали бересту березы Betula pendula Roth., заготовленную в районе
Красноярска.
Для получения гексанового экстракта бересты (ГЭБ) измельченную до фракции 1–2 мм и высушенную
при температуре 105 °С бересту подвергали экстракции гексаном в аппарате Сокслета в течение 36–40 ч.
После удаления гексана на роторном испарителе получили порошок белого цвета.
Был проведен анализ гексанового экстракта бересты (ГЭБ) методами тонкослойной хроматографии и хроматомасс-спектрометрии (ХМС). Тонкослойная хроматография была проведена по стандартной методике [11].
Для ХМС в первом варианте была подготовлена проба путем очистки экстракта от свободных и связанных кислот, упаривания и растворения сухого остатка в этилацетате. Во втором варианте был проведен анализ гексанового экстракта методом ХМС без пробоподготовки растворением в смеси хлороформа и метано*
Автор, с которым следует вести переписку.
С.А. КУЗНЕЦОВА, Б.Н. КУЗНЕЦОВ, О.Ф. ВЕСЕЛОВА, Т.П. КУКИНА …
46
ла (1 : 1 по объёму). Качественный и количественный состав продуктов исследовался на хромато-массспектрометре GCD Plus (Hewlett Packard, USA) с квадрупольным масс-спектрометром в качестве детектора,
с газовым хроматографом. Была использована капиллярная колонка длиной 30 м, внутренним диаметром
0,25 мм HP-5МS (5% дифенил и 95% диметилполисилоксан). Условия хроматографирования были следующими: в качестве газа-носителя использовали гелий; скорость потока составляла 1мл/мин; температура ввода образца 250 °C; начальная температура 220 °C, программа подъема температуры до 280 °C со скоростью
2 °C/мин, изотермальный режим – 2 мин, подъем температуры до 300 °C со скоростью 10 °C /мин, изотермальный режим – 20 мин; температура трансферной линии 280 °C, источника ионов – 175 °C, режим электронного удара при 70 eV, детекция масс от 45 до 450 m/z.
Идентификация компонентов осуществлена сопоставлением времён удерживания пиков на хроматограмме и полных масс-спектров отдельных компонентов с соответствующими данными чистых соединений
библиотеки масс-спектров. Относительное количественное содержание химических компонентов экстракта
рассчитано методом внутренней нормализации площадей пиков без корректирующих коэффициентов чувствительности.
Обсуждение результатов
Основной фракцией гексанового экстракта являются два тритерпеноида: бетулин и лупеол. Структурные
формулы бетулина и лупеола представлены на рисунке 1.
Хроматограмма нейтральных компонентов гексанового экстракта бересты (ГЭБ) после предварительной
пробоподготовки представлена на рисунке 2. Установлено, что нейтральные компоненты гексанового экстракта бересты содержат 88,3% бетулина, 9,6% лупеола и 2 неидентифицированных компонента, общим
содержанием 1,9%, хроматограмма на рисунке 2. Свободные кислоты, составляющие 1,3% от массы исходного образца, содержат до 5% олеаноловой кислоты.
Хроматограмма гексанового экстракта бересты без пробоподготовки представлена на рисунке 3. Относительное содержание бетулина в данном случае составляет 59,4%. Идентификация бетулина при сравнении с
базой данных библиотеки масс-спектрометра была проведена с хорошей вероятностью. Основным ионом,
совпадающим с его молекулярной массой, является m/z 442. Идентифицирующим фрагментом, который получается при отщеплении спиртовой группы в положении 28, является фрагмент с m/z 411. Характер фрагментации исследуемого вещества (m/z 69, 81, 95, 107, 189, 207) явно свидетельствует о принадлежности
данного соединения к лупановому ряду. Другим идентифицированным соединением является лупеол, с молекулярной массой 426, относительное содержание которого в ГЭБ составляет 32%. При отщеплении метильной группы в положении 28 образуется фрагмент с m/z 411, кроме него идентифицированы фрагменты
лупеола с m/z 69, 81, 95, 107, 189, 207.
В таблице 1 приведены идентифицированные соединения гексанового экстракта бересты без предварительной пробоподготовки. Кроме бетулина и лупеола, в экстракте присутствуют другие соединения лупанового ряда и фитостерины, относительное содержание которых составляет от 0,6 до 2,5%. Среди минорных
примесей были идентифицированы по масс-спектрам альдегиды бетулина и лупеола с молекулярной массой
440 и 424 соответственно (пики 4 и 5 на рис. 3), -ситостерол с молекулярной массой 414. Компоненты с
молекулярной массой 426, вероятно, являются изомерами лупеола (пики 3, 6 и 7 на рис.3). Фрагментация
этих соединений характерна для тритерпенов лупанового ряда, в их спектрах обнаруживаются фрагменты с
m/z 95, 81, 69, 107, 189, 207 и 411.
CH2
H 3C
CH3
CH2
C
CH3
H3C
CH2OH
CH3
CH3
CH3
HO
H3C
CH3
HO
H3C
CH3
(А)
Рис. 1. Структурные формулы бетулина (А) и лупеола (Б)
C
CH3
(Б)
CH3
ИЗУЧЕНИЕ СОСТАВА ГЕКСАНОВОГО ЭКСТРАКТА …
Рис. 2. Хроматограмма гексанового экстракта
бересты после предварительной пробоподготовки
47
Рис. 3. Хроматограмма гексанового экстракта
бересты без пробоподготовки
1 – неидентифицирован; 2 – -ситостерол;
3, 6, 7 – изомеры лупеола, 4 – альдегид лупеола,
5 – лупеол; 8 – альдегид бетулина; 9 – бетулин
Таблица 1. Относительное содержание основных компонентов гексанового экстракта бересты
Компонент
Бетулин
Лупеол
-ситостерол
Изомер лупеола
Альдегид лупеола
Изомер лупеола
Изомер лупеола
Альдегид бетулина
Фитостерин
М+
442
426
412
426
424
426
426
440
426
Процент от суммы
59,4
31,7
0,6
1,4
2,4
0,7
0,8
2,5
0,7
Изучение токсико-фармакологических свойств экстракта бересты
По данным Ю.К. Василенко с соавторами, бетулин является малотоксичным веществом, однако в работе не
приводятся точные цифры ЛД50 [12]. Нами была изучена острая токсичность гексанового экстракта бересты по
методике Ю.И. Иванова и О.Н. Погорелюка [13] на группах линейных белых мышей обоего пола. ГЭБ вводили
внутрижелудочно в виде 10% крахмальной взвеси в дозах от 1000 до 7000 мг/кг. Токсичность оценивали по
клиническим симптомам отравления и выживаемости животных в течение 2-х недель. Показатели острой токсичности ГЭБ и бетулина приведены в таблице 2. При внутрижелудочном введении ГЭБ в дозах от 1000 до
6000 мг/кг гибели животных не отмечено, у животных наблюдалось только незначительное угнетение центральной нервной системы (ЦНС). При введении ГЭБ в дозе 7000 мг/кг отмечена гибель части животных, в
картине острого отравления наблюдалось нарушение дыхания и снижение двигательной активности.
Проведенное токсикологическое исследование показало, что гексановый экстракт бересты не является
ядовитыми и согласно международной токсикологической классификации относится к 4-му классу малотоксичных веществ.
Повышение проницаемости сосудистой стенки, в том числе и капилляров, является одним из патогенетических этапов вирусных, бактериальных, аллергических, аутоиммунных, эндокринных и других заболеваний. Следовательно, изыскание веществ растительного происхождения, обладающих высокой капилляропротекцией и при этом практически не токсичных для организма, позволит улучшить патогенетическое лечение очень многих заболеваний.
С.А. КУЗНЕЦОВА, Б.Н. КУЗНЕЦОВ, О.Ф. ВЕСЕЛОВА, Т.П. КУКИНА …
48
Изучение влияния ГЭБ и бетулина на проницаемость сосудов кожи проводили по методу Ойвина и
Монаковой на группах линейных белых мышей массой
15–17 г. Критерием сосудистой проницаемости служило время выхода 1% водного метиленового синего в
Вещество
Показатели токсичности, мг/кг
очаг воспаления, вызываемого нанесением на депилиЛД16
ЛД50
ГЭБ
5750
>7000
рованную поверхность кожи 0,05 мл ксилола [14].
Опытным группам мышей (по 15 животных в каждой)
за 1 ч до внутрибрюшинного введения 0,25 мл 1% раствора метиленового синего внутрижелудочно вводили
исследуемые вещества в дозе 200 и 400 мг/кг в виде 1% спиртового раствора. Контрольной группе мышей за
час до введения раствора метиленового синего вводили этиловый спирт. Регистрировали время выделения
метиленового синего в очаге воспаления. Статистическую обработку результатов проводили методами вариационной статистики с применением программы Excel. Для оценки статистической достоверности различий сравниваемых средних величин использовали критерий Стъюдента [15].
Результаты изучения влияния ГЭБ и бетулина на проницаемость сосудов кожи мышей представлены в
таблице 3. Эталоном сравнения служил дигидрокверцетин (ДКВ), капилляроукрепляющий эффект которого
известен [16].
В контрольной группе животных время выхода метиленового синего составило 14,7±1,5 сек, тогда как в
опытных группах мышей, получающих ГЭБ, время выхода метиленового синего оказалось достоверно
большим и составило 23,7±3,4 сек, что свидетельствует о проявлении данным экстрактом капилляроукрепляющего эффекта. При этом у ГЭБ обнаружено дозозависимое влияние на проницаемость сосудов, так как
при введении мышам дозы 400 мг/кг капилляроукрепляющий эффект существенно выше, чем при введении
дозы 200 мг/кг. На основании проведенных исследований выявлено, что ГЭБ проявляет выраженный капилляроукрепляющий эффект, сопоставимый с дигидрокверцетином.
Таблица 2. Основные показатели острой
токсичности гексанового экстракта
бересты
Таблица 3. Влияние ГЭБ на проницаемость сосудов кожи мышей
Вещество
Контроль
Доза, мг/кг
–
200
ГЭБ
400
100
ДКВ
300
р<0,05 по отношению к контролю
Время выхода метиленовой
сини, сек*
14,7±1,5
23,7±3,4
29,8±4,2
21,5±2,6
25,4±2,8
Капилляроукрепляющий эффект, разница в % от контроля
–
60,5
102,7
33,9
77,7
Выводы
Изучен химический состав гексанового экстракта бересты березы с использованием хромато-массспектрометрии: идентифицированы бетулин, лупеол, альдегиды бетулина и лупола и ситостерол.
Установлено, что гексановый экстракт бересты не является ядовитым и, согласно международной токсикологической классификации, относится к 4 классу малотоксичных веществ. Среднесмертельная доза (ЛД50)
гексанового экстракта бересты составляет более 7000 мг/кг.
Показано, что ГЭБ проявляет выраженную дозозависимую капилляроукрепляющую активность, сопоставимую с дигидрокверцетином.
Список литературы
1.
2.
3.
Кузнецов Б.Н., Рязанова Т.В., Щипко М.Л., Кузнецова С.А. и др. Оптимизация термических и биохимических
методов утилизации отходов экстракционной переработки березовой коры // Химия в интересах устойчивого
развития. 2005. Т. 13. С. 441–449.
Кузнецова С.А., Левданский В.А., Кузнецов Б.Н., Щипко М.Л. и др. Получение дубильных веществ, красителей и энтеросорбентов из луба березовой коры // Химия в интересах устойчивого развития. 2005. Т. 13. С. 401–
409.
Кузнецов Б.Н., Кузнецова С.А., Левданский В.А., Судакова И.Г., Веселова О.Ф. Совершенствование методов
выделения, изучение состава и свойств экстрактов березовой коры // Химия в интересах устойчивого развития.
2005. Т. 13. С. 391–400.
ИЗУЧЕНИЕ СОСТАВА ГЕКСАНОВОГО ЭКСТРАКТА …
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
49
Кислицын А.Н. Экстрактивные вещества бересты: выделение, состав, свойства, применение // Химия древесины. 1994. № 3. C. 3–28.
Ukkonen F.K., Era V.Р. Birch bark extractives // Kemia-Kemi. 1979. №5. C. 217–220.
Похило Н.Д., Уварова Н.И. Изопреноиды различных видов betula // Химия природных соединений. 1988. №3.
С. 325–341.
Толстиков Г.А., Флехтер О.Б., Шульц Э.Э., Балтина Л.А., Толстиков А.Г. Бетулин и его производные // Химия
в интересах устойчивого развития. 2005. Т. 13. С. 1–30.
Флехтер О.Б., Медведева Н.И., Карачурина Л.Т., Балтина Л.А. и др. Синтез и фармакологическая активность
эфиров бетулина, бетулиновой кислоты и аллобетулина // Химико-фармацевтический журнал. 2005. Т. 39. №8.
С. 9–13.
Флехтер О.Б., Бореко Е.И., Нигматулина Л.Р., Павлова Н.И. и др. Синтез и противовирусные свойства производных лупановых тритерпеноидов // Химико-фармацевтический журнал. 2004. Т. 38. №8. С. 10–13.
Толстикова Т.Г., Сорокина И.В., Толстиков Г.А., Толстиков А.Г., Флехтер О.Б. Терпеноиды ряда Лупана –
биологическая активность и фармакологические перспективы // Биоорганическая химия. 2006. Т. 32. №1.
С. 42–55.
Кейтц М. Техника липидологии. М., 1975. 322 с.
Василенко Ю.К., Семенченко В.Ф., Фролова Л.М. Фармакологические свойства тритерпеноидов коры березы //
Экспериментальная и клиническая фармаколология. 1993. Т. 56. №4. С. 53–55.
Иванов Ю.И., Погорелюк О.Н. Вычисление эффективных и летальных доз методом наименьших квадратов на
микрокалькуляторах по программам // Фармакология и токсикология. М., 1986. 9 с.
Патент РФ № 2014841 Антиоксидантное, капилляропротекторное, противовоспалительное и антигистаминное
средство / Соколов С.Я., Тюкавкина Н.А., Колхир В.К. // БИ. 1994. №12.
Лакин Г.Ф. Биометрия. М., 1980. 296 с.
Патент Р.Ф. № 2045957. Способ получения средства, обладающего противоязвенным действием / Пашинский
В.Г., Чучалин В.С., Рапп О.А. // БИ. 1995. №29
Поступило в редакцию 15 марта 2007 г.
После переработки15 января 2008 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 51–55.
УДК: 577.114:581.192:574.917:633.88
ХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВОДОРАСТВОРИМЫХ
ПОЛИСАХАРИДОВ КАЛЛУСНОЙ ТКАНИ ШИПОВНИКА МОРЩИНИСТОГО
ROSA RUGOSA THUNB

А.А. Злобин1*, Н.А. Жуков1, Р.Г. Оводова2
Вятский государственный университет, ул. Московская, 36, Киров, 610601
(Россия) E-mail: biotech@vgu.ru
2
Институт физиологии Коми научного центра Уральского отделения РАН,
ул. Первомайская, 50, Сыктывкар, 167982 (Россия)
E-mail: ovois@physiol.komisc.ru
1
Из каллусной ткани околоплодников шиповника морщинистого Rosa rugosa Thunb последовательной экстракцией
водой и 0,7% раствором оксалата аммония при 68 С выделены водорастворимые полисахаридные фракции RRKI и
RRKII, которые очищены гельфильрацией на сефакриле S-500 и ионообменной хроматографией на DEAE-целлюлозе.
Показано, что RRKI представлена резервными полисахаридами с высоким содержанием остатков галактозы (до 28,6%) и
глюкозы (до 44,2%), а фракция RRKII представляет собой пектиновые полисахариды. В качестве главных компонентов в
состав фракции RRKII входят остатки галактуроновой кислоты (45%), галактозы (5,2%), арабинозы (2,6%), глюкозы
(1,8%) и рамнозы (1,4%). В меньших количествах в ней содержатся остатки маннозы и ксилозы. Методом хромато-массспектрометрии метилированных производных в составе RRKII идентифицированы 1,4-связанные остатки ксилопиранозы и глюкопиранозы, 1,5-связанные остатки арабинофуранозы, 1,6-связанные остатки маннопиранозы и галактопиранозы. На нередуцирующих концах углеводных цепей находятся остатки глюкопиранозы и ксилопиранозы.
Введение
Последние 20–25 лет характеризуются большим объемом исследований структуры, физико-химических
свойств, биологических функций и физиологической активности водорастворимых полисахаридов растений,
а также поиском их возможных продуцентов. Это связано с тем, что, являясь элементами питания, они оказывают многоплановое влияние на метаболизм человека и животных [1].
В средней полосе России распространено более 80 видов шиповника (Rosa L.). Несмотря на многолетнюю практику применения препаратов из плодов шиповника (косметология, профилактика и лечение некоторых заболеваний, пищевые продукты и добавки) состав, структура и свойства их водорастворимых полисахаридов практически не изучены. Ранее нами были выделены фракции водорастворимых полисахаридов
мякоти плодов шиповника морщинистого, названные «розолинанами», а также исследован их состав и свойства. Было показано, что они представлены пектиновыми веществами, которые проявляют гиполипидемическую активность и влияют на адгезивную способность перитонеальных макрофагов мышей [2].
Целью данной работы является химическая характеристика водорастворимых полисахаридов каллусной
ткани околоплодников шиповника морщинистого Rosa rugosa Thunb, которая может служить модельной
системой для исследования химического строения пектиновых полисахаридов шиповника и закономерностей их биосинтеза в интактном растении.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
52
А.А. ЗЛОБИН, Н.А. ЖУКОВ, Р.Г. ОВОДОВА
Экспериментальная часть
Растительный материал. Каллусную ткань околоплодников R. rugosa культивировали в чашках Петри в
темноте при 26 °С на питательной среде с минеральной основой Мурасиге-Скуга, содержащей: сахарозу – 15 г/л;
глюкозу – 15 г/л; витамины по Стабу; мио-инозит – 100 мг/л; глицин – 2 мг/л и фитогормоны (2,4дихлорфеноксиуксусную кислоту 4 мг/л и 6-бензиламинопурин – 0,2 мг/л). Время культивирования – 21 сутки.
Общие аналитические методы. Количественное содержание галактуроновой кислоты определяли спектрофотометрическим методом реакцией с 3,5-диметилфенолом в присутствии концентрированной серной
кислоты, по калибровочному графику для D-галактопиранозилуроновой кислоты [4], содержание метоксильных групп – по реакции с пентан-2,4-дионом и калибровочному графику для метанола [5], белка – по
методу Лоури с использованием калибровочного графика для бычьего сывороточного альбумина [6]. Спектрофотометрические определения проводили на спектрофотометре Ultrospec 3000 (Швеция).
Оптическое вращение водных растворов полисахаридов (с. 0,05) определяли на поляриметре Polartronic
MHZ (Германия).
Обзорные ИК-спектры образцов снимали в таблетках на КBr на ИК-Фурье спектрометре Scimitar FTS
2000 (Австралия) в диапазоне волновых чисел 4000–400 см-1.
Идентификацию галактуроновой кислоты и нейтральных моносахаридов в гидролизатах полисахаридных фракций проводили методом ГЖХ-МС в виде ТМС-производных [3,7] на газовом хроматографе
G2589A (Agilent Tech., США) с масс-селективным детектором 5973 INERT (Agilent Tech., США). Разделение ТМС-производных проводили на капиллярной колонке HP-5MS (0,2 мм Ø 30 м, Hewlett-Packard, США).
Температура термостата колонки 180→250 ºС со скоростью подъема температуры – 4 ºС/мин. Температура
испарителя – 260 ºС, интерфейса – 230 ºС. Газ-носитель – гелий (скорость потока 1 мл/мин, деление потока
20 : 1). Развертка – от m/z 44 до m/z 500; энергия ионизирующих электронов – 70 eV; частота сканирования –
1 скан/сек. Количество вводимой пробы – 1 мкл.
Количественное содержание нейтральных моносахаридов определяли методом газожидкостной хроматографии (ГЖХ) в виде соответствующих ацетатов полиолов на хроматографе Hewlett-Packard 4890А (США) с
пламенно-ионизационным детектором и интегратором HP 3395A (США) [2].
ГЖХ-МС метилированных производных моносахаридов [3,8] проводили на газовом хроматографе
G2589A (Agilent Tech., США) на капиллярной колонке HP-5MS (0,2 мм Ø 30 м, Hewlett-Packard, США). Газноситель – гелий. Температура термостата колонки 150→280 ºС со скоростью подъема температуры –
5 ºС/мин. Температура испарителя – 290 ºС, интерфейса – 250 ºС. Масс-спектрометр: 5973 INERT (Agilent
Tech., США); развертка – от m/z 44 до m/z 500; энергия ионизирующих электронов – 70 eV; частота сканирования – 1 скан/сек. Количество вводимой пробы – 1 мкл.
Кислотный гидролиз полисахаридов для анализа их моносахаридного состава проводили 2 М раствором трифторуксусной кислоты (TFA), содержащей в качестве внутреннего стандарта мио-инозит (0,125–0,250 мг/мл),
при 100 °С в течение 3 ч. Моносахариды переводили в ацетаты полиолов и анализировали методом ГЖХ [2].
Метилирование пектиновых полисахаридов. 30–50 мг полисахарида растворяли в дистиллированной воде, диализовали против 1% водного раствора гидрохлорида триэтиламина и лиофильно высушивали. Полученные соли обезвоживали под вакуумом над Р 2О5. К сухому образцу (2–5 мг) добавляли 1 мл тетрагидрофурана, 5 мг LiAlD4 и нагревали с обратным холодильником при 70 °С в течение 1 ч. Раствор нейтрализовали 10% раствором уксусной кислоты в метаноле, диализовали и лиофильно высушивали. Восстановленный
образец обезвоживали под вакуумом над Р 2О5, добавляли к нему 1 мл диметилсульфоксида и перемешивали
в атмосфере азота при комнатной температуре до полного растворения. К раствору приливали 0,5–1,0 мл 2М
раствора метилсульфинилкарбаниона (CH3SOCH2-Na+) и перемешивали в токе азота при комнатной температуре в течение 5 ч. Реакционную смесь замораживали, добавляли 1 мл йодистого метила (CH3I) и перемешивали в атмосфере азота в течение 6 ч. Смесь диализовали и лиофильно высушивали.
Полученные частично метилированные полисахариды повторно обрабатывали CH 3SOCH2-Na+ и CH3I,
как описано выше. К полностью метилированным образцам приливали 1 мл 2 М раствора TFA и проводили
гидролиз при 100 °С в течение 5 ч. Избыток кислоты отгоняли с метанолом и переводили метилированные
моносахариды в соответствующие ацетаты [2].
Все водные растворы и пробы для ГЖХ и ГЖХ/МС-анализа выпаривали под вакуумом при 40–45 °С.
Центрифугирование растворов проводили в течение 10 мин при 3000–6000 об/мин.
Выделение полисахаридов. Каллусную ткань (162 г) разрушали замораживанием-оттаиванием и обрабатывали в течение 1 ч кипящей смесью метанола с хлороформом (1 : 1). Обезжиренный материал экстрагировали
ХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВОДОРАСТВОРИМЫХ …
53
горячей водой (2 л, 68 ºС) до отрицательной качественной реакции на углеводы [8]. Остаток сырья обрабатывали водой, подкисленной разбавленным (1 : 10) раствором HCl (0,5 л, 2 ч, 50 ºС, рН 4,0), и выделяли полисахариды 0,7% водным раствором оксалата аммония (2 л, 68 ºС). Контроль полноты экстракции определяли фенол-сернокислотным методом [8]. Экстракты концентрировали под вакуумом, осаждали свободный белок [2] и
выделяли полисахариды добавлением четырехкратного объема 96% этанола. Полисахариды растворяли в дистиллированной воде и лиофильно высушивали. Выход и состав фракций приведены в таблице 1.
Гельфильтрация полисахаридов. Образцы полисахаридов RRКI и RRКII (30-40 мг) растворяли в 1,5 мл
0,01 М раствора NaCl и наносили на колонку (411,6 см) с сефакрилом S-500 (Fluka). Свободный объем колонки  32 мл. Элюирование полисахаридов проводили 0,01 М раствором NaCl со скоростью 20 мл/ч. Отбирали фракции объемом 3 мл. Выход полисахаридов из колонки контролировали фенол-сернокислотным методом [8]. Фракции, соответствующие отдельным пикам, объединяли, концентрировали до минимального
объема, диализовали и лиофильно высушивали. Характеристики фракций представлены в таблице 2.
Ионообменная хроматография. Образцы полисахарида RRКII (30–35 мг) растворяли в 5 мл 0,01 М раствора NaCl и наносили на колонку (371,5 см) с DEAE-целлюлозой (Fluka) в Cl–-форме. Элюирование полисахаридов проводили последовательно 0,01; 0,1; 0,2; 0,3 и 0,5 М растворами NaCl со скоростью 30 мл/ч. Отбирали фракции объемом по 10 мл. Выход полисахаридов из колонки контролировали фенолсернокислотным методом [8]. Фракции, соответствующие отдельным пикам, объединяли, концентрировали,
диализовали и лиофильно высушивали. Характеристики фракций представлены в таблице 3.
Таблица 1. Состав полисахаридных фракций каллусной ткани R. rugosa
Фракция
RRКI
RRКII
Примеча
Выход,%*
DM
2,3
5,1
…
11
GalA
4
45
Ara
5,0
2,6
Gal
19,0
5,2
Содержание, %
Rha
Xyl
0,5
3,7
1,4
0,8
Man
0,8
0,4
Glc
16,5
1,8
Белок
48
8
Таблица 2. Состав полисахаридов каллусной ткани после разделения на сефакриле S-500
Содержание, %
GalA
Ara
Gal
Rha
Xyl
Man
RRХI-1s
31
+12,9
6
9,4
28,9
1,0
5,3
0,7
RRХII-1s
57
+149,5
63
3,6
6,5
1,9
1,0
сл
Примечания. *  выход от количества материала нанесенного на колонку; сл – следовые количества
Фракция
Выход, %*
[α]20D
Glc
16,3
1,7
Белок
9
2
Таблица 3. Характеристика полисахаридов после разделения фракции RRKII на DEAE-целлюлозе
Фракция
Выход, %*
[α]20D
RRКII-1
16
+172,6
RRКII-2
40
+188,7
Примечание. * – см. примечание к табл. 2.
GalA
67
71
Ara
5,3
2,3
Gal
4,6
2,1
Содержание, %
Rha
Xyl
2,5
0,3
1,6
сл
Man
сл
сл
Glc
2,9
1,2
Белок
4
3
Обсуждение результатов
Для выделения полисахаридов из каллусной ткани был использован метод последовательной экстракции
растительного материала водой и после предварительного гидролиза протопектина разбавленным водным
раствором соляной кислоты (рН 4,0; 50 С), 0,7% водным раствором оксалата аммония при 68 С [2]. В результате были получены две фракции полисахаридов RRKI и RRKII соответственно. Характеристика фракций приведена в таблице 1.
Суммарное содержание водорастворимых полисахаридов в каллусной ткани составляет 7,4%, что значительно ниже их содержания в мякоти плодов данного вида шиповника (13,4%) [2].
Методом хромато-масс-спектрометрии (ГЖХ/МС) триметилсилильных (ТМС) производных [3] в составе
полисахаридных фракций RRKI и RRKII идентифицирована галактуроновая кислота (GalA). Количественное
определение ее реакцией с 3,5-диметилфенолом [4] показало, что, в отличие от розолинанов плодов шиповника [2], содержание галактуроновой кислоты во фракции RRK-I составляет всего 6%, а главными нейтральными
моносахаридными остатками, входящими в ее состав, являются остатки галактозы (Gal), глюкозы (Glc), ксилозы (Xyl) и арабинозы (Ara). В минорных количествах содержатся остатки маннозы (Man) и рамнозы (Rha).
Это может свидетельствовать о переключении биосинтеза углеводов в клетках каллусной ткани на образова-
54
А.А. ЗЛОБИН, Н.А. ЖУКОВ, Р.Г. ОВОДОВА
ние нейтральных (резервных) полисахаридов. Содержание данной фракции в каллусной ткани существенно
ниже, чем содержание соответствующих фракций розолинанов в плодах шиповника морщинистого [2].
Полисахаридная фракция RRK-II характеризуется высоким содержанием галактуроновой кислоты и имеет
состав нейтральных моносахаридов типичный для розолинанов, которые ранее были выделены из протопектинового комплекса клеточных стенок мякоти плодов шиповника. Можно отметить более низкое, по сравнению с
розолинанами плодов, содержание в ней остатков арабинозы (Ara) и небольшую степень метоксилирования
остатков галактуроновой кислоты (DM). Содержание данной фракции в составе протопектина каллусной ткани
практически совпадает с содержанием розолинанов, выделенных из протопектина мякоти плодов шиповника [2].
Для очистки полученных фракций от сопутствующих примесей (белка и фенольных соединений) и разделения их по величине молекулярных масс фрагментов полисахаридов, входящих в их состав, был использован метод гельфильтрации. В результате гельфильтрации RRKI и RRKII на сефакриле S-500 были выделены две основные фракции RRKI-1s и RRKII-1s с Kav, равными 0,75 и 0,79 соответственно (табл. 2).
Высокое содержание остатков галактозы и глюкозы в RRKI-1s указывает на то, что она образована галактанами и глюканами. В составе глюканов отсутствует крахмал, о чем свидетельствует отрицательный
йод-крахмальный тест и отсутствие образования заметного количества глюкозы при воздействии на нее
α-амилазы. Можно отметить достаточно высокое, по сравнению с RRKII-1s, содержание в данной фракции
остатков ксилозы (табл. 2).
Фракция RRKII-1s отличается повышенным (63%) содержанием остатков галактуроновой кислоты. Высокое положительное значение угла удельного оптического вращения водного раствора RRKII-1s указывает
на то, что остатки галактуроновой кислоты в составе углеводных цепей полисахарида связаны между собой
-1,4-связями и находятся в D-конфигурации. Кроме того, наличие в ИК-спектре фракции RRKII-1s полос
поглощения при 890 см-1, 834 см-1 и 763 см-1 также свидетельствует о том, что остатки галактуроновой кислоты в углеводных цепях полисахаридов находятся в 4С1--конформации (для 4С1--конформации характерны полосы поглощения при 927 см-1, 880 см-1 и 780 см-1). По составу и содержанию нейтральных моносахаридных остатков RRKII-1s близка к исходной фракции и розолинанам мякоти плодов шиповника [2].
Обе фракции (RRKI-1s и RRKII-1s) содержат определенное количество белка. Это может указывать на
то, что соединения белковой природы имеют близкую к полисахаридам молекулярную массу или образуют
с ними достаточно прочные соединения.
Ионообменной хроматографией фракции RRKII на DEAE-целлюлозе водными растворами NaCl возрастающей концентрации были получены фракции полисахаридов, которые элюировались 0,2 М (RRKII-1) и
0,3 М (RRKII-2) растворами NaCl (табл. 3).
Содержание галактуроновой кислоты в полисахаридах RRКII-1 и RRКII-2, полученных при разделении
фракции RRKII на DEAE-целлюлозе, составляет 67–71% (табл. 4). По качественному составу и содержанию
нейтральных моносахаридов данные полисахариды идентичны исходной фракции и розолинанам плодов
шиповника [2]. Преобладающими нейтральными моносахаридными остатками в них являются остатки арабинозы, галактозы, рамнозы и глюкозы, а остатки ксилозы и маннозы содержатся в следовых количествах.
Можно отметить, что несмотря на некоторую гетерогенность полученных фракций RRКII-1 и RRКII-2 они,
скорее всего, являются полимергомологами или фрагментами одного пектинового полисахарида.
Анализ фракций RRKII, RRKII-1s, RRКII-1 и RRКII-2 методом метилирования показал, что в состав их
углеводных цепей входят 1,4-связанные остатки ксилопиранозы, 1,5-связанные остатки арабинофуранозы,
1,4-связанные остатки глюкопиранозы, 1,6-связанные остатки маннопиранозы и 1,6-связанные остатки галактопиранозы. На нередуцирующих концах углеводных цепей находятся остатки глюкопиранозы и ксилопиранозы (табл. 4).
Таблица 4. Результаты метилирования полисахаридной фракции RRKII
Положение метильных групп
2,3-О-Ме2-Araf
2,3,4-О-Ме3-Xylр
2,3-О-Ме3-Xylр
2,3,4-О-Me3-Manр
2,3,4,6-О-Me4-Glср
2,3,6-О-Me3-Glср
2,3,4-О-Me3-Galр
Связь
→5)-Araf-(1→
Xyl-(1→
→4)-Xyl-(1→
→6)-Manр-(1→
Glср-(1→
→4)-Glср-(1→
→6)-Galр-(1→
ХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВОДОРАСТВОРИМЫХ …
55
Таким образом, основываясь на данных моносахаридного состава исходных фракций RRKI и RRKII и
полисахаридов, очищенных с помощью гельфильтрации и ионообменной хроматографии, а также результатах метилирования, полисахаридную фракцию RRKI можно отнести к резервным полисахаридам, а фракцию RRKII – к пектиновым полисахаридам, которые близки по составу к розолинанам мякоти плодов шиповника морщинистого.
Выводы
1. Впервые из каллусной ткани околоплодников шиповника морщинистого выделены с суммарным выходом 7,4% фракции нейтральных (резервных) и пектиновых полисахаридов.
2. Показано, что резервные полисахариды состоят главным образом из остатков галактозы, глюкозы и
арабинозы.
3. Найдено, что углеводные цепи пектиновых полисахаридов, входящих в состав протопектинового комплекса клеточных стенок каллусной ткани, преимущественно состоят из -1,4-связанных остатков галактуроновой кислоты, а также нейтральных моносахаридов: галактозы, арабинозы, глюкозы и рамнозы; в качестве минорных присутствуют остатки ксилозы и маннозы.
4. С помощью метода метилирования определены размеры окисных циклов нейтральных моносахаридных остатков, входящих в состав пектиновых полисахаридов каллусной ткани. Показано, что их углеводные цепи содержат 1,5-связанные остатки арабинофуранозы, 1,4-связанные остатки ксилопиранозы и глюкопиранозы, а также 1,6-связанные остатки маннопиранозы и галактопиранозы. На нередуцирующих концах
углеводных цепей находятся остатки глюкопиранозы и ксилопиранозы.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Оводов Ю.С. Полисахариды цветковых растений: cтруктура и физиологическая активность // Биоорган. хим.
1998. Т. 24. №7. С. 483–501.
Злобин А.А., Оводова Р.Г., Попов С.В. Общая химическая характеристика водорастворимых полисахаридов
плодов шиповника морщинистого Rosa rugosa // Химия растительного сырья. 2003. №2. С. 39–44.
Костенко В.Г. Хроматографический анализ сахаров, получаемых в процессе переработки растительного сырья.
М., 1984. 44 с.
Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Analyt. Chem. 1956. V. 28. P. 350–356.
Wood P.J., Siddiqui I.R. Determination of methanol and its application to measurement of pectin ester content and pectin methyl esterase activity // Analyt. Biochem. 1971. V. 39. P. 418–428.
Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Pholin phenol reagent // J. Biol.
Chem. 1951. V. 193. P. 265–275.
York W.S., Darvill A.G., McNeil M., Stevenson T.T., Albersheim P. Isolation and characterisation of plant cell walls
and cell-wall components // Meth. Enzymol. 1985. V. 118. P. 3-40.
Захарова И.Я., Косенко Л.В. Методы изучения микробных полисахаридов. Киев, 1982. 189 с.
Поступило в редакцию 20 сентября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 57–61.
УДК 543.544: 543.64
ХЛОРОГЕНОВАЯ КИСЛОТА ПЛОДОВ И ЛИСТЬЕВ НЕКОТОРЫХ
РАСТЕНИЙ СЕМЕЙСТВА BERBERIDACEAE
©
В.И. Дейнека*, В.А. Хлебников, В.Н. Сорокопудов, И.П. Анисимович
Белгородский государственный университет, ул. Победы, 85, Белгород,
308015 (Россия) E-mail: deineka@bsu.edu.ru
В работе предложен метод ВЭЖХ, позволяющий разделять изомеры хлорогеновой кислоты в изократических условиях. Определено строение и содержание хлорогеновой (5-кофеоилхинной) кислоты в плодах и листьях некоторых растений семейства Berberidaceae.
Введение
Хлорогеновая кислота является одним из важнейших веществ фенилпропаноидной цепи метаболизма [1];
это одно из наиболее важных производных коричных кислот в плодах растений [2]. Исследованиям, связанным с хлорогеновой кислотой, посвящено множество работ, но следует учитывать несколько особенностей
публикаций.
В ряде случаев термин «хлорогеновые кислоты» рассматривается как обобщенное название продуктов
этерификации хинной кислоты кофейной [3–5]. При этом даже среди моноэфиров может быть четыре изомера, из которых обычно отмечают три реально встречающихся: 3-кофеоилхинная (3-QCA), 4кофеоилхинная (4-QCA) и 5-кофеоилхинная (5-QCA) кислоты:
H
HO
6
4
5
2
HOOC
1
H
HO
3
O
OH
H
H
R=
OH
3-QCA
OH
4-QCA
5-QCA
OH õèí í àÿ êèñëî òà
Но часто, причем не только в относительно старой литературе, речь идет об одном изомере, который и
подразумевается под названием «хлорогеновая кислота» [1, 6, 7]. Он соответствует этерификации гидроксила в положении 5 (5-QCA) по указанной выше схеме нумерации атомов углерода шестичленного цикла хинной кислоты. К сожалению, существуют разночтения, связанные с иной нумерацией атомов углерода в хинной кислоте, вследствие чего хлорогеновая кислота обозначается и как 3-кофеилхинная кислота [1, 6]. Это
вносит определенную путаницу, поскольку, например, именно 3-QCA (изохлорогеновая кислота) по данным
работы [8] является важнейшим компонентом плодов черешни. Это разночтение устраняется только в том
случае, если авторы публикации приводят графическую формулу кислоты.
Интерес к хлорогеновой кислоте не случаен. Так, методом радиоактивных индикаторов было показано,
что замещенные коричные кислоты, которые встречаются в растениях преимущественно в виде сложных
эфиров, являются промежуточными веществами синтеза лигнина из аминокислот (фенилаланина и тирозина) [9]. Известны работы, в которых хлорогеновая кислота рассматривается как регулятор ростовых процессов, как защитный фактор по отношению к некоторым микроорганизмам [10]. Ее содержание коррелирует с
антиоксидантной активностью кофе [11], плодов растений [12]. Но, тем не менее, в работе [1] отмечается,
*
Автор, с которым следует вести переписку.
58
В.И. ДЕЙНЕКА, В.А. ХЛЕБНИКОВ, В.Н. СОРОКОПУДОВ, И.П. АНИСИМОВИЧ
что о биохимической роли хлорогеновой кислоты в растениях известно удивительно мало. По этой причине
исследования по накоплению хлорогеновой кислоты являются актуальной задачей.
Настоящая работа – продолжение серии работ по исследованию биологически активных веществ плодов
и других частей растений различных видов барбарисов и магонии падуболистной (семейство Berberidaceae).
О присутствии хлорогеновой кислоты в плодах некоторых видов барбарисов упоминалось в работе [13]. По
данным работы [1] хлорогеновая кислота накапливается в листьях Mahonia repens в количестве от 20 до 70
ммоль/см2 в зависимости от различных факторов.
Экспериментальная часть
Экстракты плодов барбарисов (урожая 2006 г., хранение в морозильной камере) и свежих листьев растений
Ботанического сада БелГУ получали настаиванием растительного материала в элюенте в течение 3–6 ч. Перед
хроматографическим определение экстракты профильтровывали через тефлоновый фильтр МФФКГ-3.
В работе использована хроматографическая система, составленная из насоса Altex 110A, крана дозатора
Rheodyne 7200 c петлей объемом 20 мкл. Хроматографическая колонка: 4×150 мм, Диасфер-110-С18, 5 мкм,
защищенная предколоночным фильтром. Детектирование осуществляли при длине волны 320 нм (детектор
Nicolet LC/9563). Для регистрации и обработки хроматограмм использовали ПП МультиХром 1.5.
В работе использованы фенолокислоты (Lancaster), ацетонитрил (РЕАХИМ), уксусную кислоту х.ч.
(ООО «Реахимкомплект»), Triethylamine, 99% (Lancaster).
Обсуждение результатов
ВЭЖХ является одним из наиболее эффективных методов анализа таких многокомпонентных смесей,
как растительные экстракты. В цитированных выше работах при использовании градиентного элюирования
(обычно в метанол-водных подвижных фазах) проблем в разделении изомеров хлорогеновых кислот не возникало [4, 5]. Однако, как было установлено в настоящей работе, для разделения фенолокислот в ацетонитрил – водных (подкисленных уксусной кислотой) подвижных фазах в условиях изократического элюирования требуется аккуратный подбор состава элюента. Дело в том, что в удобном (по удерживанию компонентов экстрактов) диапазоне концентраций ацетонитрила (10–12 об.%) возможно совпадение времен удерживания изомеров хлорогеновых кислот. Для установления строения хлорогеновых кислот не достаточно простого совпадения времен выхода компонента экстракта и заведомого образца хлорогеновой (5-QCA) кислоты. В настоящей работе, не располагая стандартами изомеров хлорогенных кислот (3-QCA, 4-QCA), мы воспользовались экстрактами плодов черешни и кофе.
При таком подходе было установлено, что добиться желаемого разделения всех изомеров хлорогеновых
кислот можно либо снижением концентрации ацетонитрила, либо за счет введения добавок в подвижную
фазу триэтиламина, причем вторая модификация более эффективна (рис. 1). На рисунке 1 пик 1 был идентифицирован как пик 3-QCA сопоставлением с удерживанием основного компонента экстракта черешни,
[8]. Пик 2 по удерживанию соответствовал стандарту хлорогеновой кислоты (5-QCA). Пику 3 было приписано строение 4-QCA по сопоставлению с литературными данными [5, 14] и с учетом независимости соотношения площадей двух последних пиков от длины волны (280, 300 и 320 нм). Пик 4, скорее всего, в соответствии с литературными данными, принадлежит 3-феррулоилхинной кислоте [5, 14].
На хроматограммах экстрактов плодов некоторых видов барбарисов и магонии падуболистной, записанных в данной работе, обнаруживается в качестве почти единственного компонента хлорогеновая (5-QCA)
кислота (рис. 2). Но в случае некоторых видов барбарисов ей сопутствуют несколько неидентифицированных слабее удерживаемых веществ. Относительная доля этих сопутствующих веществ максимальна в случае барбариса обыкновенного и некоторых форм барбариса Тунберга.
Эти вещества, вероятно, являются также производными кофейной кислоты, поскольку среди продуктов
гидролиза этих экстрактов не было обнаружено в существенных количествах иных кислот, кроме кофейной.
В настоящей работе для количественного определения хлорогеновой (5-QCA) кислоты использовали подвижную фазу состава 8 об.% ацетонитрила, 2 об.% уксусной кислоты и 0,2 об.% триэтиламина в воде, при
скорости подачи 1 мл/мин. Детектирование осуществляли при 325 нм. Диапазон линейности отклика детектора соблюдался по крайней мере в диапазоне 0,025÷0,25 мг/мл хлорогеновой кислоты при вводе пробы
объемом 20 мкл. Полученные результаты представлены в таблице.
ХЛОРОГЕНОВАЯ КИСЛОТА ПЛОДОВ И ЛИСТЬЕВ НЕКОТОРЫХ …
59
Рис. 1. Разделение компонентов экстракта кофе
Колонка: 150×4 мм Диасфер-110-С18NT, 5 мкм. Подвижные фазы: А – 8% CH3CN и 5% CH3COOH; Б – 8%
CH3CN и 2% CH3COOH; В – 8% CH3CN, 2% CH3COOH и 0,2% триэтиламина. Детектирование при 320 нм.
1 – 3-QCA, 2 – 5-QCA, 3 – 4-QCA, 4 – примесь
Рис. 2. Разделение кислот экстрактов плодов растений семейства Berberidaceae
А – барбарис Тунберга, серебрянолистная форма; Б – барбарис обыкновенный; В – барбарис оттавский;
Г – барбарис корейский; Д – магония падуболистная; Е – смесь стандартов.
Кислоты: 1 – 3,4-дигидроксибензойная; 2 – хлорогеновая (5-QCA), 3 – пара-гидроксибензойная;
4 – 3,4-дигидроксикоричная (кофейная); 5 – 4-гидрокси-3-метоксибензойная; 6 – 4-гидрокси-3,5диметоксибензойная
В.И. ДЕЙНЕКА, В.А. ХЛЕБНИКОВ, В.Н. СОРОКОПУДОВ, И.П. АНИСИМОВИЧ
60
Представленные данные количественно согласуются с результатами работы [15], в которой содержание
хлорогеновой кислоты было определено спектрофотометрическим исследованием экстрактов. Однако, как
следует из полученных нами результатов, спектрофотометрический метод применим не для всех исследованных в работе растений. Например, в случае магонии падуболистной только для экстракта листьев на основной
пик 5-QCA приходится порядка 90% суммарной площади сигналов; в случае экстракта плодов вклад поглощения (при 325 нм), не связанного с 5-QCA, превышает 40% (рис. 2). В экстракте плодов барбариса Тунберга серебрянолистной формы на хлорогеновую кислоту приходилось даже менее 45% от суммы площадей пиков,
хотя на хроматограмме листьев аналогичная доля возрастает до 75%. Для барбариса оттавского, напротив, доля поглощения хлорогеновой кислотой в экстракте плодов выше, чем в экстракте листьев (рис. 3).
Массовая доля хлорогеновой (5-кофеоилхинной) кислоты в плодах и листьях некоторых видов барбарисов
и магонии
Культура
Berberis vulgaris L.
B. thunbergii DC.
В. heteropoda Shrenk.
B. × ottawensis Schneid.
B. koreana Palib.
B. cretica L.
В. dielsiana Fedde
Mahonia aquifolia (Pursh) Nutt
M. repens G.Don
Н.о. – не определяли.
Форма:
обыкновенная
серебрянолистная
зеленолистная
серебрянолистная
пурпурнолистная
Содержание 5-QCA, масс. %
в плодах
в листьях
Н,о,
0,9–1,5
1,1–2,7
1,3–4,8
2,1–2,5
1,0–1,1
2,3–2,6
Н.о.
Н.о.
2,5–2,7
2,3–2,7
1,0–6,8
2,7–4,2
1,4–2,1
0,5–0,7
2,0–4,0
1,0–1,4
0,8–1,1
1,5–2,2
0,8–1,6
0,13–0,19
1,1–2,0
Н.о.
1,3–2,5
Рис. 3. Сопоставление хроматограмм экстрактов плодов и листьев:
А – экстракт листьев, А1 – экстракт плодов барбариса оттавского; Б – экстракт листьев, Б1 – экстракт
плодов барбариса Тунберга серебрянолистной формы
ХЛОРОГЕНОВАЯ КИСЛОТА ПЛОДОВ И ЛИСТЬЕВ НЕКОТОРЫХ …
61
Отметим, что расхождение между данными для параллельных образцов исследованных видов растений
оказалось достаточно большим. Это не удивительно, поскольку накопление хлорогеновой кислоты определяется многими факторами, например, степенью освещенности плодов или листьев [1]. Однако в целом исследованные образцы оказались неплохим источником хлорогеновой кислоты, которую можно рассматривать как один из важнейших компонентов, обусловливающих высокую антиоксидантную активность плодов
барбариса или приготовленных из них настоек [15, 16].
Выводы
В работе предложены условия разделения изомерных хлорогеновых кислот методом изократической обращено-фазовой ВЭЖХ. С использованием разработанного метода показано, что основным компонентом группы фенолокислот в экстрактах плодов и листьев некоторых видов барбарисов и магоний является хлорогеновая
(5-кафеоилхинная) кислота. Установлено, что содержание хлорогеновой кислоты в некоторых случаях достигает
4%, что может быть причиной высокой антиоксидантной активности плодов растений и настоек на их основе.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
Grace S.C., Logan B.A. Adams W.W. Seasonal differences in foliar content of chlorogenic acid, a phenylpropanoid antioxidant, in Mahonia repens // Plant Cell Environment. 1998. V. 21. P. 513–521.
Mikulič-Petkovšek M., Usenik V., Štampar F. The role of chlorogenic acid in the resistance of apples to apple scab (Venturia inaequalis (Cooke) G. Wind. Aderh.) // Zb. Bioteh. Fak. Univ. Ljublj. Kmet. 81 - 2, oktober 2003. S. 233–242
Farah A., Dodadgelo C.M. Phenolic compounds in coffee // Braz. J. Plant Physiol. 2006. V. 18(1). P. 23–26.
Cliffford M.N., Knight S., Surucu B., Kuhnert N. Characterization by LC-MSn of Four New Classes of Chlorogenic
Acids in Green Coffee Beans: Dimethoxycinnamoylquinic Acids, Diferuloylquinic Acids, Caffeoyldimethoxycinnamoylquinic Acids, and Feruloyl-dimethoxycinnamoylquinic Acids // J. Agric. Food Chem. 2006. V. 54.
P. 1957–1969
Cliffford M.N., Johnston K.L., Knight S., Kuhnert N. Hierarchical Scheme for LC-MSn Identification of Chlorogenic
Acids M.N. // J. Agric. Food Chem. 2003. V. 51. P. 2900–2911.
Barnes H.M., Feldman J.R., White W.V. Isochlorogenic acid. Isolation from coffee and structure studies // J. Amer.
Chem. Soc. 1950. V. 72. P. 4178–4182.
Hanson K.S. Chlorogenic acid biosynthesis. Relationship between the chemical structure of cinnamoyl and hydroxycinnamoyl conjugates and Rcg values from gradient chromatography // J. Biochem. 165. V. 4(12). P. 2731–2735
Mozetič B., Trebše P., Hribar J. Determination and quantitation of anthocyanins and hydroxycinnamic acids in
different cultivars of sweet cherries (Prunus avium L,) from Nova Gorica region (Slovenia) // Food Technol.
Boitechnol. 2002. V. 40(3). P. 207–212
Блажей А., Шутый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. М., 1977. С. 22.
Рубин Б.А., Арциховская Е.Б. Биохимия и физиология иммунитета растений. М., 1968. 412 с.
Moreira D.P., Monteiro M.C., Ribeiro-Alves M., Donangelo C.M., Trugo L.C. Contribution og chlorogenic acids to the
iron-reducing activity of coffee beverages // J. Agric. Food Chem. 2005. V. 53. P. 1399–1402.
Nakatani N., Kayano S., Kikuzaki H., Sumino K., Katagiri K., Mitani T. Identification, quantitative determination and
antioxidative activities of chlorogenic acid isomers in prune (Prunus domestica L.) // J. Agric. Food Chem. 2000. V.
48. P. 5512–5516.
Вересковский В.В., Шапиро Д.К. Флавоноиды, фенолокислоты и оксикумарины плодов различных видов рода
Berberis // Химия природн. соедин. 1986. №4. С. 512–513.
Bicchi C.P., Binello A.E., Pellegrino G.M., Vanni A.C. Characterization of green and roasted coffee through the
chlorogenic acid fraction by HPLC-UV and principal component analysis // J. Agric. Food Chem. 1995. V. 43.
P. 1549–1555
Исаева Н.В., Самылина И.А. Биологически активные веещства плодов и настойки барбариса // Фармация. 2006.
№1. С. 22–23.
Motaleb G., Hanachi P., Kua S.H., Fauziah O., Asmah R. Evaluation of phenolic content and total antioxidant activity
in Berberis vulgaris fruit extract // J. Biol. Sci. 2005. V. 5(5). P. 648–653
Поступило в редакцию 21 июня 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 63–66.
УДК 630.866.1
ХРОМАТО-МАСС-СПЕКТРОМЕТРИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ЛЕТУЧИХ
КОМПОНЕНТОВ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПОЛЯ БАЛЬЗАМИЧЕСКОГО
©
Е.В. Исаева1*, Г.А. Ложкина1, Т.В. Рязанова1, А.И. Вялков2, Д.В. Домрачев2, А.В.Ткачев2
ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»,
пр. Мира, 82, Красноярск, 660049 (Россия) E-mail: sibstu@sibstu.kts.ru
2
Новосибирский институт органической химии им. Н.Н. Ворожцова СО РАН,
ул. Лаврентьева, 9, Новосибирск (Россия)
1
В работе приведены результаты хромато-масс-спектрометрического исследования состава летучих компонентов,
выделенных из почек, побегов и листьев тополя бальзамического, произрастающего в Красноярском крае.
Введение
В зеленых насаждениях городов и поселков Сибири широко распространен тополь бальзамический, представленный многочисленными клонами неизвестного происхождения, завезенными из европейской части
страны, а также образцами семенного происхождения (местной репродукции), впоследствии размноженными
вегетативно. Он рекомендован ботаническими садами и другими научными учреждениями для широкого распространения в защитном лесоразведении и зеленом строительстве в Красноярском крае и Хакасии.
В ряде работ [1, 2] показано наличие эфирных масел в почках тополей: черного (0,5%), корейского
(2,8%), бальзамического (2%).
Имеющаяся в литературе информация об индивидуальном составе эфирных масел тополя содержат неполные, иногда противоречивые сведения. В качестве основного метода идентификации в известных работах [3–5] использовалась газожидкостная хроматография. Качественная оценка состава эфирных масел данным методом может быть затруднена в связи с наличием стереоизомеров, дающих близкие времена удерживания при хроматографировании. В связи с этим нами была продолжена работа по идентификации летучих
компонентов вегетативной части тополя с привлечением метода хромато-масс-спектрометрии.
Экспериментальная часть
Почки и однолетние побеги тополя бальзамического (Populus balzamifera L.) были отобраны в апреле, а
листья в мае, с деревьев, произрастающих на территории Красноярского края. Из отобранных образцов методом гидродистилляции выделены эфирные масла. Выход летучих компонентов определен волюмометрическим методом по их объему и плотности.
Анализ летучих компонентов осуществляли на хромато-масс-спектрометре HP6890 с MSD 5972 (США)
с капиллярной колонкой НР-5 (кварц, 30 м  0,25 мм, толщина пленки 0,25 мкм); газ-носитель – гелий (постоянный поток 1 мл/мин).
Температура колонки: 50 °С (изотерма 2 мин), 50–200 °С (4 °С/мин), 200–280 °С (20 °С/мин), 280 °С
(изотерма 5 мин). Температура испарителя 280 °С, источника ионов 173 °С, интерфейса между ГХ и МС
детектором 280 °С. Объем пробы 1 мкл раствора с разделением потока 20 к 1. Ионизация: электронный удар
(70 эв). Сбор данных: 1,2 скан/с при массовой области 30–650 а.е.м.
Идентификация компонентов выполнена по масс-спектру и времени удерживания компонента.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
64
Е.В. ИСАЕВА, Г.А. ЛОЖКИНА, Т.В. РЯЗАНОВА, А.И. ВЯЛКОВ И ДР.
Обсуждение результатов
Наличие эфирных масел установлено во всех исследованных нами элементах вегетативной части тополя
бальзамического: почках (8,54% от абсолютно сухого сырья), листьях (0,48%) и однолетних побегах (0,2%).
При хроматографическом анализе эфирные масла разделились на 75 компонентов, 48 из которых идентифицированы. В таблице 1 приведен состав летучих компонентов исследованных образцов вегетативной
части тополя.
Как свидетельствуют результаты исследований, эфирное масло вегетативной части тополя характеризуется высоким содержанием сесквитерпеноидов в отличие от древесной зелени хвойных, где количество этой
группы веществ составляет 5–6% [6]. Исключением является сосна обыкновенная, в которой на долю сесквитерпеноидов приходится от 16 до 30% эфирных масел [7, 8].
Содержание сесквитерпеноидов в эфирном масле исследуемых нами образцов составило: для почек тополя 94%, побегов – 93%, листьев – 68% от суммарного масла. На высокое содержание сесквитерпеноидов
(до 70%) в составе эфирного масла почек указано и в работе [3] при исследовании тополя бальзамического,
произрастающего в Казахстане. Сесквитерпеноиды вегетативной части тополя бальзамического богаты кислородсодержащими соединениями. В почках тополя содержание этих компонентов составляет 52,5%, побегах – 61,7 %, листьях – 57,4% от суммарного масла.
Среди моноциклических сесквитерпеноидов интерес представляют бизаболен и его кислородсодержащие
производные. Бизаболол определен во многих видах пихт и сосны кедровой [9, 10]. Некоторые производные
бизаболола обладают противоопухолевой [11] и ювениальной активностью [12]. По содержанию бизаболола
эфирное масло почек тополя бальзамического, произрастающего в Красноярске, приближается к маслу
сосны Монтана (14,7%) [13]. Эта группа соединений характерна и для эфирных масел тополя бальзамического других регионов. По данным В.В. Полякова [3], в эфирном масле почек тополей, произрастающих в
Казахстане, содержание бизаболена и его производных составляет 6,1%, что в 2,8 раза ниже, чем в почках
тополя, исследованных нами. В составе эфирного масла тополей, произрастающих в Польше, обнаружен
только бизаболен в количестве 0,1% [14].
Среди летучих компонентов почек тополя установлено наличие сесквитерпеновых спиртов, относящихся
к группе эвдесмола. Их количество для различных элементов вегетативной части тополя, произрастающего
в Красноярске, составляет 22,3–35,4%, что в 3–5 раз больше содержания эвдесмола в эфирном масле тополей других регионов, в частности Польши и Казахстана [3, 14].
Кроме бизаболола и эвдесмола основным компонентом эфирных масел почек и побегов тополя является
2-фенилэтил 2-метилбутаноат. Это соединение характерно только для летучих компонентов тополей Красноярского края. Структура основного компонента подтверждена встречным синтезом по схеме
OH
Py
Cl
-Py HCl
+
O
O
O
Сравнение масс-спектров компонента со временем удерживания 25,608 мин и синтетического эфира показало их полную идентичность.
В составе эфирного масла почек и побегов тополя идентифицирован кислородсодержащий монотерпеновый спирт линолоол, обнаруженный в некоторых видах пихты [15]. Также наличие этого компонента (1,6 %)
установлено в эфирном масле почек тополя бальзамического, произрастающего в Казахстане [3].
В составе летучих компонентов вегетативной части тополя обнаружены соединения типа аморфена и
куркумена. Их суммарное содержание в почках составляет 15,2%. Ar-, γ-куркумен обнаружен в составе
эфирного масла почек тополя бальзамического, произрастающего в Польше (2,3%) [14]. Данных о наличии
подобных соединений в тополе бальзамическом других регионов нет.
В работе [3] отмечено высокое содержание цис-нералидола (21,4%) и гермакрена Д (11,4%) в эфирном
масле почек тополя бальзамического Северного Казахстана. Этих соединений в составе летучих компонентов наших образцов не обнаружено, но установлено наличие предшественника нералидола – ациклического
углеводорода фарнезена.
ХРОМАТО-МАСС-СПЕКТРОМЕТРИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ …
65
Таблица 1. Индивидуальный состав эфирного масла различных тканей тополя бальзамического
Содержание, % от цельного масла
почка
побег
лист
Пренилацетат
0,11
<0,1
2,6
Салициловый альдегид
<0,1
2,1
<0,1
Транс-β-оцимен
0,15
0,1
<0,1
Линалоол
1,07
0,4
<0,1
З-метилбутен-3-ил-2-метилбутаноат
0,41
0,3
<0,1
Пренил 2-метилбутаноат
0,82
1,3
<0,1
Пренил 3-метилбутаноат
0,58
0,5
<0,1
Бензилацетат
0,15
–
–
Пренил тиглат
0,21
0,1
<0,1
α-иланген
1,64
0,6
<0,1
Бензил 2-метилбутаноат
0,13
–
–
Эпи-сесквитуйен
0,52
0,3
<0,1
Фенилэтил изобутаноат
0,58
0,7
<0,1
α-цедрен
0,27
0,1
<0,1
Цис-α-бергамотен
0,66
0,3
<0,1
Кариофиллен
1,72
0,2
<0,1
Транс-α-бергамотен
3,02
1,2
0,1
2-фенилэтил н-бутаноат
0,34
–
–
6,9-гвайадиен
0,58
0,2
<0,1
Гумулен
1,88
0,3
<0,1
Е-β-фарнезен
2,05
0,4
<0,1
С15Н24
0,53
0,2
<0,1
γ-муролен
0,29
0,1
<0,1
γ-куркумен + α-аморфен
11,43
1,5
0,7
ар-куркумен
1,65
3,3
0,5
2-фенилэтил 2-метилбутаноат
8,52
14,7
4,1
10,11-эпоксикаламенен
0,54
0,9
<0,1
γ-аморфен
1,50
0,9
<0,1
ММ = 220
0,35
0,4
<0,1
δ-аморфен + β-бизаболен
3,27
0,5
<0,1
β-куркумен
2,13
–
–
Сесквицинеол
1,37
1,0
0,4
Транс-каламенен + β-сесквифелландрен
1,45
0,5
0,2
Зонарен
0,48
–
–
Е-γ-бизаболен
0,27
<0,1
<0,1
ММ = 220
1,83
1,4
0,9
Селина-3, 7(11)-диен + α-калакорен
1,12
0,3
0,2
Окись кариофиллена + 2-фенилэтил тиглат
0,37
1,2
0,9
Гумулен-6, 7-эпоксид
0,43
1,45
1,0
Эремолигенол
2,41
2,2
3,1
γ-эвдесмол
6,64
7,4
6,3
Хинезол
0,86
1,1
1,2
β-эвдесмол
7,81
12,3
14,7
α-эвдесмол
8,24
7,5
14,4
β-бизаболол
1,1
0,4
0,5
α-бизаболол
13,74
10,8
10,6
Изофитол
<0,1
<0,1
0,3
Фитол
0,16
<0,1
6,2
Трикозан
0,46
0,4
1,9
Тетракозан
0,26
<0,1
1,2
Пентакозан
<0,1
<0,1
2,1
Всего идентифицировано
98,27
79,55
74,1
Примечание: знак «–» обозначает отсутствие компонента; запись вида «γ-куркумен + α-аморфен» означает, что пики указанных соединений не разрешаются, и для них дано суммарное содержание компонентов
Название компонента
Время
удерживания
6,894
10,743
10,987
12,771
13,249
14,366
14,546
15,005
17,748
22,018
22,477
22,617
22,741
23,305
23,407
23,531
24,050
24,163
24,276
24,592
24,693
24,998
25,303
25,404
25,495
25,608
25,732
25,867
26,115
26,240
26,364
26,420
26,702
26,770
26,951
27,086
27,267
28,429
29,174
29,761
29,840
30,032
30,359
30,461
30,908
31,307
38,250
40,935
42,763
43,501
44,081
Сравнительное исследование эфирных масел почек тополя бальзамического, произрастающего в Красноярске и в районах, удаленных от него на 200 км к западу (Ачинск), 230 км к востоку (Канск), 300 км к северу (Ле-
Е.В. ИСАЕВА, Г.А. ЛОЖКИНА, Т.В. РЯЗАНОВА, А.И. ВЯЛКОВ И ДР.
66
сосибирск) и 320 км к югу (Абакан) показало, что хотя сравниваемые районы и различаются по природноклиматическим условиям, эфирные масла имеют сходный групповой и индивидуальный состав.
Заключение
Таким образом, использование метода хромато-масс-спектрометрии позволило установить отличительные
особенности индивидуального состава эфирных масел тополя бальзамического, произрастающего в Красноярском крае, от тополей других регионов. Благодаря высокому содержанию летучих компонентов почки тополя
могут служить сырьем для получения эфирных масел, состоящих в основном из сесквитерпенов.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
Растительные ресурсы СССР. Л., 1986. 336 с.
Поляков В.В., Адекенов С.М. Биологически активные соединения растений Populus L. и препараты на их основе. Алматы, 1999. 160 с.
Поляков В.В Масло тополя бальзамического (Populus balzamifera) и производные мирицетина, обладающие
биологической активностью: автореф. дис. …д-ра хим. наук. Караганда, 1999. 55 с.
Подольская Т.М. Летучие компоненты вегетативной части Populus balsomifera: автореф. дис. … канд. техн.
наук. Красноярск, 2000. 23 с.
Подольская Т.М., Исаева Е.В. Исследование эфирных масел Populus balsamifera // Известия высших учебных заведений. Лесной журнал. 1997. №4. С. 58–62.
Степень Р.А., Репях С.М., Шелепков В.В. Основные направления рационального использования древесных отходов // Вестник СибГТУ. 2001. №2. С. 86–93.
Репях С.М., Рубчевская Л.П. Химия и технология переработки древесной зелени. Красноярск, 1994. 320 с.
Пентегова В.А. и др. Терпеноиды хвойных растений. Новосибирск, 1987. 97 с.
Титова В.Ф. и др. Моно- и сесквитерпеноиды живиц Abies sachalinensis, A.Mayriana, A.Gracilis // Химия природных соединений. 1980. №2. С. 195–199.
Хан В.А. и др. α-Бизаболол в хвойных семействах Pinaceae // Химия природных соединений. 1985. №4. С. 575–576.
Itokawa H. Studies on the antitumor bisabolane sesquiterpenoids isolated from Curcuma xantorhiza //
Chem.Pharm.Bull. 1985. V. 33. №8. P. 3488–3492.
Кример М.З., Шампурин А.А. Химия ювенильного гормона и его аналогов. Кишинев, 1972. 112 с.
Ekundayo O. Analysis of Table Moutain Pine (Pinus Pungens Lamb) needle oil by chromatography/mass-spectrometry
// Chromatogr. Science. 1980. №8. P. 368–369.
Isidorov V.A., Vinogorova V.T. GC-MS analyses of compounds extracted from buds of Populus balsamifera and
Populus nigra // Z.Naturforsch. 2003. C. 355–360.
Koedam A. Composition of the volatile leaf oil from Greek fir (Abies cephalonica) // Phitoterapia. 1981. V. 52. №1.
P. 25–30.
Поступило в редакцию 9 ноября 2007 г.
После переработки 21 января 2008 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 67–72.
УДК 630.866.1:633.878.32
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКТОВ И ЭФИРНЫХ МАСЕЛ
ПОЧЕК ТОПОЛЯ БАЛЬЗАМИЧЕСКОГО КРАСНОЯРСКОГО КРАЯ
©
Е.В. Исаева*, Г.А. Ложкина, Ю.А. Литовка, Т.В. Рязанова
Сибирский государственный технологический университет, пр. Мира, 82,
Красноярск, 660049 (Россия) E-mail: sibstu@sibstu.kts.ru
В работе представлены результаты исследования антифунгальной, антибактериальной и иммуномоделирующей активности эфирного масла и спиртового экстракта из почек тополя бальзамического Красноярского края.
Введение
Согласно исследованиям ряда ученых [1–3], эфирные масла и спиртовые экстракты почек тополя обладают выраженными антимикробными свойствами, превосходящими по таковым экстракт прополиса, а в
ряде случаев и эвкалиптовое масло. По рецептам народной медицины они давно используются для лечения
бронхитов, туберкулеза, ревматизма, в качестве ранозаживляющего и противовоспалительного средства.
В последнее время рядом авторов проводятся исследования по влиянию веществ растительного происхождения на ростовые характеристики мицелиальных и дрожжевых грибов [4–6]. Большинство исследований имеет фармакологическую направленность, тогда как возможно использование эфирных масел и растительных экстрактов при хранении зерновых, овощных и плодовых культур для их защиты от многочисленных возбудителей болезней, в том числе грибов рода Fusarium [7].
Антисептические свойства экстрактов почек тополя связывают с наличием в их составе фенолкарбоновых кислот и флавоноидов [8]. Поскольку летучие компоненты и флавоноиды почек тополя бальзамического Красноярского края имеют отличительные особенности компонентного состава от тополей других регионов, нами была исследована биологическая активность эфирного масла и спиртового экстракта, полученных из них.
Экспериментальная часть
Объектами исследования служили спиртовый экстракт и эфирное масло почек тополя бальзамического,
произрастающего в Красноярске. Для выделения эфирного масла использовали метод гидродистилляции.
Этанольный экстракт из почек тополя был получен в оптимальных условиях [9].
Для установления антифунгальной активности были использованы штаммы микроскопических грибов
Т11 Fusarium sporotrichiodes Sherb. и Т13 Fusarium moniliforme Sheldon, которые характеризуются высокой
степенью токсичности в отношении семян, проростков и сеянцев Larix sibirica L., Picea obovata L. и Pinus
sylvestris L. Штаммы проявляют среднюю чувствительность к метаболитам ряда антагонистически активных
штаммов грибов рода Trichoderma, а также химическим фунгицидам ТМТД, фундазол и виал-ТТ [10].
Для изучения влияния спиртового экстракта и эфирного масла из почек тополя бальзамического на ростовые характеристики грибов рода Fusarium изучаемые штаммы выращивали на сусловом агаре при 28 °С в течение 7 суток для получения инокулюма. Затем пробойным сверлом диаметром 8 мм из краевой зоны колонии
гриба вырезали агаровые блоки и помещали их в центр чашек Петри [11], куда предварительно была внесена
сусловая среда, содержащая спиртовой экстракт либо эфирное масло из расчета 1000 мкг/мл и 5000 мкг/мл
*
Автор, с которым следует вести переписку.
68
Е.В. ИСАЕВА, Г.А. ЛОЖКИНА, Ю.А. ЛИТОВКА, Т.В. РЯЗАНОВА
соответственно. Концентрации исследуемых веществ готовили путем их асептического внесения в колбы Эрленмейера, содержащие стерильную и охлажденную до 40 °С питательную среду. В качестве контроля использовали сусловый агар, инокулированный изучаемыми штаммами. Чашки Петри герметично закрывали при
помощи клейкой ленты для избегания потерь летучих соединений. Посевы инкубировали при 28 °С в течение
10 суток, измеряя диаметр колонии, скорость роста и микроморфологические особенности. Процентное ингибирование роста грибов (антифунгальную активность) вычисляли по сравнению с контролем [7].
Для определения антибактериальной активности сусловую среду, содержащую спиртовой экстракт либо
эфирное масло из расчета 500 мкг/мл и 800 мкг/мл соответственно, засевали бактериями Staphylococcus
aureus, Staphylococcus haemoliticus, Staphylococcus caseoliticus, Staphylococcus aldiconicus (штаммы бактерий
предоставлены НИИ проблем Севера СО РАН). В качестве контроля использовали сусловый агар, инокулированный изучаемыми штаммами. Чашки Петри с посевами бактерий помещали в термостат при температуре 28 °C на 7 суток.
Исследование иммуномодулирующей активности эфирного масла почек тополя проводили на полиморфноядерных нейтрофилах крови здорового человека с использованием 36-канального хемилюминесцентного анализатора «CL3604» (Россия). Оценку спонтанной и индуцированной хемилюминесценции проводили в течение 90 мин на хемолюминометре, определяя следующие параметры: время выхода на максимум, максимальное значение хемилюминесцентной кривой, площадь кривой. Регистрацию результатов и
управление хемилюминесцентным анализатором осуществляли через микроЭВМ IBM/АТ. Для исследования в состав стандартных хемилюминесцентных проб вводили 20 мкл спиртового экстракта эфирного масла
почек тополя с концентрацией 0,03 г/л.
Обсуждение результатов
В таблице 1 представлен состав компонентов, извлекаемых этиловым спиртом из почек тополя бальзамического.
На долю веществ, обеспечивающих антимикробные свойства экстракта, таких как терпеноиды, флавоноиды и гидроксикоричные кислоты, приходится 24% экстрактивных веществ.
В составе флавоноидов почек тополя бальзамического, произрастающего в Красноряком крае, по сравнению с бальзамическими тополями других регионов содержится больше тектохризина, пиноцембрина и халконов и значительно меньше пиностробина. Основными компонентами являются 2´,6´-дигидрокси-4´метоксихалкон, 3,4-дигидро-2´,6´-дигидрокси-4´-метоксихалкон, пинобаксин и пиноцембрин.
Эфирное масло почек тополя бальзамического Красноярского края характеризуется более высоким содержанием сесквитерпеноидов (94% от эфирного масла). Доля кислородсодержащих компонентов эфирного масла составляет 57%, из которых более 72% приходится на сесквитерпеновые спирты. В составе эфирных масел
почек тополя количественно преобладают такие компоненты, как бизаболол, эвдесмол, куркумен и аморфен.
Известно, что некоторые производные бизаболола обладают противоопухолевой активностью [12]. В эфирном
масле тополей других регионов содержание этих веществ в несколько раз ниже. Высокое содержание сесквитерпеноидов, вероятно, будет обусловливать антимикробные свойства эфирного масла почек тополя.
Установление антифунгальной активности. Грибы рода Fusarium широко распространены в природе
и представляют собой обширную, биологически неоднородную группу, в состав которой входят облигатные
сапротрофы, факультативные паразиты и факультативные сапротрофы. Их действие на растения определяется совокупностью вирулентных свойств, которые варьируют у различных видов и популяций внутри вида
под влиянием растения-хозяина и экологических условий региона [13, 14].
Таблица 1. Состав спиртового экстракта почек тополя бальзамического
Наименование компонента
Экстрактивные вещества, в том числе:
углеводороды
нейтральные липиды
гликолипиды
фосфолипиды
флавоноиды (в пересчете на дигидрокверцетин)
воскообразные вещества
хлорофилл, мг%
каротиноиды, мг%
Содержание, % от экстракта
7,8
52,4
18,4
1,2
16,2
4,0
40,6
2,6
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКТОВ …
69
Грибы рода Fusarium продуцируют около 150 токсических соединений, представляющих опасность для
человека, животных и растений. Фитотоксины, подавляя жизнедеятельность растительных клеток в малых
концентрациях, являются детерминантами многих заболеваний растений, в частности фузариозов, и способствуют утомлению почвы вследствие накопления высокотоксичных видов [13–15].
Проведенные исследования показали, что штаммы Т11 и Т13 практически не различаются между собой
по скорости роста, как в контрольном, так и опытных вариантах (рис. 1).
При внесении веществ растительного происхождения из почек тополя бальзамического выявлено достоверное снижение скорости роста штаммов по сравнению с контролем. Так, при использовании эфирного
масла скорость роста штаммов Т11 и Т13 уменьшилась в среднем в 2,4 и 2,2 раза, при внесении спиртового
экстракта – в 6,9 и 6,1 раза соответственно.
На рисунке 2 представлена динамика прироста диаметра колоний штаммов Т11 и Т13 в течение восьми
суток культивирования. Отмечена общая тенденция замедления роста на 6–7-е сутки культивирования. В
контрольном варианте задержка роста мицелия лимитируется размерами чашки Петри и питательным субстратом, в опытных вариантах, вероятно, внесенными соединениями, обладающими антифунгальной активностью. Минимальный прирост диаметра колоний обоих штаммов происходит при внесении в питательную
среду веществ спиртового экстракта.
Штаммы микромицетов обладают различной чувствительностью к изучаемым соединениям. Так, спиртовой
экстракт из почек тополя бальзамического в большей степени, а эфирное масло в меньшей обладают выраженной
антифунгальной активностью: в отношении штамма Т11 Fusarium sporotrichioides 77,4 и 48,9%, в отношении
штамма Т13 Fusarium moniliforme 76,7 и 48,3 % соответственно. В ходе проведенных исследований фунгицидной
активности выявлено не было, что свидетельствует о необходимости увеличения концентрации исследуемых
соединений с целью эффективного ограничения роста фитопатогенных грибов рода Fusarium.
Скорость роста, мм*сут
-1
6
4,99
5
4,82
4
3
2,16
2,11
2
0,72
1
0,79
0
контроль
эфирное масло
Т11 Fusarium sporotrichioides
Т13 Fusarium moniliforme
120
120,0
T 11
100
Диаметр колонии, мм
Диаметр колонии, мм
Рис. 1. Влияние веществ
растительного происхождения на
скорость роста микроскопических
грибов рода Fusarium
спиртовой экстракт
80
60
40
20
T13
100,0
80,0
60,0
40,0
20,0
0,0
0
0
2
3
4
5
6
7
8
0
2
3
4
5
6
эфирное масло
спиртовой экстракт
8
сутки
сутки
контроль
7
контроль
эфирное масло
спиртовой экстракт
Рис. 2. Динамика прироста колоний грибов рода Fusarium под влиянием веществ растительного
происхождения
Е.В. ИСАЕВА, Г.А. ЛОЖКИНА, Ю.А. ЛИТОВКА, Т.В. РЯЗАНОВА
70
Внесение в питательную среду изучаемых соединений оказало влияние на морфологические особенности
штаммов микроскопических грибов: отмечено изменение текстуры колоний (рис. 3), особенно при внесении
спиртового экстракта, уменьшение плотности и высоты мицелия, отсутствие характерной пигментации мицелия и питательной среды.
Микроскопическое исследование штаммов из контрольных и опытных вариантов позволило выявить
резкое уменьшение конидиегенеза обоих штаммов при использовании спиртового экстракта (рис. 4).
Таким образом, эфирное масло и спиртовой экстракт, полученные из почек тополя бальзамического,
проявляют антифунгальную активность в отношении фитопатогенных штаммов грибов рода Fusarium, что
проявляется в снижении скорости роста и изменении морфологических особенностей мицелия, а также
уменьшении показателей конидиегенеза. Изученные соединения растительного происхождения могут оказаться перспективными антимикотиками при правильном подборе концентрации действующего вещества и
чувствительной мишени.
Установление антибактериальной активности. Исследование противомикробного действия эфирного масла и спиртового экстракта из почек тополя проводили на бактериях Staphylococcus aureus,
Staphylococcus haemoliticus, Staphylococcus caseoliticus, Staphylococcus aldiconicus, обладающих резистентностью ко всем антибиотикам пенициллинового ряда.
Установлено бактерицидное действие спиртового экстракта в отношении Staphylococcus aureus,
Staphylococcus haemoliticus, Staphylococcus caseoliticus, бактериостатическое – в отношении Staphylococcus
aldiconicus. Эфирное масло обладает бактериостатическим действием по отношению ко всем исследованным штаммам Staphylococcus, что согласуются с данными других авторов [16].
Установление иммуномодулирующей активности. Предварительные исследования иммуномодулирующей активности эфирного масла почек тополя, проведенные на полиморфноядерных нейтрофилах крови
здорового человека, дали обнадеживающие результаты.
Данные спонтанной хемилюминесценции приведены на рисунке 5.
контроль
спиртовой экстракт
эфирное масло
Рис. 3. Морфология колоний штамма Т11 Fusarium sporotrichioides на пятые сутки культивирования
контроль
спиртовой экстракт
эфирное масло
Рис. 4. Морфология конидий штамма Т 11 Fusarium sporotrichioides на третьи сутки культивирования.
Увеличение 1000
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКТОВ …
71
Рис. 5. Спонтанная хемилюминесценция полиморфноядерных нейтрофилов крови здорового человека:
1 – контрольная проба; 2 – проба с добавлением эфирного масла почек тополя, 3 –проба с добавлением
этанола
Как свидетельствуют результаты, эфирное масло почек тополя бальзамического проявляет небольшую
иммуностимулирующую активность, так как по сравнению с контрольной пробой и пробой этанола (концентрация спирта идентична концентрации этанола в растворе эфирного масла почек тополя) имеет большую площадь пика хемилюминесценции (в 1,11 и 1,07 раза соответственно).
Выводы
Таким образом, установлено, что эфирное масло и спиртовой экстракт, полученные из почек тополя
бальзамического, произрастающего в Красноярске, проявляют антифунгальную активность в отношении
фитопатогенных штаммов грибов рода Fusarium, бактериостатическое и бактерицидное действие по отношению к бактериям рода Staphylococcus и может быть перспективно как для получения лекарственных препаратов, так и препаратов для защиты растений.
Список литературы
Браславский В.Б., Куркин В.А., Жданов И.П. Антимикробная активность экстрактов и эфирных масел почек
некоторых видов Popuius L // Растительные ресурсы. 1991. Т. 27. Вып. 2. C. 77–81.
2. Куркин В.А., Браславский В.Б., Жданов И.П. Перспективы создания лекарственных препаратов на основе почек тополя // Реализация научных достижений в практической фармации. Харьков, 1991. C. 190.
3. Поляков В.В., Адекенов С.М. Биологически активные соединения растений Populus L. и препараты на их основе. Алматы, 1999. 160 с.
4. Бадалян С.М., Топчян А.В. Исследование природных противогрибковых средств растительного присхождения
// Успехи медицинской микологии. М., 2003. С. 88–90.
5. Ермакова Т.С., Титов Л.П. Антимикотическое действие эфирных масел на дрожжеподобные и плесневые грибы // Успехи медицинской микологии. М., 2003. С. 95–96.
6. Молочко В.А., Горбунов В.А. Поиск противогрибковых средств среди препаратов растительного происхождения // Успехи медицинской микологии. М., 2003. С. 102–103.
7. Пячюлите Д.Ю., Мотеюнайте О. Исследование фунгицидного действия эфирных масел // Успехи медицинской
микологии. М., 2003. С. 106–109.
8. Scaysbrook T., Greenway W., Whatley F.R Relation of antimicrobial compounds present in poplar bud exudates to disease resistance by poplars // Z. Naturforsch. 1992. V. 47. P. 197–200.
9. Ложкина Г.А., Исаева Е.В., Рязанова Т.В. Влияние различных факторов на процесс экстракции почек тополя
бальзамического // Химия растительного сырья. 2007. №2. С. 51–54.
10. Громовых Т.И., Литовка Ю.А., Андреева О.Н. Биологический контроль болезней сеянцев хвойных в лесных
питомниках Средней Сибири. Красноярск, 2005. 264 с.
11. Егоров Н.С. Основы учения об антибиотиках. М., 1994. 512 c.
1.
72
Е.В. ИСАЕВА, Г.А. ЛОЖКИНА, Ю.А. ЛИТОВКА, Т.В. РЯЗАНОВА
12. Itokawa H. Studies on the antitumor bisabolane sesquiterpenoids isolated from Curcuma xantorhiza //
Chem.Pharm.Bull.1985. V. 33. №8. P. 3488–3492.
13. Билай В.И. Фузарии. Киев, 1977. 442 с.
14. Nelson P. E., Toussoun T.A, Marasas W.F.O. Fusarium species: An illustrated manual for identification. Pennsylvania
State University Press, 1983. 193 p.
15. Монастырский О.А. Токсины фитопатогенных грибов // Защита и карантин растений. 1996. №3. С. 12–14.
16. Поляков В.В., Бекенова Г.Е., Баев А.В. Бактерицидное действие масла почек тополя бальзамического // Поиск.
Алматы. 1996. №3. С. 63–65.
Поступило в редакцию 9 ноября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 73–76.
УДК 547.913(571.54)
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА ТИМЬЯНА БАЙКАЛЬСКОГО
THYMUS BAIKALENSIS SERG., ПРОИЗРАСТАЮЩЕГО В ЗАБАЙКАЛЬЕ
©
С.В. Жигжитжапова1*, А.Н. Рабжаева2, И.В. Звонцов1, Л.Д. Раднаева1,2
Бурятский государственный университет, ул. Смолина, 24а, Улан-Уде,
670000 (Россия) E-mail: Zhig2@yandex.ru
2
Байкальский институт природопользования СО РАН, ул. Сахьяновой, 6,
Улан-Уде, 670047 (Россия) E-mail: lrad@mail.ru
1
Впервые приводятся данные по химическому составу эфирного масла Thymus baikalensis Serg., произрастающего в
Бурятии. Эфирное масло получено из высушенного сырья, собранного в фазе цветения. По данным хромато-массспектрометрии основными компонентами эфирного масла являются карвакрол (11,0–28,3%), п-цимол (18,5–27,8%),
γ-терпинен (9,3–14,3%), борнеол (12,4–13,3%).
Введение
Род тимьян (Thymus L.) – один из крупных родов семейства Lamiaceae Lindl, насчитывает свыше 40 видов [1]. Род Thymus L. характеризуется большим разнообразием трудно дифференцируемых форм. Вследствие этого сборщиками лекарственных растений они не различаются и практически используются наравне
с типичной формой тимьяна ползучего Thymus serpyllum L.s.l. [2].
Род тимьян популярен в традиционной медицине многих стран и народов как ценное лекарственное сырье [3, 4]. Трава тимьяна употребляется как болеутоляющее при ишиасах, радикулитах и невритах в виде
ароматных ванн, компрессов. Настои рекомендуется принимать как отхаркивающее, болеутоляющее, противомикробное и успокаивающее средство при острых и хронических бронхитах, бронхопневмониях и других
бронхолегочных заболеваниях. Терапевтическая активность препаратов тимьяна связана с присутствием в
них различных классов биологически активных веществ – дубильных веществ, флавоноидов, эфирного масла, терпеновых соединений [5]. Тритерпеновые соединения показали противоатеросклеротическое и антигормональное действия. Тимол и карвакрол, основные компоненты эфирного масла тимьяна, обладают антисептическими и фунгицидными свойствами [6].
Анализ литературных данных показывает, что количественный состав основных компонентов эфирного
масла представителей рода Thymus L. более изменчив, чем их соотношение. Для эфирных масел тимьянов,
произрастающих в северных широтах, характерно более высокое содержание карвакрола (21–37%), чем тимола (10–17%), при наличии 15–17% п-цимола, 16–18% γ-терпинена и 6–12% кариофиллена. Известен также
линалоольный хемотип масла тимьяна, где содержится около 33% линалоола и его ацетата. А в масле индийского происхождения было найдено 65% тимола, 5% карвакрола, 9% п-цимола и около 4% γ-терпинена
[7]. Thymus serpyllum L.s.l. (тимьяна ползучего), произрастающий на Алтае, представлен двумя хемотипами
эфирного масла: в первом доминирующим компонентом является неролидол на фоне очень малых количеств тимола и карвакрола, во втором главными высококипящими компонентами являются тимол и карвакрол при одновременно низком содержании неролидола [2].
*
Автор, с которым следует вести переписку.
74
С.В. ЖИГЖИТЖАПОВА, А.Н. РАБЖАЕВА, И.В. ЗВОНЦОВ, Л.Д. РАДНАЕВА
Во флоре Бурятии насчитывается 10 видов растений рода Thymus L. [8]. Несмотря на перспективность
растений рода Thymus L. для практического использования в медицине тимьяны Бурятии в химическом
плане не исследованы.
В настоящей работе приводятся данные по качественному и количественному составу эфирного масла
надземной части распространенного в Бурятии вида – тимьяна байкальского. Thymus baikalensis Serg. – многолетний невысокий полукустарник со стелющимися ветвями, мелкими листьями и розовато-лиловыми
цветками, собранными на верхушках в головчатые соцветия. В Бурятии растет по каменистым склонам, на
скалах, на степных лугах, по окромкам сухих сосновых боров, на открытых песчаных местах по всей степной и лесостепной части [5].
Материалы и методы
Сбор материала проводили в местах естественного произрастания в Бичурском и Иволгинском районах Бурятии. Образцы для исследований были собраны во второй-третьей декадах июля 2006 г. в фазе полного цветения. В двух популяциях закладывали по 15 учетных площадок размером 1 м2 [9], с которых производили
сбор надземной части тимьяна байкальского (общая масса воздушно-сухого сырья 300–400 г). Эфирное масло
получали методом гидродистилляции из воздушно-сухого сырья (выход масла – в пределах 0,5–1,0%, nd20
1.4848-1.4858, dD20 0.915–0.920). Навеску воздушно-сухого сырья массой 50,0 г загружали в колбу емкостью 2
л, заливали водой (1 л) и доводили до кипения. Длительность одной отгонки составляла 3 ч. Количество эфирного масла определяли волюметрически. Подготовка сырья (высушивание до воздушно-сухого состояния),
отбор проб и получение эфирного масла производили с использованием общепринятых приемов [10]. Эфирное
масло исследовали методом хромато-масс-спектрометрии на газовом хроматографе Agilent Packard HP 6890 N
с квадрупольным масс-спектрометром (HP MSD 5973) в качестве детектора. Использовалась 30-метровая
кварцевая колонка НР-5 MSD с внутренним диаметром 0,25 мм. Процентный состав эфирного масла вычисляли по площадям газо-хроматографических пиков без использования корректирующих коэффициентов. Качественный анализ основан на сравнении времен удерживания, полных масс-спектров, библиотеки хроматомасс-спектрометрических данных летучих веществ растительного происхождения [11].
Результаты и обсуждение
Эфирное масло Thymus baikalensis Serg., выделенное из растений, произрастающих в Бурятии, представляет
легкоподвижную жидкость желтого цвета с приятным специфическим запахом. В эфирном масле идентифицировано 33 компонента. Результаты анализа приведены в таблице. Основная часть исследованного нами
эфирного масла тимьяна байкальского представлена терпеноидами (90,2–93,5%). Исследованные нами образцы эфирного масла отличает высокое содержание карвакрола (11,0–28,3%), п-цимола (18,5–27,8%), γтерпинена (9,3–14,3%), борнеола (12,4–13,3%). Сравнение полученных данных с опубликованными ранее данными о составе эфирного масла тимьянов показывает, что для эфирного масла данного вида, произрастающего
на территории Монголии, характерно большое содержание тимола, п-цимола при присутствии карвакрола в
небольших количествах [12]. В то же время по составу основных компонентов эфирного масла Thymus
baikalensis Serg. близок к Thymus serpyllum L.s.l., произрастающим на Алтае (образцы «Кырлык», «Юстик»,
«Мендур»), характеризующихся высоким содержанием карвакрола, п-цимола, γ-терпинена, борнеола [2].
Таким образом, эфирное масло тимьяна байкальского Thymus baikalensis Serg., произрастающего в Бурятии, можно отнести к хемотипу карвакрола. Различия в количественном и качественном составе эфирного
масла, вероятно, связаны с влиянием на его состав различных факторов – смены онтогенетических стадий,
погодных и эдафических, а также географических условий.
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА …
75
Состав эфирного масла тимьяна байкальского Thymus baikalensis Serg., произрастающего в Бурятии, по
данным хромато-масс-спектромерии в сравнении с опубликованными ранее данными
Содержание компонентов в % от суммы цельного эфирного масла*
Литературные данные
Названия компонентов
Собственные данные
Ю.А.Банаева, 1999 [2]
С. Шатар,
1998 [12]
Бичура
Иволга
Кырлык
Юстик
Мендур
α-пинен
1,5
1,4
1,6
0,8
1,7
+
камфен
2,0
2,1
2,0
1,0
2,0
+
сабинен
0,3
0,3
0,5
0,1
0,3
+
β-пинен
0,3
0,4
0,9
0,5
0,9
1-октен-3-ол
0,3
0,5
–
0,1
0,1
β-мирцен
1,6
1,4
3,0
0,6
1,5
+
α-терпинен
1,2
2,2
0,9
0,8
2,4
п-цимол
18,5
27,8
25,2
7,9
14,5
24,2
лимонен
0,8
1,0
0,8
0,3
0,8
+
1,8-цинеол
2,0
6,0
5,0
7,5
5,6
γ-терпинен
9,3
14,3
8,9
8,2
17,2
16,2
транс-сабинен гидрат
2,1
1,3
терпинолен
0,2
0,5
–
0,1
0,2
линалоол
0,1
0,2
4,7
3,3
0,9
2,0
н-нонаналь
–
–
С10Н16
0,1
0,2
камфора
0,4
0,8
1,9
3,6
1,4
1,5
транс-вербенол
–
–
борнеол
12,4
13,3
2,9
7,5
3,1
терпинеол-4
2,0
4,0
1,3
3,5
1,3
+
п-цимен-8-ол
0,1
0,2
α-терпинеол
10,2
7,1
0,9
1,9
0,7
транс- β-оцимен
–
–
борнилацетат
0,4
0,5
0,6
0,5
0,2
тимол
3,0
1,1
8,8
6,8
2,0
19,1
карвакрол
28,3
11,0
7,8
27,6
29,6
+
тимолацетат
1,2
0,3
β-бурбонен
–
–
0,3
0,2
–
кариофиллен
0,6
1,1
3,1
1,3
1,6
гермакрен D
0,2
0,2
0,4
1,5
0,7
γ-кадинен
–
–
0,1
0,1
α-бисаболен
0,5
0,6
2,3
0,6
0,9
окись кариофиллена
0,2
0,1
2,1
0,9
0,9
Примечания: * – компоненты приведены в порядке увеличения времени удерживания; знак «–» означает, что содержание соответствующего компонента не превышает 0,1%.
Список литературы
Растительные ресурсы СССР. Цветковые растения, состав, использование. Семейства Hippuridaceae –
Labiliaceae. CПб., 1991. С. 100–109.
2. Банаева Ю.А., Покровский Л.М., Ткачев А.В. Исследование химического состава эфирного масла представителей рода Thymus L., произрастающих на Алтае // Химия растительного сырья. 1999. №3. С. 41–48.
3. Хайдав Ц., Алтанчимэг Б., Варламова Т.С. Лекарственные растения в монгольской медицине. Улаан-Баатар,
1985. С. 200–203.
4. Ламжав Ц., Дэмбрэл Ц., Балжиниям Б. Монгол орны хорт ургамлууд. Улаан-Баатар, 1965.
5. Атлас ареалов и ресурсов лекарственных растений СССР. М., 1983. С. 312.
6. Василенко Ю.К., Оганесян Э.Т., Лисевицкая Л.И. Получение и изучение физиологической активности тритерпенового вещества, выделенного из отходов производства экстракта чабреца // Химико-фармацевтический
журнал. 1978.№9.С. 61.
7. Войткевич С.А. Эфирные масла для парфюмерии и ароматерапии. М., 1999. С. 242.
8. Род Thymus L.-Тимьян // Определитель растений Бурятии – Улан-Удэ, 2001.С. 483–485.
9. Энциклопедический словарь лекарственных растений и продуктов животного происхождения / под ред.
Г.П. Яковлева и К.Ф. Блиновой. СПб., 1999. 407 с.
10. Государственная Фармакопея СССР. Вып. 2. Общие методы анализа. Лекарственное растительное сырье МЗ
СССР. 11-е изд. М., 1990. 400 с.
1.
76
С.В. ЖИГЖИТЖАПОВА, А.Н. РАБЖАЕВА, И.В. ЗВОНЦОВ, Л.Д. РАДНАЕВА
11. Ткачев А.В. Библиотека хромато-масс-спектрометрических данных летучих веществ растительного происхождения. Новосибирск, 2006.
12. Shatar S. Chemical investigation of essential oil from Mongolian flora. Ulaan-baatar, 1998. 166 p.
Поступило в редакцию 1 июня 2007 г.
После переработки 1 ноября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 77–80.
УДК 615.32:547.9+543.544
ФЛАВОНОИДЫ И ТЕРПЕНОИДЫ ЦВЕТКОВ ЛАВАНДЫ КОЛОСОВОЙ
©
Мохаммед Ламрини1, В.А. Куркин1*, П.Г. Мизина1, М.В. Беляева2, Ю.И. Арутюнов2, Л.А. Онучак2
Самарский государственный медицинский университет Росздрава,
ул. Чапаевская, 89, Самара, 443099 (Россия) E-mail: vakur@samaramail.ru
2
Самарский государственный университет, Самара (Россия)
E-mail: onuchak@ssu.samara.ru
1
С целью внедрения в медицинскую практику нового вида лекарственного растительного сырья – цветков лаванды
колосовой (Lavandula spica L.) изучен компонентный состав эфирного масла и флавоноидов сырья данного растения.
Методом газовой хроматографии изучен компонентный состав эфирного масла цветков лаванды колосовой. В
эфирном масле цветков лаванды колосовой, собранных в Марокко, идентифицированы 58 веществ, среди которых к
доминирующим компонентам относятся 12 терпеноидных соединений, а именно: гексил-изобутират + камфора (9,17%),
линалоол (8,63%), линалиацетат (7,35%), лавандулол + борнеол (6,90%), геранилацетат (6,51%), 1,8-цинеол + лимонен
(6,11%), α-копаен (6,06%), α-терпинеол (5,98%), лавандулилацетат (5,49%). В образце эфирного масла лаванды российского производства обнаружены и идентифицированы 76 веществ, причем среди них доминируют 2 терпеноида – линалоол (32,51%) и линалилацетат (28,06%). Из сырья данного растения впервые выделены также флавоноиды, идентифицированные как 7-0-ß-D-глюкопиранозид 5,7,41-тригидрооксифлавона (космосиин) и 7-0-ß-D-глюкопиранозид
5,7,31,41-тетрагидрооксифлавона (цинарозид).
Введение
Цветки лаванды колосовой (Lavandula spica L., сем. Яснотковые – Lamiaceae) обладают широким спектром биологической активности (антисептическое, желчегонное, седативное, мочегонное действие), однако
это ценное растение не нашло пока широкого применения в медицинской практике Российской Федерации. В
настоящее время в РФ производят лишь бактерицидные препараты «Ливиан» и лавандовый спирт на основе
эфирного масла, получаемого из свежих цветков лаванды, тогда за рубежом это растение широко применяется в виде седативных препаратов («Нервофлукс» и др.) [1–6]. Внедрению в медицинскую практику воздушно-сухого сырья и препаратов на его основе препятствует недостаточная степень изученности химического состав и фармакологических свойств различных субстанций из цветков данного растения.
Для создания препаратов на основе цветков лаванды имеются объективные предпосылки в плане сырьевой базы, так как данное средиземноморское растение широко культивируется во многих странах мира, в том
числе в Российской Федерации, в республиках бывшего СССР и Марокко. В литературе основное внимание
исследователей было сосредоточено на изучении эфирного масла, получаемого из свежесобранного сырья,
поскольку оно используется в качестве лекарственной субстанции [2, 3, 6].
Целью настоящей работы является изучение химического состава цветков лаванды колосовой и обоснование стандартизации по двум группам действующих веществ – эфирному маслу и флавоноидам.
Экспериментальная часть
В качестве объекта исследования использовали цветки лаванды колосовой, собранные в Марокко в долине Атласских гор (2006 г.) и высушенные на открытом воздухе в тени.
Эфирное масло, полученное из цветков лаванды колосовой, собранных в Марокко, исследовали в сравнении с российским промышленным образцом эфирного масла (фирма «Floria Pharma»).
*
Автор, с которым следует вести переписку.
МОХАММЕД ЛАМРИНИ, В.А. КУРКИН, П.Г. МИЗИНА, М.В. БЕЛЯЕВА И ДР.
78
Извлечения из сырья получали классическим способом методом мацерации с использованием в качестве
экстрагента водного спирта.
Содержание эфирного масла лаванды, определенное методом 1 (ГФ СССР XI издания) [7], колеблется в
образцах цветков лаванды от 0,60 до 1,70%. Это дает основание рекомендовать для цветков лаванды числовой показатель «не менее 0,5%».
Исследование эфирного масла лаванды колосовой, произрастающей в Марокко, проводили методом газовой хроматографии на хроматографе «Цвет 500» с пламенно-ионизационным детектором. Использовали капиллярную колонку длиной 30 метров с внутренним диаметром 0,32 мм, заполненную неподвижной жидкой
фазой DB-5 (5% дифенилполисилоксан, 95% диметилполисилоксан). Температурное программирование осуществляли следующим образом: 40 ºС в течение 3 мин, далее температура поднималась до 200 ºС со скоростью
5 ºС в минуту и оставалась при этом значении до конца эксперимента. Кроме того, в эксперименте использовали следующие параметры: давление 0,7 кгс/см2, ввод пробы с делителем потока 1/10, объем пробы 0,5 мкл.
Анализ каждой пробы проводили 3 раза. Концентрацию веществ рассчитывали по методу внешнего
стандарта по формуле: Сi=(hi/hст)·Сст, где Сст – концентрация раствора гексанола-1, Сст=0.72 г/л, hст=23.5 мм
– средняя высота пика стандарта из 8 опытов, hi – высота пика i-го вещества в мм. Приведенные линейные
индексы удерживания рассчитывали по формуле: IT= ((tri-trz)/(trz+1-trz)+Z)∙100. В эфирном масле цветков лаванды колосовой, собранных в Марокко, идентифицированы 58 веществ, среди которых к доминирующим
компонентам относятся 12 терпеноидных соединений, концентрации и линейные индексы удерживания которых приведены в таблице.
В сравнительном плане нам проведен анализ эфирного масла лаванды российского производства (фирма
«Floria Pharma»). В исследуемом образце нами обнаружены и идентифицированы 76 веществ, причем среди
них доминируют 2 терпеноидных компонента – линалоол (32,51%) и линалилацетат (28,06%).
С целью выделения флавоноидных соединений полученный водно-спиртовый экстракт упаривали под
вакуумом, наносили на силикагель L40/100, высушивали и вносили в хроматографическую колонку со слоем силикагеля, сформированного в виде взвеси в хлороформе. Элюирование колонки смесью хлороформспирт в различных соотношениях и последующее рехроматографирование фракции с целевым флавоноидами на колонке с полиамидом «Wolem» (вода – спирт) позволило получить два индивидуальных соединения,
дополнительную очистку которого удалось провести путем перекристаллизации из водного спирта. В ходе
дальнейшего исследования флавоноидов 1 и 2 обнаружено, что они расщепляются под воздействием
β-глюкозидазы («Fluka», Венгрия) на глюкозу и агликоны, идентифицированные методом ТСХ с апигенином (5,7,41-тригидроксифлавон), и лютеолин (5,7,31,41-тетрагидроксифлавон) соответственно.
Для установления полной структуры гликозидов 1 и 2 нами использованы методы 1Н-ЯМР-, УФспектроскопии и масс-спектрометрии.
В спектре 1Н-ЯМР соединения 1 при 7,95 м.д. и 7,02 м.д. присутствуют два двухпротонных дублетных сигнала с константой спин-спинового взаимодействия (J) 9 Гц, отнесенные соответственно к протонам Н-21, 61 и
Н-31, 51, два однопротонных дублетных сигнала при 6,81 м.д. и 6,43 м.д. с J = 2,5 Гц, характерные для протонов
кольца А флавоноида (Н-8 и Н-6), а также синглетный сигнал протона Н-3 при 6,69 м.д. (флавоновая природа
вещества). Кроме того, в спектре обнаружен и синглетный сигнал 5-ОН группы флавоноида, что позволило в
совокупности с результатами ферментативного гидролиза и данных УФ-спектроскопии отнести углеводный
фермент к 7-ОН группе, причем глюкоза присоединена в виде β-D-глюкопиранозильного остатка (характерный дублетный сигнал аномерного протона при 5,15 м.д, с J = 7,5 Гц).
Основные компоненты эфирного масла лаванды колосовой
№ пика
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
tR, сек.
743
825
893
971
1017
1061
1176
1229
1357
1391
IT
1033
1074
1108
1149
1173
1196
1261
1290
1365
1385
hi, мм.
515
450
728
773
582
504
620
463
511
549
Ci, г/л
15,78
13,78
22,3
23,68
17,83
15,44
19,00
14,18
15,66
16,82
Доля пика, %
6,11
5,33
8,63
9,17
6,90
5,98
7,35
5,49
6,06
6,51
Название компонента
1,8-цинеол, лимонен
цис-линалоол oксид
линалоол
гексилизобутират, камфора
лавандулол, борнеол
α-терпинеол
линалилацетат
лавандулилацетат
α-копаен
геранилацетат
ФЛАВОНОИДЫ И ТЕРПЕНОИДЫ ЦВЕТКОВ ЛАВАНДЫ КОЛОСОВОЙ
79
Совокупность результатов химических исследований спектральных данных позволяет предложить для
соединения (1) следующее строение: 7-О-β-О-глюкопиранозид 5,7,4 1-тригидроксифлавона (космосиин).
Аналогичным образом изучена и химическая структура цинарозида (2).
OH
HO
HO
O
O
O
OH
OH
OH
OH
OH
HO
HO
O
O
O
OH
OH
O
Космосиин (1)
OH
O
Цинарозид (2)
Космосиин (7-О--D-глюкопиранозид апигенина). Кристаллы светло-желтого цвета состава С21Н20О10 с
т.пл. 225–227 °С (водный спирт); УФ-спектр: max 270, 335 нм; +NаоАс 269, 378 нм. Масс-спектр: 270 (М+
агликона, 100%). 1Н-ЯМР в d-ацетоне (200 МГц, м.д.): 12,50 (с, 5-ОН группы), 7,95 (д, 9 Гц, Н-21 и Н-61 –
2Н), 7,02 (д, 9 Гц, Н-31 и Н-51 – 2Н), 6,81 (д, 2,5 Гц, Н-8), 6,89 (c, Н-3), 6.43 (д, 2 Гц, Н-6), 5,15 (д, 7,2 Гц, Н11), 4,0–3,3 (м, 6Н глюкозы).
Цинарозид (7-О--D-глюкопиранозид лютеолина). Кристаллы светло-желтого цвета состава С21Н20О11 с
т.пл. 232–234 °С (водный спирт); УФ-спектр: max 257, 266 пл, 352 нм; +NаоАс 258, 268 (пл), 380 нм. Массспектр: 286 (М+ агликона, 100%). 1Н-ЯМР-спектр в d-ацетоне (200 МГц, м.д.): 7,38 (дд, 9 и 2 Гц, Н-6’), 7.36
(д, 2,5 Гц, Н-2’), 6.87 (д, 9 Гц, Н-5’), 6,80 (д, 2,5 Гц, Н-8), 6,59 (c, Н-3), 6.43 (д, 2 Гц, Н-6), 5,09 (д, 7,2 Гц, Н1’), 3,9–3,3 (м, 6Н глюкозы).
Следует отметить, что космосиин и цинарозид впервые выделены из цветков лаванды колосовой. Что касается вообще флавоноидов, то в зарубежной литературе сообщают о наличии в цветках лаванды лютеолина
(5,7,31,41-тетрагидроксифлавон), однако этот факт еще требует подтверждения, так как в ходе настоящих
исследований лютеолин в цветках лаванды не обнаружен.
На наш взгляд, в плане стандартизации сырья и препаратов лаванды колосовой представляет интерес не
только эфирное масло, но и вещества ароматической природы, в том числе флавоноиды, обусловливающие
характер кривой поглощения УФ-спектров водно-спиртовых извлечений цветков данного растения (рис.).
УФ-спектры растворов
извлечений из цветков
лаванды колосовой.
Обозначения: 1 – раствор
извлечения из цветков
лаванды колосовой;
2 – раствор извлечения
из цветков лаванды
колосовой с добавлением
алюминия хлорида
МОХАММЕД ЛАМРИНИ, В.А. КУРКИН, П.Г. МИЗИНА, М.В. БЕЛЯЕВА И ДР.
80
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Абдельхай Сежильмасси. Лекарственные растения в Марокко. Касабланка, 1995. С. 145.
Государственный реестр лекарственных средств. Официальное издание. М., 2004. Т. 1. 1404 с.
Куркин В.А. Фармакогнозия: учебник. Самара, 2004. 1180 с.
Idrissi A., Berrada M. Etude chimiquecomparative de quelques population de lavandula du Maroc // Colloque int. sur
les plantes aromatiques et medicinales du Maroc. Rabat, 1985. P. 220.
Nafysi A. T. Review of Traditional Medicine in Iran // Isfahan Univercity Publications. Isfahan, 1989. P. 122.
Wagner H. Pharmazeutische Biologie. Drogen und ihre Inhaltsstoffe. Stuttgart-New York: Gustav Fischer Verlag.
1993. 522 s.
Государственная Фармакопея СССР. Одиннадцатое издание. – Вып. 1: Общие методы анализа. М., 1987. С. 336.
Поступило в редакцию 2 сентября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 81–86.
УДК 615.32:547.9+543.544
ИССЛЕДОВАНИЯ ПО ОБОСНОВАНИЮ НОВЫХ ПОДХОДОВ
К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ И ПРЕПАРАТОВ ЗВЕРОБОЯ
ПРОДЫРЯВЛЕННОГО
©
О.Е. Правдивцева, В.А. Куркин*
Самарский государственный медицинский университет Росздрава,
ул. Чапаевская, 89, Самара, 443099 (Россия) E-mail: vakur@samaramail.ru
Актуальность изучения химического состава травы зверобоя продырявленного заключается в необходимости разработки современных методик стандартизации сырья и препаратов. Методом колоночной хроматографии выделен ряд
биологически активных соединений, среди которых флавоноиды рутин, гиперозид, кверцетин, 6,811-дикверцетин, 3,811бисапигенин, фенилпропаноид хлорогеновая кислота и флороглюцин гиперфорин. Химическое строение выделенных
соединений изучено с использованием УФ-, ЯМР- и масс-спектров и результатов различных химических превращений.
3,811-Бисапигенин и 6,811-дикверцетин впервые выделены из травы зверобоя продырявленного, произрастающего в РФ.
Обоснована целесообразность использования ТСХ для определения подлинности травы зверобоя продырявленного путем обнаружения доминирующих компонентов – гиперозида, рутина и гиперицина в присутствии Государственных
стандартных образцов гиперозида и рутина. Показана целесообразность количественного определения в сырье и препаратах зверобоя не только суммы флавоноидов, но и антраценпроизводных. Разработаны новые методики анализа суммы
флавоноидов и антраценпроизводных для сырья и препарата «Зверобоя настойка».
Введение
Лекарственные препараты на основе травы зверобоя продырявленного (Hypericum perforatum L., сем.
Зверобойные – Hypericaceae) широко применяются в медицинской практике в качестве противовоспалительных, ранозаживляющих, вяжущих, реже фотосенсибилизирующих средств [1, 2]. В то же время за рубежом на основе зверобоя получают антидепрессантные средства, такие как «Деприм», «Негрустин» и «Гелариум Гиперикум», разрешенные для применения в РФ. Следует также отметить, что в настоящее время в
нашей стране не производятся антидепрессантные препараты на основе лекарственного растительного сырья. При этом в литературных источниках неоднозначно трактуется нейротропный эффект травы зверобоя:
сообщается о седативных, антидепрессивных, а в некоторых случаях даже о стимулирующих ЦНС свойствах [3, 4]. Это является следствием того, что химический состав травы зверобоя до сих пор остается недостаточно изученным. Как известно, трава зверобоя содержит флавоноиды (рутин, гиперозид), антраценпроизводные (гиперицин, псевдогиперицин), флороглюцины (гиперфорин), дубильные вещества, эфирное масло и др. [4, 5]. Причем остается открытым вопрос о том, какая же именно группа действующих веществ оказывает нейротропное действие. Ряд зарубежных авторов склоняются к мысли, что этим эффектом обладает
гиперфорин, часть приписывают это действие флавоноидам, другие – антраценпроизводным. Именно поэтому до сих пор остается нерешенным в полной мере вопрос стандартизации как для сырья, так и препаратов зверобоя. Кроме того, в настоящее время существует множество подходов к химическому анализу этого
растения, в то время как современные условия требуют унификации методик [6].
Цель работы – исследование химического состава травы зверобоя продырявленного и разработка на этой
основе новых подходов к стандартизации сырья и препаратов данного растения.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
82
О.Е. ПРАВДИВЦЕВА, В.А. КУРКИН
Экспериментальная часть
Для исследования нами был получено с помощью 90% этилового спирта извлечение из травы зверобоя
продырявленного, заготовленной в Самарской области в 2006 г. Полученное извлечение упаривали под вакуумом и наносили на силикагель L 100/160. Разделение веществ осуществляли методом колоночной хроматографии на силикагеле, где в качестве элюентов использовали хлороформ, спирто-хлороформные смеси в
различных сочетаниях и спирт этиловый. Элюаты делили на фракции примерно одинакового объема (по 200
мл), затем упаривали под вакуумом. Таким образом, нами был получен ряд фракций (более 50), которые в
дальнейшем использовали для выделения индивидуальных веществ. Индивидуальные вещества получали
методом рехроматографии на колонках, где в качестве сорбента использовали полиамид и сефадекс LH-20.
Контроль за разделением веществ осуществлялся с помощью метода тонкослойной хроматографии (ТСХ) на
пластинках «Silufol UV 254» и «Сорбфил ПТСХ-П-А-УФ» в системах хлороформ–спирт (2 : 1), а также специально разработанной нами системе хлороформ–этанол–вода (26 : 16 : 3). Выделенные вещества были исследованы с помощью УФ-, 1Н-ЯМР-спектроскопии, масс-спектрометрии, различных химических превращений, ТСХ. Таким образом, нами были выделены следующие компоненты: 3,8 11-бисапигенин, кверцетин,
6,811-дикверцетин, гиперозид, рутин (флавоноиды), хлорогеновая кислота (фенилпропаноид) и гиперфорин
(флороглюцин).
1. 3,811-Бисапигенин. Светло-желтое аморфное вещество состава С30Н18О10 с т.пл. 233–235 °С, М+ 302 (100 %), УФспектр: max 270, 330 нм. 1Н-ЯМР-спектр в дейтероацетоне (δ, м.д.): 13,15 (с, 5-ОН), 12,99 (с, 511-ОН), 7,71 (д, 9 Гц, 2Н,
Н-21,61), 7,51 (д, 9 Гц, 2Н, Н-2111,6111),), 6,90 (д, 9 Гц, 2Н, Н-31,51), 7,79 (д, 9 Гц, 2Н, Н-3111,5111), 6,61 (с, Н-311), 6,60 (д, 2,5
Гц, Н-8), 6,35 (д, 2,5 Гц, Н-6), 6,34 (с, Н-611).
2. Кверцетин. Светло-желтое аморфное вещество состава С15Н10О7 с т.пл. 312–314 °С, М+ 302 (100%), УФ-спектр в
этаноле: max 257, 268 пл, 372 нм. 1Н-ЯМР-спектр в дейтероацетоне (δ, м.д.): 12,20 (с, 5-ОН), 7,83 (д, 9 Гц, Н-2’), 7,70 (дд,
2 и 9 Гц, Н-6’), 6,99 (д, 9 Гц, Н-5’), 6,53 (д, 2,5 Гц, Н-8), 6,26 (д, 2,5 Гц, Н-6).
3. 6,811-Дикверцетин. Желтое аморфное вещество состава С30Н18О14, УФ-спектр в этаноле: max 257, 268 пл, 374 нм. 1НЯМР-спектр в дейтероацетоне (δ, м.д.): 7,83 (д, 9 Гц, Н-21), 7,70 (дд, 2 и 9 Гц, Н-61), 7,53 (д, 9 Гц, Н-2111), 7,48 (дд, 2 и 9 Гц,
Н-6111), 6,98 (д, 9 Гц, Н-51), 6,89 (д, 9 Гц, Н-5111), 6,53 (уш. с, Н-8), 6,27 (уш. с, Н-6).
4. Гиперозид. Светло-желтое кристаллическое вещество состава С21Н20О12 с т.пл. 233–235 °С (водный ацетон); УФспектр в этаноле: max 258, 266 пл, 362 нм. 1Н-ЯМР-спектр в смеси дейтероацетона и дейтероводы (δ, м.д.): 12,30 (с, 5ОН), 7,92 (д, 2,5 Гц, Н-21), 7,55 (дд, 2,5 и 9 Гц, Н- 61), 6,88 (д, 9 Гц, Н-51), 6,45 (д, 2,5 Гц, Н-8), 6,21 (д, 2,5 Гц, Н-6), 5,20
(д, 7,5 Гц, Н-111 галактозы), 3,5-4,0 (м, 6Н галактозы).
5. Рутин. Зеленовато-желтое кристаллическое вещество состава С27Н30О16; т.пл. 192–194 °С (водный спирт) УФспектр: max 258, 266 пл, 362 нм. 1Н-ЯМР-спектр в смеси дейтероацетона и дейтероводы, 2 : 1 (δ, м.д.): 7,74 (д 9 Гц, Н-21),
7,68 (дд, 2,5 и 9 Гц, Н-61), 6,94 (д, 9 Гц, Н-51), 6,50 (д, 2,5 Гц, Н-8), 6,27 (д, 2,5 Гц, Н-6), 5,13 (д, 7 Гц, Н-111 глюкозы), 4,55
(д, 2 Гц, Н-1111 рамнозы), 3,70–3,25 (м, 6Н глюкозы + 4Н рамнозы), 1,08 (д, 6 Гц, 3Н, СН3 рамнозы).
6. Хлорогеновая кислота (3) С16Н18О9. Т. пл. 203–205 °С (вода). УФ-спектр в спирте этиловом: 243, 300 пл, 330 нм.
1Н-ЯМР-спектр в ДМСО-d (100 МГц, м.д.): 7,45 (д, 16 Гц, Н-7), 7,06 (д, 2 Гц, Н-21), 7,01 (дд, 2 и 8 Гц, Н-61), 6,80 (д, 8
6
Гц, Н-51), 6,18 (д, 16 Гц, Н-8), 5,10 (дт, 5 и 9 Гц, Н-5), 4,00 (кв, 3 Гц, Н-3), 3,62 (дд, 3 и 9 Гц, Н-4).
7. Гиперфорин. Светло-желтое сиропообразное вещество состава С35Н54О4; УФ-спектр в этаноле: max 275 нм. 1НЯМР-спектр в дейтерохлороформе (δ, м.д.): 4,8-5,3 (м, 4Н, Н-15, Н-22, Н-27, Н-32), 4,2-4,3 (м, 2Н, Н-14), 3,20 (м, 1Н, Н11), 1,8-2,5 (м, 10Н, Н-6, Н-7, 2Н-19, 2Н-21, 2Н-26, 2Н-31), 1,5–1,8 (м, 28Н, СН3-17, 18, 24, 25, 29, 30, 34, 35), 1,20 (с, 6Н,
СН3-12, СН3-13), 1,00 (с, 3Н, СН3-20).
Далее нами решались вопросы стандартизации действующих веществ в сырье и препаратах зверобоя, заключающиеся в разработке методик качественного и количественного определения флавоноидов и антраценпроизводных.
1. Методика качественного анализа травы зверобоя. Извлечение травы зверобоя (см. раздел 2) имеет
ярко-красный цвет и красную флуоресценцию в УФ-свете при длине волны 366 нм (антраценпроизводные).
С полученным извлечением проделывают дальнейшие реакции.
1. В пробирку помещают 1 мл полученного извлечения и прибавляют несколько капель раствора железоаммонийных квасцов или хлорида окисного железа. Появляется черно-зеленое окрашивание (дубильные
вещества).
2. В пробирку помещают 1–2 мл извлечения и несколько капель раствора гидроксида натрия, при этом
наблюдается зелено-желтое окрашивание. Затем прибавляют несколько капель раствора хлористоводородной
кислоты, происходит восстановление первоначальной красной окраски раствора (антраценпроизводные).
ИССЛЕДОВАНИЯ ПО ОБОСНОВАНИЮ НОВЫХ ПОДХОДОВ …
83
3. На линию старта пластинки «Силуфол УФ-254», «Сорбфил-ПТСХ-П-А-УФ» или «Сорбфил-ПТСХ-АА-УФ» микропипеткой наносят около 0,03 мл полученного извлечения, рядом наносят такие же объемы растворов Государственного стандартного образца (ГСО) гиперозида и ГСО рутина. Хроматографическую пластинку помещают в камеру, которую предварительно насыщают не менее 1 ч смесью растворителей: хлороформ – метиловый спирт – вода (26 : 14 : 3) либо хлороформ – этиловый спирт – вода (26 : 16 : 3), хроматографируют восходящим способом.
Когда фронт растворителей пройдет около 13 см (силуфол) или 8 см (сорбфил), пластинку вынимают из
камеры, сушат на воздухе в течение 5 мин и просматривают в УФ-свете при длине волны 254 нм и 366 нм.
Затем хроматограмму опрыскивают из пульверизатора раствором диазобензолсульфокислоты. На хроматограмме извлечения обнаруживаются пятна доминирующих веществ травы зверобоя, среди которых пятно,
соответствующее хлорогеновой кислоте (Rf около 0,2), рутину (Rf около 0,4), гиперозиду (Rf около 0,5),
гиперицину (Rf около 0,6). При этом пятно, соответствующее хлорогеновой кислоте, светится в УФ-свете
при длине волны 366 нм голубым светом; пятна, соответствующие рутину и гиперозиду, флуоресцируют
фиолетовым светом в УФ-свете при длине волны 254 нм на уровне соответствующих стандартов и проявляются раствором диазобензолсульфокислоты в желто-коричневый цвет; пятно, соответствующее гиперицину,
проявляется в УФ-свете при длине волны 366 нм (розово-красная флуоресценция). Допускается наличие и
других пятен.
Примечания: 1. Подготовка пластинок. Пластинки «Силуфол УФ 254» 1515 см или «Сорбфил ПТСХП-А-УФ» (ТУ 26-11-17-89) перед использованием активируют в сушильном шкафу при 100–105 °С в течение 1 ч. Пятна исследуемых растворов наносят поперек линиям накатки.
2. Приготовление раствора гиперозида. 0,1 г гиперозида помещают в мерную колбу на 100 мл, добавляют 10 мл 95% спирта, растворяют на кипящей водяной бане, остужают до комнатной температуры и доводят
95% спиртом до метки.
3. Приготовление раствора диазобензолсульфокислоты. 0,01 г диазобензолсульфокислоты (ГФ X,
С. 876) растворяют в 10 мл 10% раствора натрия карбоната. Раствор используют свежеприготовленным.
2. Методика количественного определения суммы флавоноидов в траве зверобоя продырявленного.
Аналитическую пробу сырья измельчают до размера 1 мм. Около 1 г сырья (точная навеска) измельченного
сырья помещают в колбу со шлифом вместимостью 100 мл, прибавляют 50 мл 70% этилового спирта. Колбу
закрывают пробкой и взвешивают на тарирных весах с точностью до +0,01. Колбу присоединяют к обратному
холодильнику и нагревают на кипящей водяной бане (умеренное кипение) в течение 90 мин. Затем колбу закрывают той же пробкой, снова взвешивают и восполняют недостающий экстрагент до первоначальной массы.
Извлечение фильтруют через рыхлый комочек ваты и остужают в течение 30 мин (извлечение из травы).
Испытуемый раствор для анализа флавоноидов готовят следующим образом: 1 мл полученного извлечения
помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, прибавляют 2 мл 3% спиртового раствора алюминия хлорида
и доводят объем раствора до метки 95% этиловым спиртом (испытуемый раствор А). Раствор сравнения готовят следующим образом: 1 мл извлечения из травы помещают в мерную колбу на 50 мл, прибавляют 2–3 капли
раствора уксусной кислоты и доводят объем раствора до метки 95% этиловым спиртом (раствор сравнения А).
Параллельно готовят раствор ГСО рутина. Около 0,025 г (точная навеска) рутина помещают в мерную колбу
на 50 мл, растворяют в 30 мл 70% этилового спирта при нагревании на водяной бане. После охлаждения содержимое колбы охлаждают до комнатной температуры и доводят 70% этиловым спиртом до метки (раствор А рутина). 1 мл раствора А рутина помещают в мерную колбу на 25 мл, прибавляют 1 мл 3% спиртового раствора
алюминия хлорида и доводят 95% спиртом до метки (испытуемый раствор Б рутина). В качестве раствора сравнения используют раствор, состоящий из 1 мл раствора А рутина и капли раствора уксусной кислоты, помещенных в мерную колбу на 25 мл, и доведенный 95% спиртом до метки (раствор сравнения Б рутина).
Измерение оптической плотности проводят при длине волны 412 нм через 40 мин после приготовления
всех растворов. Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин и абсолютно сухое сырье в процентах
(Х) вычисляют по формуле
X
D  m0  50  50  1 100  100
,
D0  m  1 50  25  (100  W )
где D – оптическая плотность испытуемого раствора; D0 – оптическая плотность раствора ГСО рутина; m0 –
масса ГСО рутина, в граммах; m –масса сырья, в граммах; W – потеря в массе при высушивании, в процентах.
84
О.Е. ПРАВДИВЦЕВА, В.А. КУРКИН
3. Методика количественного определения суммы антраценпроизводных в траве зверобоя продырявленного. 5 мл полученного извлечения из травы (см. выше) помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл и
доводят этиловым спиртом до метки. Измерение оптической плотности проводят при длине волны 591 нм.
Раствором сравнения при этом является этиловый спирт. Содержание суммы антраценпроизводных в пересчете на гиперицин и абсолютно сухое сырье в процентах (Х) вычисляют по формуле
X 
D  50  50  100
718  m  5  (100  W )
где D – оптическая плотность испытуемого раствора; 718 – удельный показатель поглощения 1% раствора
гиперицина; m –масса сырья, г; W – потеря в массе при высушивании, %.
Обсуждение результатов
С использованием метода колоночной хроматографии нами были выделены следующие компоненты: гиперфорин, 3,811-бисапигенин, кверцетин, 6,811-дикверцетин, гиперозид, рутин, хлорогеновая кислота. При
этом гиперфорин, 6,811-дикверцетин и хлорогеновая кислота представляют собой некристаллические соединения, а остальные четыре компонента – вещества кристаллической природы. 3,811-Бисапигенин и 6,811дикверцетин впервые выделены из травы зверобоя продырявленного, произрастающего в РФ, причем 6,8 11дикверцетин впервые описан для рода Hypericum. Следует отметить, что 3,811-бисапигенин имеет диагностическое значение, причем в условиях ТСХ данный компонент трактуется многими исследователями как
кверцетин. Поэтому нами были специально подобраны условия для ТСХ, позволяющие разделить пятна,
соответствующие кверцетину и бисапигенину. Флавоноидный димер бисапигенин, наряду с антраценпроизводными, является уникальным веществом для травы зверобоя.
Большое разнообразие БАС травы зверобоя создает сложности для химического анализа. Так, в траве
зверобоя определяется содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин, аналогичный метод применяется для анализа настойки зверобоя [7, 8]. В обоих случаях методом количественного анализа служит дифференциальная спектрофотометрия с добавлением спиртового раствора хлорида алюминия при длине волны
415 нм. Следует отметить, что выбранный метод, на наш взгляд, является оптимальным для травы зверобоя,
но в тексте обеих фармакопейных статей допущен ряд ошибок, существенно искажающих суть методик, над
исправлением которых мы работали. Прежде всего нами были изучены подходы к оптимизации анализа
суммы флавоноидов в траве зверобоя в пересчете на рутин [7], а также обоснована целесообразность анализа суммы антраценпроизводных травы зверобоя. Для этого мы получали ряд извлечений из травы, для которых использовался разный режим экстракции (время, соотношение «сырье : экстрагент», процент этилового
спирта, количество экстракций). Как следует из данных, приведенных в таблицах 1–5, оптимальными условиями для извлечения флавоноидов и антраценпроизводных является экстракция при соотношении сырьеэкстрагент 1 : 50 в режиме однократной экстракции. Методом анализа для суммы флавоноидов в траве зверобоя нами выбрана дифференциальная спектрофотометрия с использованием раствора ГСО рутина в качестве стандарта. Оптимальным экстрагентом при этом является 70% этиловый спирт. Следует отметить, что
выбрав 70% этиловый спирт в качестве оптимального экстрагента (вместо 50% этилового спирта в соответствии с ГФ СССР XI изд.) для анализа сырья, мы рекомендуем его и для получения препарата «Зверобоя
настойка». Как известно, в настоящее время этот препарат получают, используя 40% этиловый спирт.
В качестве аналитической длины волны для флавоноидов целесообразно использовать 412 нм, а не 455
нм, как описано в фармакопейной методике, поскольку именно это значение приходится на максимум для
комплекса доминирующих флавоноидов (рутин, гиперозид) с раствором алюминия хлорида. Для анализа
суммы антраценпроизводных в траве зверобоя нами выбран метод прямой спектрофотометрии при длине
волны 591 нм. Аналогичные методы рекомендованы нами и для анализа препарата «Зверобоя настойка».
Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин в траве зверобоя, по нашим данным, лежит в пределах 4,0–7,5%. На наш взгляд, содержание флавоноидов в сырье должно быть не менее 2% (вместо числового
показателя содержания флавоноидов не менее 1,5%). С использованием разработанной методики нами проанализирован ряд образцов травы зверобоя в 11 повторностях, и на этой основе приводятся метрологические ха-
ИССЛЕДОВАНИЯ ПО ОБОСНОВАНИЮ НОВЫХ ПОДХОДОВ …
85
рактеристики. Показано, что ошибка единичного определения составляет +1,49%. Результаты исследований
зависимости выхода флавоноидов при изменении различных параметров приведены в таблицах 1–3.
Содержание суммы антраценпроизводных в пересчете на гиперицин в траве зверобоя, по нашим данным,
лежит в пределах 0,10–0,90%.
Подбирая оптимальные условия для излечения антраценпроизводных из сырья, работу проводили аналогично анализу флавоноидов. Оптимальными условиями экстракции оказались те же параметры, что и для
флавоноидов. Следовательно, возможно получение извлечения из сырья, часть которого используется для
анализа флавоноидов, часть – для анализа антраценпроизводных. В своих исследованиях мы отталкивались
от методики анализа, изложенной в [9] на препарат «Деприм», в которой определяется сумма антраценпроизводных в пересчете на гиперицин с использованием прямой спектрофотометрии при длине волны 590 нм.
Однако, как показали проведенные нами исследования, максимум для суммы антраценпроизводных находится при длине волны 591 нм.
В действующей методике анализа препарата «Деприм» применяется ряд агрессивных реактивов, таких
как метиловый спирт, что нежелательно с точки зрения безопасности, а также некоторые дорогостоящие и
редкие реактивы, оснащения и аппараты, широко не используемые в методиках фармацевтического анализа
нашей страны.
Результаты исследований зависимости выхода антраценпроизводных из травы зверобоя при изменении
различных параметров приведены в таблицах 4–5. С использованием разработанной методики нами проанализирован ряд образцов травы зверобоя в 11 повторностях, и на этой основе приводятся метрологические
характеристики. Показано, что ошибка единичного определения составляет +4,11%
Предложенная нами методика анализа антраценпроизводных, где в качестве метода также используется
прямая спектрофотометрия при длине волны 591 нм, выгодно отличается от существующей отсутствием
токсичных реактивов, дорогостоящего оснащения, а также непродолжительным временем, затраченным на
анализ. Такой же подход целесообразно применять и для анализа настойки зверобоя.
Таблица 1. Зависимость выхода флавоноидов от параметров экстракции
Экстрагент
40% этиловый спирт
50% этиловый спирт
70% этиловый спирт
70% этиловый спирт
70% этиловый спирт
90% этиловый спирт
Соотношение сырье (г) –
«экстрагент» (мл)
1 : 100
1 : 100
1 : 30
1 : 50
1 : 100
1 : 100
Время экстракции, мин
90
90
90
90
90
90
Содержание суммы флавоноидов
в пересчете на рутин (%)
5,90±0,08
6,00±0,09
5,20±0,08
6,40±0,10
6,40±0,10
5,70±0,08
Таблица 2. Зависимость выхода флавоноидов из травы зверобоя от числа экстракций
№
1
2
3
Экстрагент
Количество экстракций
70% этиловый спирт
70% этиловый спирт
70% этиловый спирт
Однократная экстракция
Двукратная экстракция
Трехкратная экстракция
Содержание суммы флавоноидов
в пересчете на рутин (%)
5,65 ± 0,08
5,70 ± 0,09
5,75 ± 0,09
Таблица 3. Зависимость выхода флавоноидов из травы зверобоя от времени экстракции
№
1
2
3
4
5
6
Время, мин
15
30
45
60
90
120
Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин (%)
4,95 ± 0,06
5,10 ± 0,08
5,20 ± 0,08
5,30 ± 0,08
6,10 ± 0,09
6,00 ± 0,07
О.Е. ПРАВДИВЦЕВА, В.А. КУРКИН
86
Таблица 4. Зависимость выхода антраценпроизводных от параметров экстракции
№
Экстрагент
1
2
3
4
5
40% этиловый спирт
70% этиловый спирт
70% этиловый спирт
90% этиловый спирт
95% этиловый спирт
Соотношение «сырье (г) –
экстрагент» (мл)
1 : 50
1 : 30
1 : 50
1 : 50
1 : 50
Время
экстракции, мин
90
90
90
90
90
Содержание суммы антраценпроизводных в пересчете на гиперицин (%)
0,59±0,024
0,64±0,026
0,72±0,029
0,46±0.018
0,33±0,013
Таблица 5. Зависимость выхода антраценпроизводных из травы зверобоя от времени экстракции
№
1
2
3
4
5
Время экстракции, мин
30
45
60
90
120
Содержание суммы антраценпроизводных в пересчете на гиперицин (%)
0,47±0,019
0,48±0,019
0,53±0,021
0,54±0,022
0,48±0,019
Выводы
1. В результате проведенных исследований из травы зверобоя выделен ряд БАС, причем 3,8 11бисапигенин и 6,811-дикверцетин впервые обнаружены в траве зверобоя продырявленного, произрастающего
в РФ, а 6,811-дикверцетин впервые описан для видов рода Hypericum.
2. Разработана методика качественного анализа для травы зверобоя продырявленного, основанная на методе ТСХ и использовании Государственных стандартных образцов рутина и гиперозида.
3. Разработана методика количественного определения суммы флавоноидов в пересчете на рутин в траве
зверобоя с 70% этиловым спиртом в качестве экстрагента, в режиме однократной экстракции с использованием дифференциальной спектрофотометрии при длине волны 412 нм.
4. Разработана методика количественного определения суммы антраценпроизводных в пересчете на гиперицин в траве зверобоя, где методом анализа является прямая спектрофотометрия при длине волны 591 нм.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Государственный реестр лекарственных средств. Официальное издание. М., 2004. Т. 1. 1404 c.
Куркин В.А. Фармакогнозия: учебник. Самара, 2004. С. 758–763.
Butterweck V., Jurgenliemk G., Nahrstedt A., Winterhoff H. Flavonoids from Hypericum perforatum show antidepressant activity in the forced swimming test // Planta Medica. 2000. V. 66. P. 3–6.
Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование; Семейства
Paeoniaceae – Thymelaeaceae. Л., 1985. С. 16–18.
Китанов Г.М., Блинова К.Ф. Современное состояние химического изучения видов рода Hypericum // Химия
природных соединений. 1987. №2. С. 185–203.
Самылина И.А. Традиционная медицина и питание: теоретические и практические аспекты // Материалы I
международного научного конгресса. М., 1994. С. 254.
Государственная Фармакопея СССР. Одиннадцатое издание. М., 1990. Вып. 2. С. 323–325.
ФС 42-1889-95 «Настойка зверобоя», 6 с.
НД 42-7136-97 «Деприм таблетки, покрытые оболочкой», 8 с.
Поступило в редакцию 15 июля 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 87–93.
УДК 543.854.74 + 547.917
ИССЛЕДОВАНИЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЙ РЕАКЦИИ ИНУЛИНА
С РЕЗОРЦИНОМ В ЗАВИСИМОСТИ ОТ УСЛОВИЙ ЕЕ ПРОВЕДЕНИЯ
©
Д.Н. Оленников*, Л.М. Танхаева
Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахьяновой, 6,
Улан-Удэ, 670047 (Россия). E-mail: oldaniil@rambler.ru
Определены оптимальные условия проведения колориметрической реакции инулина с резорцином. Показано влияние
состава реакционной смеси, времени нагрева и температуры на интенсивность оптической плотности. Для стабилизации
аналитического сигнала предложено введение тиомочевины. Установлено, что предварительная экстракция корневищ и
корней девясила высокого 95% спиртом этиловым способствует максимальному удалению свободных углеводов.
Сокращения: ПФр – полифруктаны, Glc – глюкоза, Frc – фруктоза, IH – водное извлечение корневищ и корней девясила высокого, Inu – инулин, Sac – сахароза.
Введение
Полифруктаны (ПФр) представляют собой углеводные полимеры, образованные молекулой сахарозы,
удлиненной цепью фруктозных остатков. В природе ПФр обнаружены в бактериях, грибах и растениях, в
которых они выполняют различные функции. Данный класс природных полисахаридов (ПС) продуцируется
более 15% растительных видов, относящихся к разным семействам. Наиболее часто ПФр встречаются в
представителях Liliaceae, Asteraceae, Campanulaceae и Polemoniaceae.
Структурно ПФр делятся на три класса, отличающиеся типом связи между остатками фруктозы: группа
инулина – β-(2→1)-связь; группа левана – β-(2→6)-связь; группа граминана - β-(2→1) и β-(2→6)-связь.
ПФр группы инулина используются для производства ряда БАД, способных положительно влиять на обмен
веществ, стабилизировать уровень глюкозы в крови и в связи с этим частично заменять антидиабетические
препараты [1]. Инулин способствует выведению из организма солей тяжелых металлов и усвоению кальция и
железа, а также активизировать работу поджелудочной железы и влиять на углеводный обмен в печени [2].
Имеются сведения о наличии у инулина пробиотических [3] и иммуномодулирующих свойств [4].
В России официнальными являются несколько видов растительного сырья, содержащего ПФр типа инулина: корневища и корни девясила высокого (ГФ XI, ст.73; ТУ 64-4-19-77), корни одуванчика лекарственного (ГФ XI, ст.69), корни лопуха (ВФС 42-2878-97). Стандартизация указанного сырья по разделу «Числовые
показатели» проводится, как правило, по содержанию экстрактивных веществ [5].
Цель настоящей работы – исследование условий проведения колориметрической реакции инулина с резорцином и определение параметров предварительной обработки сырья – корневищ и корней девясила высокого – для проведения анализа на содержание ПФр.
Экспериментальные условия
Для регистрации спектров поглощения применяли спектрофотометры Cecil CE 2011 и Agilent 8453E UV-Vis.
В работе использовали фруктозу (Acros Organics, 98%), инулин (Sigma); остальные реактивы имели степень чистоты ч.д.а. Корневища и корни девясила приобретены через аптечную сеть (ООО «Травы Башкирии», серия 0905).
Стандартные растворы фруктозы и резорцина готовили в 95% этиловом спирте в концентрациях 0,8 и
1 мг/мл, соответственно; инулина – 1 мг/мл в воде очищенной.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Л.М. ТАНХАЕВА
88
Приготовление извлечения корневищ и корней девясила высокого. 1 г (0,5–1,0 мм) измельченного
сырья помещают в колбу со шлифом вместимостью 250 мл, приливают 100 мл 95% этилового спирта, присоединяют обратный холодильник и нагревают на кипящей водяной бане в течение 60 мин. После охлаждения извлечение фильтруют. Экстракцию сырья повторяют в тех же условиях еще 2 раза со 100 и 50 мл этанола. К обезжиренному сырью приливают 100 мл воды очищенной и нагревают на кипящей водяной бане в
течение 60 мин. Извлечение фильтруют в мерную колбу вместимостью 250 мл. Экстракцию сырья повторяют в тех же условиях еще 2 раза со 100 и 50 мл воды очищенной. Объем объединенного фильтрата доводят
водой очищенной до метки (раствор А).
Определение соотношения вода – кислота – спирт этиловый проводили по следующей схеме. Конечный объем реакционной пробы был выбран 20 мл (меньший объем приводит к резкому изменению концентраций, что не позволяет добиться плавности результатов; больший объем приводит к громоздкости эксперимента
и менее удобен). В составе реакционных проб неизменными оставались объемы стандартных растворов резорцина и фруктозы – по 1 мл, объемы воды, кислоты и спирта этилового изменялись так, как описано ниже:
1 группа: VH2O = 0 мл, VC2H5OH : VHCl = 20 : 0, 19 : 1 … 0 : 20;
2 группа: VH2O = 1 мл, VC2H5OH : VHCl = 19 : 0, 18 : 1 … 0: 19;
……………………………………………;
20 группа: VH2O = 19 мл, VC2H5OH : VHCl = 1 : 0, 0 : 1.
После составления пробы ее нагревали на кипящей водяной бане в течение 8 мин, переносили в мерную
колбу вместимостью 100 мл и доводили объем до метки водой. Манипуляции в пробах одной группы проводились одновременно в одинаковых условиях. Оптическую плотность проб определяли при длине волны
480 нм относительно раствора сравнения. По результатам эксперимента строили поверхности отклика в координатах cкислоты – cспирта этилового – A.
Растворимость инулина определяли по следующей методике: 100 мг инулина помещали в колбу со
шлифом вместимостью 250 мл, приливали 100 мл 20, 40, 60, 80 и 95% спирта этилового, присоединяли обратный холодильник и нагревали на кипящей водяной бане в течение 60 мин. После охлаждения (холодная
фильтрация) или сразу (горячая фильтрация) извлечение фильтровали в мерную колбу вместимостью 100 мл
и доводили объем раствора до метки тем же растворителем.
Остаток после фильтрации вместе с фильтром переносили в колбу со шлифом вместимостью 250 мл,
приливали 70 мл воды очищенной, присоединяли обратный холодильник и нагревали на кипящей водяной
бане в течение 60 мин. После охлаждения извлечение фильтровали в мерную колбу вместимостью 100 мл.
Экстракцию повторяли в тех же условиях с 30 мл воды очищенной. Объем объединенного раствора доводили до метки водой очищенной.
1 мл растворов переносили в пробирку вместимостью 25 мл, приливали 1 мл раствора тиомочевины, 1 мл
раствора резорцина, 8 мл этанола, 9 мл кислоты хлористоводородной и нагревали при 100 °С в течение 8 мин.
После охлаждения реакционные смеси переносили в мерные колбы вместимостью 100 мл и доводили объемы
растворов до меток очищенной водой. Оптические плотности растворов определяли при длине волны 480 нм.
ВЭТСХ проводили по методике Литвиновой-Калининой [6] на ВЭТСХ-пластинах Армсорб (Реахром),
импрегнированных буферным раствором (спирт пропиловый – хлороформ – ДМСО – буферный раствор
(51 : 29 : 11 : 9), двукратное элюирование на высоту 4 и 8 см, буферный раствор: 0.07 М Na 2HPO4 – 0,07 M
KH2PO4 (96,7 : 3,3), pH 8,0). Детектор – смесь 1% растворов резорцина, п-оксидифенила, фталаниловой кислоты в водонасыщенном спирте бутиловом и 85% кислоты фосфорной в соотношении 5 : 5 : 5 : 1.
Количественный состав спиртовых извлечений ВЭТСХ-денситометрически с применением планшетного сканера Mustek 2000 и программы для сканирующей денситометрии TLC-Manager 3.1 (@PinSoft 2005). В
качестве стандартных образцов углеводов применяли глюкозу (Roquette), фруктозу (Acros Organics), сахарозу (Реахим).
Результаты и их обсуждение
Для определения количественного содержания ПФр в растительном сырье чаще всего применяется метод, включающий следующие этапы: предварительно обезжиренное сырье обрабатывают водой, и после
гидролиза водного извлечения проводится этап образования аналитического компонента по реакции Селиванова, концентрация которого определяется спектрофотометрическим способом. Данная схема определе-
ИССЛЕДОВАНИЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЙ РЕАКЦИИ ИНУЛИНА …
89
ния ПФр довольно распространена и имеет ряд модификаций, основные отличия которых сводятся к варьированию состава реакционной среды, применению стабилизаторов и изменению параметров регистрации
оптической плотности (длина волны) [7–13]. ПФр типа инулина представляют собой гидролитически
наименее устойчивый класс ПС. Для расщепления связей между остатками Frc достаточно применения 0,01
М раствора HCl в условиях 100 °С в течение 3–4 ч [14]. Выделяющаяся в результате гидролиза Frc может
быть легко определена в виде окрашенного комплекса фруктозы с резорцином. Данная реакция довольно
специфична для кетогексоз и не требует жестких условий ее проведения [15].
Из данных литературы установлено, что регистрацию аналитического компонента предлагается проводить
в довольно широком диапазоне длин волн – 398–540 нм. Анализ спектров поглощения показал, что комплексы
Frc, Inu и IH с резорцином аналогичны и обладают двумя экстремумами в видимой области – 400 и 480 нм
(рис. 1). Компоненты раствора по отдельности не влияют на интенсивность максимумов. В качестве аналитической длины волны была выбрана точка 480 нм по причине ее удаленности от коротковолновой области, в
которой могут находиться полосы поглощения сопутствующих веществ фенольной природы.
Для проведения реакции необходимо присутствие следующих компонентов: вода, этанол, кислота хлористоводородная и резорцин. Как указывалось ранее, составы реакционной смеси у разных авторов значительно
варьируют. Определение состава проводили групповым методом с последующим представлением полученных
данных в виде поверхностей, а также построением изоабсорбатных карт, являющихся плоскостными моделями
поверхностей отклика в координатах cкислоты – cспирта этилового и позволяющих наглядно представить результаты
эксперимента. Полученные данные приведены в таблице 1.
При исследовании соотношения компонентов реакционных смесей установлено, что для Inu и IH вид поверхностей аналогичен и точка экстремума лежит в области состава: HCl – 15%, C2H5OH – 52%.
Для определения оптимального времени нагрева реакционной смеси, в течение которого развивается
максимальная окраска, проводили нагревание в течение 40 мин (рис. 2). Обнаружено, что наибольшая оптическая плотность растворов развивается через 7–8 мин. Дальнейшее нагревание приводит к падению оптической плотности. В целом процесс состоит из двух этапов: быстрый – образование окрашенного компонента (0–8) и медленный – его изменение (или разрушение).
Рис. 1. Спектры поглощения
окрашенных комплексов IH (1),
Inu (2) и Frc (3) с резорцином
Рис. 2. Влияние времени нагрева
реакционной смеси: IH (1), Inu (2)
Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Л.М. ТАНХАЕВА
90
Таблица 1. Вид поверхностей отклика и их проекций на ось сEtOH – сHCl, %
3D-модель поверхности отклика
Проекция поверхности на ось сEtOH – сHCl, %
81
71
0,4
62
0,35
52
0,3
0,25
Inu
43
с EtOH, %
0,2
33
0,15
24
0,1
5
0,05
14
33
с EtOH , %
0
62
4
7
11
15
18
22
26
29
5
33
33
29
26
22
с HCl , %
18
15
11
7
4
с HCl, %
81
71
0,35
62
0,3
52
0,25
43
0,2
IH
с EtOH , %
33
0,15
24
0,1
5
0,05
14
33
с EtOH , %
0
62
4
7
11
15
18
22
26
с HCl , %
29
5
33
33
29
26
22
18
15
11
7
4
с HCl , %
При исследовании устойчивости окрашенного продукта во времени установлено, что оптическая плотность
реакционных смесей постепенно снижается, не выходя на прямолинейный участок. Через 1 ч окраска снижается почти на 35%. Для устранения этого недостатка нами исследована возможность стабилизации при введении
некоторых компонентов. При проверке ряда веществ мы остановили свой выбор на тиомочевине, как доступном реактиве, не поглощающим видимой области спектра и не влияющим на вид спектра поглощения окрашенного комплекса, а также позволяющим получать удовлетворительные результаты.
Установлено, что введение тиомочевины вызывает повышение оптической плотности с последующим
периодом стабильности окраски до 120 мин. Оптимальной является концентрация 0,01%, показавшая
наибольшую оптическую плотность и длительность плато окраски (до 45 мин).
При исследовании влияния температуры на интенсивность колориметрической реакции установлено, что
наибольшие значения оптической плотности достигаются в диапазоне температур 96–100 °С (рис. 3).
Для определения содержания водорастворимых полисахаридов в растительном сырье применяется два
типа спектрофотометрических методик.
1. Сырье без предварительной обработки экстрагируется водой, после чего ВРПС из водного извлечения
осаждаются избытком этанола или ацетона (до конечной концентрации 70–80%). Выпавший осадок ПС используются для образования аналитического сигнала.
2. Сырье предварительно обрабатывают этанолом или ацетоном для удаления свободных моно- и олигосахаридов, затем ПС извлекают водой и проводят аналитические процедуры, не применяя осаждения.
ИССЛЕДОВАНИЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЙ РЕАКЦИИ ИНУЛИНА …
91
Рис. 3. Влияние
температуры
реакционной смеси: IH
(1), Inu (2)
Рис. 4. Растворимость
Inu в водно-спиртовых
смесях: холодное (■)
и горячее (▲)
фильтрование;
сплошная линия –
растворимость Inu,
прерывистая линия –
нерастворимый
остаток
Методики первого типа широко распространены в фитохимическом анализе. ПФр, и частности Inu, относятся к слабоседиментирующимся ПС; этанол, ацетон, соли лития не позволяют проводить осаждение количественно [16–18]. Поэтому для анализа ПФр предпочтительнее применение методик второго типа.
Известно, что в корневищах и корнях девясила высокого помимо связанной формы Frc (ПФр), высоко ее
содержание в свободном виде, а также в виде олигомеров – до 10–25% [19]. Экстракция этанолом позволила
бы удалить эти компоненты, но для выяснения адекватности проведения этой процедуры, а также концентрации этанола необходимо определить растворимость инулина в водно-спиртовых растворах. Литературные данные, касающиеся этого вопроса, отсутствуют.
Установлено, что при применении холодного фильтрования Inu не растворяется в 95% этаноле, в 80%
этаноле растворимость Inu не превышает 8 мкг/мл (рис. 4, табл. 2). При горячем фильтровании Inu проявляет растворимость уже в 95% этаноле – до 13 мг/мл. Уровни 50% растворимости Inu приходятся на концентрацию этанола 61,90 и 65,80% соответственно для холодного и горячего фильтрования. Таким образом, для
проведения процедуры удаления Frc и ее олигомерных производных необходимо применение холодного
фильтрования и концентрация этанола не ниже 95%.
При исследовании динамики экстракции низкомолекулярных углеводов из сырья установлено, что 3кратная экстракция 95% этанолом при 100°С позволяет извлечь данную группу компонентов практически
полностью (рис. 5). Остаточное содержание Frc не превышает 0,2%.
ВЭТСХ анализ спиртовых извлечений сырья показал присутствие Frc, Sac и Glc в количестве 40–42, 31–
35, 20–24% от суммарного содержания свободных углеводов соответственно (рис. 6). Содержание компонентов с более высокой степенью полимеризации не превышает 2–4%.
Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Л.М. ТАНХАЕВА
92
Таблица 2. Растворимость Inu в водно-спиртовых смесях
Концентрация этанола, %
95
80
60
40
20
0
Растворимость Inu, мг/мл
холодное фильтрование
горячее фильтрование
0,000
0,013
0,008
0,053
0,582
0,697
0,939
0,979
1,013
нацело
нацело
“
Рис. 5. Динамика
экстракции
низкомолекулярных
углеводов. Контакт фаз:
первый, 1 : 100 (■),
второй, 1 : 100 (▲),
третий, 1 : 50 (●)
Рис. 6. ВЭТСХденситограмма
спиртового извлечения
корневищ с корнями
девясила высокого: Sac
(1), Glc (2), Frc (3)
Выводы
Для определения полифруктанов в растительном сырье предложен ряд методик, отличающихся условиями проведения. Для установления оптимальных условий проведения аналитической реакции проведены исследования по изучению состава реакционной смеси. Определено, что в состав реакционной смеси должны
входить 15% HCl, 52% этанол, что, в свою очередь, позволяет добиться максимальной оптической плотности. Введение тиомочевины замедляет процесс разрушения аналитического компонента.
Определено, что инулин обладает частичной растворимостью в водных растворах этанола различной
концентрации. 50% растворимость наблюдается уже для растворов этанола с концентрацией 61–65%, поэтому при проведении процедур подготовки растительного сырья для анализа правильно использовать только 95% растворы экстрагента, который при 3-кратной экстракции позволяет практически полностью извлечь
низкомолекулярные углеводы.
Список литературы
1.
2.
Растительные ресурсы СССР. Семейство Asteraceae / ред. П.Д. Соколов. СПб., 1993. 351 с.
Suzuki T., Hara H. Mechanism of the activation of calcium transport by DFAIII // Abstr. V International Fructan
Symposium. Cuba, 2004. P. 122.
ИССЛЕДОВАНИЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЙ РЕАКЦИИ ИНУЛИНА …
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
93
Отт В.Д., Муквiч О.М. Сучаснi данiпро роль пребiотикiв в дитячому харчуваннi // Проблеми харчування. 2005.
№5. С. 2–5.
Erdei A. Enhancement of the immune response by γ-inulin // Abstr. IX Seminar on Inulin. Hungary, 2002. P. 10–11.
Государственная фармакопея СССР. XI издание. Вып.2. М., 1990. 398 с.
Литвинова Л.С., Калинина К.Б. Разделение и определение продуктов гидролиза камедей с использованием тонкослойной хроматографии // Журнал аналитической химии. 1997. Т. 52. №9. С. 987–991.
Коренман И.М. Фотометрический анализ органических соединений. М., 1975. 358 с.
Roe J.H. A colorimetric method for the determination of fructose in blood and urine // The Journal of Biological Chemistry. 1934. V. 107. P. 15–22.
Bacon J.S.D., Bell D.J. Fructose and glucose in the blood of the foetal sheep // Biochemical Journal. 1948. V. 42.
P. 397–405.
Roe J.H., Epstein J.H., Goldstain N.P. A photometric method for the determination of inulin in plasma and urine // The
Journal of Biological Chemistry. 1949. V. 187. P. 839–845.
Kulka R.G. Colorimetric estimation of ketopentoses and ketohexoses // Biochemical Journal. 1956. V. 63. P. 542–548.
Методы биохимического исследования растений / ред. А.И. Ермаков. Л., 1987. 430 с.
Khan M.A., Iqbal Z., Jan M.R., Shan J., Ahmad W., Haq Z.U., Obaidulla Spectrophotometric method for the
quantitative determination of lactulose in pharmaceutical preparations // Журнал аналитической химии. 2006. Т. 61.
№1. С. 37–41.
Свиридов А.Ф., Чижов О.С. Химические методы частичного расщепления полисахаридов // Биоорганическая
химия. 1976. Т. 2. №3. С. 315–350.
Shahidullah M., Khorasani S.S.M.A. The sensitivity and selectivity of the Seliwanoff test for fructose // Analytica
Chimica Acta. 1972. V. 61. P. 317–319.
Thaysen A.C., Backer W.E., Green B.M. LII. On the Nature of the Carbohydrates Found in the Jerusalem Artichoke //
The Biochemical Journal. 1929. V. 23. №3. P. 444–455.
Bacon J.S.D., Edelman J. The Carbohydrates of the Jerusalem Artichoke and Other Compositae // The Biochemical
Journal. 1951. V. 48. №1. P. 114–126.
Bell D.J., Palmer A. Structural Studies on Inulin from Inula helenium and on Levans from Dactylis glomerata and Lolium italicum // Journal of Biochemical Society. 1952. P. 3763–3770.
Багаутдинова Р.И., Федосеева Г.П., Оконешникова Т.Ф. Фруктозосодержащие углеводы растений разных семейств – локализация и состав // Химия и компьютерное моделирование. Бутлеровские сообщения. 2005. №5.
С. 13–16.
Поступило в редакцию 24 марта 2007 г.
После переработки 12 октября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 95–99.
УДК 543.854.74 + 547.917
МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО
СОДЕРЖАНИЯ ПОЛИФРУКТАНОВ В КОРНЕВИЩАХ И КОРНЯХ
ДЕВЯСИЛА ВЫСОКОГО (INULA HELENIUM L.)
©
Д.Н. Оленников*, Л.М. Танхаева, Г.В. Чехирова, Е.В. Петров
Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахьяновой, 6,
Улан-Удэ, 670047 (Россия). E-mail: oldaniil@rambler.ru
Изучено влияние ряда технологических параметров на полноту экстракции полифруктанов из корневищ и корнями
девясила высокого. Разработана методика количественного определения полифруктанов в пересчете на фруктозу и проведен ее метрологический анализ. Относительная ошибка определения не превышает 2%.
Сокращения: ПФр – полифруктаны, СИ – степень измельчения, Glc – глюкоза, Frc – фруктоза, IH – водное извлечение корневищ и корней девясила высокого, Inu – инулин, Sac – сахароза.
Введение
Ранее нами выявлены оптимальные параметры проведения колориметрической реакции инулина с резорцином, а также определены условия предварительной подготовки сырья для определения содержания
полифруктанов (ПФр) [1].
Целью настоящей работы является определение оптимальных параметров экстракции ПФр из корневищ
и корней девясила высокого, разработка методики количественного определения суммарного содержания
ПФр и ее метрологический анализ.
Экспериментальные условия
Корневища и корни девясила приобретены через аптечную сеть (1 – ООО «Травы Башкирии», серия
0905; 2 – ЗАО «СТ-Медифарм», серия 030404; 3 – ЗАО «Техмедсервис», серия 060705; 4 – ООО «Красногорсклексредства», серия 050706; 5 – ООО «Алтай-Фарм», серия 1206). Спектрофотометрические определения проводили на спектрофотометре Cecil CE 2011. В работе использовали фруктозу (Acros Organics, 98%),
инулин (Sigma); остальные реактивы имели степень чистоты ч.д.а.
Стандартные растворы фруктозы и резорцина готовили в 95% спирте этиловом в концентрациях 0,8 и 1
мг/мл, соответственно; инулина – 1 мг/мл в воде очищенной.
Методика количественного определения полифруктанов в корневищах и корнях девясила высокого в пересчете на фруктозу. Аналитическую пробу сырья измельчают до размера частиц, проходящих
сквозь сито с отверстиями диаметром 1 мм.
Около 1 г (точная навеска) измельченного сырья помещают в колбу со шлифом вместимостью 250 мл,
приливают 100 мл 95% спирта этилового, присоединяют обратный холодильник и нагревают на кипящей
водяной бане в течение 60 мин. После охлаждения извлечение фильтруют. Экстракцию сырья повторяют в
тех же условиях еще 2 раза со 100 и 50 мл этанола.
К обезжиренному сырью приливают 100 мл воды очищенной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 60 мин. Извлечение фильтруют в мерную колбу вместимостью 250 мл. Экстракцию сырья повторяют
*
Автор, с которым следует вести переписку.
96
Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Л.М. ТАНХАЕВА, Г.В. ЧЕХИРОВА, Е.В. ПЕТРОВ
в тех же условиях еще 2 раза со 100 и 50 мл воды очищенной. Объем объединенного фильтрата доводят водой очищенной до метки (раствор А).
1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 1 мл 1% раствора резорцина, 8 мл 95% этанола, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной
и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в
мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной (раствор Б).
Оптическую плотность раствора Б определяют при длине волны 480 нм.
Для приготовления раствора сравнения 1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 9 мл 95% этанола, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь
переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной.
Содержание полифруктанов (Х) в пересчете на фруктозу в процентах и абсолютно-сухое сырье вычисляют по формуле
Х
с  K V  K G  K W  100
,
m 10 6
где с – содержание фруктозы, определенное по градуировочному графику, мкг/мл; KV – коэффициент раз100
бавления (25000); KG – коэффициент гидролиза (0,91); KW – коэффициент влажности ( K W 
, где W –
100  W
влажность сырья, %); m – масса навески сырья, г; 106 – коэффициент пересчета мкг в г.
Построение градуировочного графика. Около 100 мг фруктозы (точная навеска) помещают в мерную
колбу вместимостью 100 мл, растворяют в воде очищенной и доводят до метки тем же растворителем (раствор А). В пробирки вместимостью 25 мл вносят 0,1–1,0 мл раствора А приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 1 мл 1% раствора резорцина, 8 мл 95% этанола, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной (раствор
Б). Оптическую плотность раствора Б определяют при длине волны 480 нм. Для приготовления раствора
сравнения 1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 9 мл 95% этанола, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной. Градуировочный график строят в
системе координат концентрация фруктозы (мкг/мл) – оптическая плотность.
Регрессионный анализ проводили с применением пакета программ Advanced Grapher ver. 2.07 (Alentum
Software, Inc.), метрологический анализ и обработку результатов – согласно рекомендациям [2–4].
Результаты и их обсуждение
Влияние степени измельчения (СИ) сырья на выход экстрактивных веществ, как правило, носит обратно
пропорциональный характер: чем меньше СИ, тем выше экстрактивность (табл. 1). Данный факт связан с
увеличением поверхности контакта фаз сырья с растворителем. При исследовании влияния СИ корневищ и
корней девясила высокого, из которого удалены спирторастворимые компоненты, наблюдается прямо пропорциональная зависимость – чем больше размер частиц сырья, тем выше содержание резорцин-активных
продуктов, что противоречит упомянутому выше правилу. Для разрешения данной проблемы нами для каждой СИ сырья проведено определение содержания спирторастворимых углеводов. Картина в данном случае
обратная – с увеличением СИ уменьшается выход углеводов, а также общее содержание Frc-содержащих
компонентов, т.е. при возрастании размера частиц затрудняется выход спирторастворимых компонентов по
причине плохого проникновения экстрагента вглубь частиц сырья. Последующее применение воды, которая
вызывает набухание сырья и обладает лучшей проникающей способностью, приводит к завышению результатов. Таким образом, в качестве оптимальной СИ нами выбрано значение 0,5–1,0 мм, при котором извлекается наибольшее количество спирторастворимых углеводов.
Результаты определения влияния температуры, соотношения сырье: экстрагент, кратности и длительности экстракции на выход ПФр приведены в таблице 2.
МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО …
97
Таблица 1. Влияние степени измельчения на содержание спирто- и водорастворимых углеводов
Степень измельчения, мм
<0,5
0,5-1,0
1,0-2,0
2,0-3,0
3,0-5,0
5,0-7,0
>7,0
Содержание углеводов в пересчете на Frc, %
спирторастворимых
водорастворимых
20,33±0,38
20,43±0,24
15,45±0,20
11,90±0,17
8,07±0,09
4,03±0,02
0,71±0,01
23,99±0,34
24,15±0,31
26,84±0,40
28,81±0,37
31,14±0,35
33,09±0,41
33,80±0,38
общее
44,32
44,58
42,28
40,71
39,21
37,12
34,51
Таблица 2. Выбор оптимальных условий экстракции ПФр
Исследуемый параметр
Суммарное содержание
ПФр в пересчете на Frc, %
Температура
20
40
60
80
100
Время экстракции,
мин
15
30
45
60
75
90
105
120
2,54±0,09
8,64±0,18
14,29±0,19
20,67±0,44
25,38±0,60
1 (±0,28–0,40)
19,12
20,98
21,92
22,26
22,27
22,26
22,28
22,26
Суммарное содержание
ПФр в пересчете на Frc, %
Соотношение сырье : экстрагент
1 : 20
1,11±0,04
1 : 30
4,57±0,11
1 : 50
16,48±0,27
1 : 70
22,37±0,38
1 : 100
24,89±0,54
Кратность экстракции
2 (±0,09–0,18)
3 (±0,04–0,06)
4 (±0,01–0,02)
2,29
0,74
0,00
2,39
0,81
0,00
2,50
0,82
0,09
2,54
0,82
0,14
2,54
0,84
0,14
2,53
0,82
0,12
2,54
0,80
0,12
2,51
0,80
0,13
Исследуемый параметр
Линейность оптической плотности в диапазоне 0,2–0,7 отн. ед. наблюдается для растворов Inu с концентрациями 4–18 мкг/мл (рис.). Градуировочный график описывается уравнением A = 0,038 · c – 0,019, где А –
оптическая плотность, опт.ед., c – концентрация Inu, мкг/мл (r2 = 0,9961, s2 = 1,57·10-2). Для сравнения на
рисунке приведены градуировочные графики для Frc и Inu с учетом коэффициента гидролиза k = 0,91 (Inu′):
AFrc = 0,042 · cFrc – 0,001 (r2 = 0,9990, s2 = 8,48·10-3), AInu′ = 0,042 · c Inu′ – 0,019 (r2 = 0,9962, s2 = 1,71·10–2). Расхождение результатов при расчете по обеим формулам не превышает 1%.
При расчете содержания Inu в растительных объектах расчет следует проводить по Frc. Это обусловлено
тем обстоятельством, что коммерческие образцы Inu получают из разных растительных источников (топинамбур, георгин, девясил, цикорий). Химический состав конечного продукта, а точнее, содержание Frc в нем
отличается (95–98%), что может привести к различиям при интерпретации данных анализа. Для устранения
этой проблемы в качестве стандартного вещества следует использовать соединение с фиксированным составом, каковым является Frc.
Метрологический анализ разработанной методики проведен с применением экспериментов способами «введено–найдено» и увеличивающейся пробы. Дополнительно осуществлен анализ стандартных образцов Frc и Inu.
Методом «введено–найдено» в различных комбинациях установлено, что относительная ошибка методики не превышает 4,50% и может быть как положительной, так и отрицательной (табл. 3–6).
Метод варьирования величины пробы, определяющий характер относительной ошибки методики, показал, что область наименьшей относительной ошибки находится в интервале концентраций 8–16 мкг/мл, что
соответствует области линейности основного закона светопоглощения для растворов Frc и Inu (табл. 7).
При анализе стандартных образцов Frc и Inu установлено, что компоненты определяются с достаточной
точностью; относительная ошибка определения не превышает 2%, а абсолютная – 1% (табл. 8).
Метрологические характеристики разработанной методики приведены в таблице 9.
С применением разработанной методики проанализировано 5 партий сырья. Установлено, что содержание ПФр в корневищах и корнях девясила высокого может составлять 19,80–43,58%, поэтому в качестве
нижнего порога содержания выбрана величина 15%.
Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Л.М. ТАНХАЕВА, Г.В. ЧЕХИРОВА, Е.В. ПЕТРОВ
98
Градуировочные
графики: Frc (■), Inu
(▲), Inu′ (□)
Таблица 3. Метод «введено–найдено» (в раствор Inu вводится Frc)
Inu в аликвоте, мкг
Введено Frc, мкг
800
800
800
800
800
240
480
720
960
1200
Должно быть Frc,
мкг
1040
1280
1520
1760
2000
Найдено Frc,
мкг
1080
1270
1490
1702
1910
Ошибка
абc., мкг
+40
-10
-30
-58
-90
отн., %
3,85
0,78
1,97
3,30
4,50
Таблица 4. Метод «введено–найдено» (в раствор Inu вводится Inu)
Inu в аликвоте, мкг
Введено Inu, мкг
1000
1000
1000
1000
1000
0
250
500
750
1000
Должно быть Inu,
мкг
1000
1250
1500
1750
2000
Найдено Inu,
мкг
1038
1238
1566
1722
1980
Ошибка
абc., мкг
+38
-12
+66
-28
-20
отн., %
3,80
0,96
4,40
1,60
1,00
Таблица 5. Метод «введено–найдено» (в извлечение IH вводится Frc)
Inu в аликвоте, мкг
Введено Frc, мкг
624
624
624
624
624
624
0
240
480
720
960
1200
Должно быть Frc,
мкг
624
864
1104
1344
1584
1824
Найдено Frc,
мкг
624
870
1100
1316
1554
1762
Ошибка
абc., мкг
0
+6
-4
-28
-30
-62
отн., %
0,00
0,69
0,36
2,08
1,89
3,40
Таблица 6. Метод «введено–найдено» (в извлечение IH вводится Inu)
Inu в аликвоте, мкг
Введено Inu, мкг
306
306
306
306
306
0
200
400
600
800
Должно быть Inu,
мкг
306
506
706
906
1106
Найдено Inu,
мкг
306
492
732
930
1152
Ошибка
абc., мкг
0
-14
+26
+24
+46
отн., %
0,00
2,77
3,69
2,65
4,16
МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО …
99
Таблица 7. Метод варьирования величины пробы (n = 5, P = 0,95, tP,f = 2,78)
cInu, мкг/мл
4
8
12
16
20
А, опт.ед.
S2
Sx
  А , опт.ед.
E, %
0,179
0,351
0,493
0,634
0,729
2,95·10-5
2,42·10-3
5,25·10-5
4,25·10-5
2,48·10-4
3,63·10-4
3,24·10-3
2,91·10-3
7,03·10-3
8,50·10-3
0,007
0,009
0,008
0,020
0,024
3,77
2,47
1,64
3,08
3,24
Таблица 8. Анализ стандартного образца (n = 12, P = 0,95, tP,f = 2,21)
Вещество
Frc
Inu
Найдено Frc, %
Должно быть
Предлагаемая
методика
98,00
98,14
96,00
95,35
S2
Sx
 x, %
E, %
Е, %
2,11
3,02
0,42
0,50
0,92
1,11
0,94
1,16
0,14
0,68
Таблица 9. Метрологические характеристики разработанной методики (n = 10, P = 0,95, tP,f = 2,26)
Сырье*
x, %
S2
Sx
 x, %
E, %
1
2
3
4
5
26,20
42,69
32,78
34,55
19,80
0,48
0,55
0,48
0,27
0,17
0,22
0,24
0,22
0,17
0,13
0,49
0,53
0,49
0,37
0,30
1,86
1,24
1,50
1,08
1,52
*производители указаны в экспериментальной части.
Выводы
Определены оптимальные технологические параметры экстракции полифруктанов из корневищ и корней
девясила высокого: степень измельчения 0,5–1,0 мм, температура 98–100 °С, соотношение сырье: экстрагент
1:100, трехкратная экстракция в течение 60 мин.
Разработана методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов в корневищах и корнях девясила высокого. Проведенный метрологический анализ показал, что методика воспроизводима и достоверна.
Содержание полифруктанов в пересчете на фруктозу в корневищах и корнях девясила высокого для
коммерческих образцов сырья должно быть не менее 15%.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Исследование колориметрической реакции инулина с резорцином в зависимости от условий ее проведения // Химия растительного сырья. 2008. №1. С. 87–93.
Александров Ю.И., Беляков В.И. Погрешность и неопределенность результата химического анализа // Журнал
аналитической химии. 2002. Т. 57. №2. С.118–129.
Смагунова А.Н. Способы оценки правильности результатов анализа // Журнал аналитической химии. 1997.
Т. 52. №10. С. 1022–1029.
Булатов М.И., Калинкин И.П. Практическое руководство по фотоколориметрическим и спектрофотометрическим методам анализа. Л., 1976. 376 с.
Поступило в редакцию 24 марта 2007 г.
После переработки 12 октября 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 101–105.
УДК 615.32 + 581.19
БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВА И АНТИОКСИДАНТНАЯ
АКТИВНОСТЬ IN VITRO ПОЛИЭКСТРАКТА LOMATOGONIUM
CARINTHIACUM (WULFEN) A. BR.
©
П.Б. Лубсандоржиева
Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахъяновой, 6,
Улан-Удэ, 670047 (Россия) E-mail: bpunsic@mail.ru
Изучена антиоксидантная активность полиэкстракта из надземной части Lomatogonium carinthiacum (Wulfen) A. Br.
Липофильные вещества – каротиноиды, агликоны ксантонов, флавоноидов – вносят существенный вклад в суммарную
антиоксидантную активность полиэкстракта.
Введение
Надземная часть Lomatogonium carinthiacum (Wulfen) A.Br. (сем. Gentianaceae) использовалась в практике тибетской медицины в Забайкалье в качестве заменителя сырья sum cu tig – Saxifraga umbellulata Hook.
F. Еt Thoms. для лечения воспалительных заболеваний печени и желчного пузыря [1, 2]. Отвар L.
carinthiacum обладает в эксперименте диуретической и гистаминной активностями [3]. L. carinthiacum содержит флавоноиды (производные лютеолина), ксантоны, иридоиды (сверциамарин, эритроцентаурин), алкалоиды [3–5]. В отделе тибетской медицины ИОЭБ СО РАН изучали желчегонное действие L. carinthiacum
[6], химический состав [7].
Цель данной работы – оценить антиоксидантную активность (АОА) полиэкстракта из надземной части L.
carinthiacum (Wulfen) A. Br. и содержание в нем биологически активных веществ (БАВ).
Экспериментальная часть
Надземная часть L. carinthiacum для получения полиэкстракта собрана в фазу цветения в начале августа в
Иволгинском районе Бурятии в 2004 г. К 100 г н.ч. L. carinthiacum добавили 96% этанол в соотношении сырье:экстрагент (1:10) и экстрагировали дважды при комнатной температуре и при постоянном помешивании
в течение 2 ч. Извлечение отфильтровали, к шроту добавили 40% этанол в соотношении сырье:экстрагент
(1:10), экстрагировали (двукратная экстракция) при температуре 90 ± 5 °С в течение 1 ч. Извлечение отфильтровали, к шроту добавили горячую очищенную воду и экстрагировали при 100 °С в течение 1 ч. Спирт
отогнали на роторном испарителе, водные остатки шести извлечений объединяли, сепарировали, концентрировали до 1/5 объема, высушили в вакуум-сушильном шкафу. Выход полиэкстракта (экстракт 1) – 49,0–
53,5% от массы исходного сырья. Для удаления липофильных веществ 20 г экстракта последовательно экстрагировали до осветления извлечений гексаном, хлороформом (экстракт 2).
В полиэкстракте определяли содержание биологически активных веществ по известным методикам [8–
10]. Данные анализов приведены в таблице 1.
700 г н.ч. L. carinthiacum четырежды экстрагировали 60% этанолом при комнатной температуре в соотношении сырье:экстрагент (1 : 10). Спирт отогнали на роторном испарителе, водный остаток обработали
последовательно растворителями разной полярности. После удаления растворителей получили 22,5 г хлороформного, 13,715 г этилацетатного, 42,07 г бутанольного и 145 г водного извлечений. Общий выход экстрактивных веществ – 31,9%. Хлороформное извлечение разделили на колонке с силикагелем (элюция смесью хлороформ-этанол с возрастающей концентрацией последнего) на 2 части: содержащую γ-пироны
(фракция 1) и содержащую тритерпеновые соединения (фракция 2). Этилацетатную фракцию разделили на
колонке с полиамидом, элюент – этанол, водный раствор этанола возрастающей концентрации.
П.Б. ЛУБСАНДОРЖИЕВА
102
Для колоночной, тонкослойной, бумажной хроматографии использовали системы растворителей: гексан–
этилацетат, 7 : 3 (I), хлороформ–бензол, 5 : 1 (II), хлороформ (III), хлороформ–метанол, 7 : 3 (IV), этилацетат–
муравьиная кислота–уксусная кислота–вода, 100 : 11 : 11 : 26 (V), этилацетат–метанол–вода, 70 : 15 : 8 (VI),
ацетон–хлороформ–вода, 16 : 4 : 1 (VII), 15% уксусная кислота (VIII), бутанол–уксусная кислота–вода, 4 : 1 : 2
(IX). Для нисходящей хроматографии кумаринов использовали импрегнированную смесью формамид-ацетон
(1 : 1) бумагу. Для обнаружения ксантонов и флавоноидов использовали 3% спиртовый раствор алюминия
хлористого, пары аммиака, для тритерпеновых соединений – 1% раствор ванилина в концентрированной серной кислоте, 20% раствор фосфорновольфрамовой кислоты, для иридоидных соединений – 0,2% раствор диазотированной сульфаниловой кислоты, 20% водный раствор карбоната натрия.
Для обнаружения иридоидов 1,0 г полиэкстракта растворяли в 100 мл 70% этанола. 1 мл спиртового раствора полиэкстракта элюировали на колонке с окисью алюминия (масса сорбента – 3,0 г) 25 мл 70% этанола.
Элюат концентрировали до 2 мл, хроматографировали на пластинке с силикагелем в системе растворителей
VI, VII. Пластинку прогревают при 60 °С в течение 5 мин.
Для количественного определения ксантоновых агликонов 1,0 г (точная навеска) полиэкстракта четырежды
экстрагировали 20 мл хлороформа, растворитель удалили, сухой остаток растворили в 50 мл 96% этанола. 1 мл
извлечения элюировали на колонке с полиамидом (2,0 г масса сорбента) 25 мл 96% этанола. Колонку (диаметр
1,5 см) предварительно промыли дистиллированной водой и 96% этанолом. Измеряли оптическую плотность
на спектрофотометре при длине волны 328 нм на фоне 96% этанола, пропущенного через полиамидную колонку. В качестве стандартного образца использован спиртовый раствор сверциаперенина, пропущенного через колонку с полиамидом. Содержание ксантоновых агликонов (%) вычисляли по формуле
X 
D  C  50  25  100  100
,
D0  m  1  (100  w)
где D – оптическая плотность испытуемого раствора; C – концентрация раствора сверциаперенина, г/мл; Do
– оптическая плотность раствора сверциаперенина; m·– навеска полиэкстракта, г; w – влажность полиэкстракта, %.
Приготовление стандартного раствора сверциаперенина: 0,050 г (точная навеска) высушенного при 60 °С
вещества растворяют в 200 мл 96% этанола. 1 мл раствора элюируют на колонке с полиамидом 25 мл 96%
этанола.
Для определение антиоксидантной активности in vitro использована модельная система, представляющая
собой суспензию желточных липопротеидов. АОА извлечений определяли по способности тормозить
накопление продуктов, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой (ТБК) в суспензии желточных липопротеидов со спектрофотометрическим детектированием при 532 нм [11]. Величину АОА выражали в С ½,
(г/л)–1 – концентрации экстракта, необходимой для ингибирования образования малонового диальдегида
(МДА) на 50%. Данные опытов приведены в таблице 2.
Обсуждение результатов
Для разделения фракции 1 на колонке с силикагелем использовали системы растворителей I и II. Выделены индивидуальные соединения, идентифицированные как сверциаперенин (выход 0,385 г), декуссатин
(выход 0,013 г), сверхирин (выход 0,064 г), 1-гидрокси-4,6,8-триметоксиксантон (выход 0,365 г) по литературным данным [4, 5].
Сверциаперенин – 1,8-диокси-3,7-диметоксиксантон, желтые кристаллы, Т пл 184–186 °С, УФ спектр, λмах
(EtOH), нм: 241, 266, 312, 328, 386. R f – 0,55 (I), 0,44 (II).
1-окси-4,6,8-триметоксиксантон, желтые игольчатые кристаллы, Т пл 218–219 °С, УФ спектр, λмах (EtOH),
нм: 238 пл., 256, 281, 303, 335. R f –0,40 (I), 0,13 (II).
Декуссатин – 1-окси-3,7,8,-триметоксиксантон, желтые кристаллы, Т пл 155–157 °С, УФ спектр, λмах
(EtOH), нм: 243, 262, 312, 380. R f – 0,45 (I), 0,21 (II).
Сверхирин- 1,8-диокси-3,5 диметоксиксантон, желтые кристаллы, Т пл 187–189 °С, УФ спектр, λмах
(EtOH), нм: 238, 253, 277, 303 пл., 333. Rf – 0,60 (I), 0,57 (II).
Из фракции 2 выделены 2 тритерпеновых соединения, один из которых с достоверным образцом идентифицирован как олеаноловая кислота (выход – 0,32% от массы сырья). В хлороформной фракции извлечения присутствуют 3 кумариновых вещества, 2 из которых идентифицированы с достоверными образцами
как скополетин с Rf – 0,25 (II), 0,76 (импрегнированная БХ, III), 0,60 (VIII), 0,45 (IX) и умбеллиферон с R f –
БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВА И АНТИОКСИДАНТНАЯ …
103
0,40(II), 0,42 (импрегнированная БХ, III), 0,58 (VIII), 0,91 (IX). Из флавоноидных агликонов в хлороформной
фракции доминирует лютеолин с Rf – 0,9 (V). Из этилацетатной фракции выделен ксантоновый гликозид
мангиферин (выход 0,011 г) с Rf –0,30 (IV), 0,35 (VIII), 0,25 (IX), идентифицированный с достоверным образцом. Из бутанольной фракции извлечения выделен доминирующий флавоноидный гликозид (выход –
0,085 г) с Rf – 0,57 (IV), 0,64 (VIII), 0,40 (IX).
В полиэкстракте L. carinthiacum содержится наиболее полный комплекс полярных и неполярных БАВ
(табл. 1). УФ-спектр полиэкстракта, очищенного на колонке с окисью алюминия, имеет максимум поглощения
– λмах 240 нм, что совпадает с УФ-спектром иридоида сверциамарина [8]. На хроматограмме элюата (система
растворителей VI и VII) сверциамарин с Rf – 0,40 (VI), 0,32 (VII) проявляется в виде красного пятна (реактив
проявления – 0,2% раствор сульфаниловой кислоты и 20% раствор карбоната натрия), синего пятна (реактив
проявления – 1% ванилин в конц. серной кислоте). Для количественного определения иридоидов использован
удельный показатель поглощения сверциамарина при 240 нм, который равен 228,4 [8].
Для определения аналитической длины волны ксантоновых агликонов снимали УФ-спектры элюатов полиэкстракта (λмах 267 пл., 277 пл., 335 нм), хлороформной фракции полиэкстракта (λ мах 277 пл., 328 нм), гидролизата полиэкстракта (λмах 325 нм), очищенных на колонке с полиамидом. В качестве стандартного вещества выбран сверциаперенин, доминирующий компонент суммы ксантоновых соединений, максимум поглощения которого (328 нм) близок с максимумом поглощения хлороформной фракции полиэкстракта.
Установлен удельный показатель поглощения сверциаперенина при 328 нм – 516,9±2,7.
В липофильной части полиэкстракта содержатся агликоны ксантонов и флавоноидов, кумарины, тритерпены, каротиноиды. АОА полиэкстракта составляет 33,3 (г/л)–1, после удаления липофильных веществ – 18,2
(г/л)–1 (табл. 2). При этом после удаления липофильных веществ АОА ненамного увеличивается в диапазоне
малых доз экстракта (до 0,0125 мг/мл), но затем резко снижается из-за отсутствия эффективных гидрофобных
антиоксидантов. В диапазоне более высоких доз АОА экстрактов выравнивается.
АОА БАВ зависит не только от их структурных особенностей, но и от их локализации и распределения в
гидрофильной и гидрофобной фазах липидных мембран. Каротиноиды – ингибиторы пероксирадикалов и синглетного кислорода и, благодаря гидрофобной природе и способности встраиваться в липопротеидную структуру расходуются прежде гидрофильных АО. В реакции с пероксильными радикалами большинство каротиноидов проявляют только АОА, кроме β-каротина, который в высоких концентрациях и в присутствии ионов
железа может индуцировать свободно-радикальные реакции [12]. В нашем опыте вклад каротиноидов в суммарную АОА полиэкстракта из-за невысокого их содержания можно оценить как положительный.
Известно, что флавоноиды ингибируют ПОЛ на стадии как инициации, так и продолжения цепи, выступая донорами атомов водорода для перекисных радикалов. Образующиеся при этом флавоноидные радикалы вступают в реакции диспропрорционирования с другими радикалами. Флавон лютеолин – доминирующий флавоноид полиэкстракта L. carinthiacum, является эффективным ингибитором процессов ПОЛ [13, 14].
Кумарины, не имеющие В-кольцо, в отличие от флавоноидов, проявляют незначительную АОА [13]. АОА
эскулетина, оцененная по величине констант скоростей расщепления лактонного кольца, превышала таковую умбеллиферона, кумарина [15]. В механизме противовоспалительного действия растительных препаратов, в котором антиоксидантный потенциал БАВ является важным звеном, кумарины играют не последнюю
роль. Скополетин, умбеллиферон, эскулетин тормозят образование продуктов липоксигеназного пути метаболизма арахидоновой кислоты [16].
Таблица 1. Количественное содержание биологически активных веществ в полиэкстракте L. carinthiacum
и метрологические характеристики
Наименование
Каротиноиды в пересчете на β-каротин, мг %
Тритерпеновые сапонины в пересчете
на олеаноловую кислоту, %
Кумарины в пересчете на скополетин, %
Ксантоновые агликоны в пересчете
на сверциаперенин, %
Флавоноиды в пересчете на лютеолин, %
Полифенолы в пересчете на таннин, %
Иридоиды в пересчете на сверциамарин, %
Аскорбиновая кислота, %
Водорастворимые полисахариды, %
f
Xˉ
S xˉ
t(P,f)
x
Eˉ , %
4
4
9,95
16,50
0,1305
0,1923
2,78
2,78
0,3628
0,5346
3,65
3,24
6
10
0,43
1,02
0,0060
0,0179
2,45
2,23
0,0149
0,0399
3,47
3,92
6
4
10
4
2
1,90
6,03
5,84
7,52
2,0
0,0172
0,0652
0,1016
0,0743
0,0196
2,45
2,78
2,23
2,78
4,30
0,0423
0,1815
0,2265
0,2068
0,0844
2,23
3,01
3,88
2,75
4,22
П.Б. ЛУБСАНДОРЖИЕВА
104
Таблица 2. Антиоксидантная активность экстрактов
Наименование
С ½, мг/мл
Экстракт 1
Экстракт 2
0,030
0,055
0,0037
4
12
Ингибирование образования МДА, %
Концентрация экстрактов, мг/мл
0,0125
0,0375
0,1250
0,3750
19
62
83
88
24
39
76
88
0,6700
83
83
Ксантоны ингибируют ПОЛ, проявляют гепатопротекторное, противовоспалительное, антиязвенное, холеретическое, противотуберкулезное действия, ряд ксантонов ингибирует моноаминооксидазу типа А и В
[17, 18]. Гепатопротекторная активность ксантонов связана с их АОА. Так, защитные свойства 3замещенных ксантонов на модели токсического гепатита были более выражены, чем у признанного гепатопротектора силибина, АОА которого зависит от его локализации в водной фазе липидных мембран [19, 20].
Ксантоновый С-гликозид мангиферин также проявляет АОА, стабилизирует лизосомальные мембраны, в
экспериментах на крысах проявляет противовоспалительное действие, противоопухолевую и иммуностимулирующую активности [21].
Присутствующие в большом количестве в липофильной фракции полиэкстракта тритерпеновые соединения замедляют процесс ингибирования ПОЛ в диапазоне малых доз. Олеаноловая кислота – доминирующий
тритерпеноид полиэкстракта – является слабым АО по сравнению с другими фенольными АО [22].
Таким образом, флавоноидные и ксантоновые агликоны, кумарины, каротиноиды, содержащиеся в полиэкстракте L. carinthiacum обусловливают АОА полиэкстракта, при их удалении АОА экстракта уменьшается
в 1,8 раза. Слабые ингибиторы ПОЛ – тритерпеновые соединения – замедляют процесс ингибирования, при
их удалении АОА полиэкстракта при малых дозах незначительно увеличивается.
Выводы
Из надземной части L. carinthiacum получен полиэкстракт, содержащий сумму липофильных и гидрофильных веществ. Липофильная часть полиэкстракта, содержащая каротиноиды, агликоны флавоноидов,
ксантонов вносит существенный вклад в суммарную антиоксидантную активность полиэкстракта, которая
составляет 33,3 (г/л)–1, после удаления липофильных веществ – 18,2 (г/л)–1.
Список литературы
«Чжуд-ши»: канон тибетской медицины / пер. с тибетского Д.Б. Дашиева. М., 2001. 766 с.
Гаммерман А.Ф., Семичов Б.В. Словарь тибетско-латино-русских названий лекарственного растительного сырья, применяемого в тибетской медицине. Улан-Удэ, 1963.
3. Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование: семейства
Сaprifoliaceae – Plantaginaceae. Л., 1990. 326 с.
4. Sorig T., Toth I., Bujtas Gv. Isolierung von xanthonen aus Lomatogonium carinthiacum (Wulfen). Rchb. // Pharmazie.
1977. V. 32. H. 12. P. 803.
5. Schaufelberger D., Hostettmann K. Flavonoid glycosides and a bitter principle from Lomatogonium carinthiacum //
Phytochemistry. 1984. V. 23. №4. P. 787–789.
6. Самбуева З.Г., Цыренжапов А.В. Желчегонное растительное сырье традиционной медицины // Биоразнообразие экосистем Внутренней Азии. Улан-Удэ, 2006. С. 109–110.
7. Лубсандоржиева П.Б. Фитохимическая характеристика тонкоплодника дымянкового, гипекоума прямого, ломатогониума каринтийского, бадана толстолистного // Сб. научных трудов ВСГТУ. Серия: Химия биологически активных веществ. Улан-Удэ, 1995. Вып. 2. С. 14–19.
8. Даргаева Т.Д. Теоретическое и экспериментальное обоснование технологии и стандартизации многокомпонентных растительных лекарственных препаратов, применяемых при заболеваниях пищеварительной системы:
автореф. дис. … д-ра фарм. наук. М., 1994. 48 с.
9. Чемесова И.И., Чубарова С.Л., Саканян Е.И., Котовский Б.К., Чижиков Д.В. Спектрофотометрический метод
количественной оценки содержания полифенолов в сухом экстракте из надземной части Melilotus officinalis (L.)
Pall. и в его лекарственной форме (таблетках) // Раститительные ресурсы. 2000. Т. 36. Вып. 1. С. 86–91.
10. Российская Г.И., Лякина М.Н., Брутко Л.И. Определение тритерпеновых сапонинов в плодах боярышника //
Химия природных соединений. 1989. №2. С. 230–232.
11. Клебанов Г.И., Бабенкова И.В., Теселкина Ю.О. и др. Оценка антиокислительной активности плазмы крови с
применением желточных липопротеидов. // Лабораторное дело. 1988. №5. С. 59–62.
12. Polyakov N.E., Leshina V., Konovalova A., Kispert L.D. Carotenoids as scavengers of free radicals in a Fenton reaction: antioxidants or pro-oxidants? // Free Radic. Biol. Med. 2001. V. 31. №3. P. 398–404.
1.
2.
БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВА И АНТИОКСИДАНТНАЯ …
105
13. Arora A., Nair M.G., Strasburg G.M. Structure-activity relationships for antioxidant activities of a series of flavonoids
in a liposomal system // Free Radic. Biol. Med. 1998. V. 24. №9. P. 1355–1363.
14. Sadik C.D., Sies H., Schtwe T. Inhibition of 15-lipoxygenases by flavonoids: structure – activity relations and mode of
action // Biochem. Pharmacology. 2003. V. 65. P. 773–781.
15. Орлов Ю.Е. Химическое строение и антиоксидантная активность в ряду природных кумаринов // Химия природных соединений. 1986. №3. С. 367.
16. Парфенов Э.А., Смирнов Л.Д. Фармакологический потенциал антиоксидантов на основе кумарина (обзор) //
Химико-фармацевтический журнал. 1988. Т. 22. №12. С. 1438–1448.
17. Peres V., Nagem T.J. Trioxygenated naturally occurring xanthones // Phytochemistry. 1997. V. 44. №2. P. 191–214.
18. Peres V., Nagem T.J., De Oliveira F.F. Tetraoxygenated naturally occurring xanthones // Phytochemistry. 2000. V. 55.
P. 683–710.
19. Saua A., Scalese M., Lanza M., Marzullo D., Bonina F., Castelli F. Flavonoids as antioxidant agents: importance of
their interaction with biomembranes // Free Radic. Biol. Med. 1995. V. 19. №4. P. 481–486.
20. Fernandes E.R., Carvallo F.D., Remiao F.G., Bastos M.L., Pinto M.M., Gottlieb O.R. Hepatoprotective activity of
xanthones and xanthonolignoids against tert-butylhydroperoxide-induced toxicity in isolated rat hepatocytes –
comparison with silybin // Pharmaceutical Research. 1995. V. 12. №11. P. 1756–1760.
21. Chattopadhyay U., Chaudhuri L., Ghosal S. Immunostimulatory activity of mangiferin, a naturally occurring xanthonec-glucoside // Pharmaceutical Research. 1986. V. 3. №5. P. 307–308.
22. Шкарина Е.И. Изучение антиоксидантных свойств препаратов на основе лекарственного растительного сырья:
автореф. дис. … канд. фарм. наук. М., 2001. 28 с.
Поступило в редакцию 18 июня 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 107–110.
УДК 615.32 + 615.414
ПОЛУЧЕНИЕ ЭКСТРАКТА СУХОГО ИЗ 4-КОМПОНЕНТНОГО СБОРА
И СОДЕРЖАНИЕ В НЕМ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ ВЕЩЕСТВ
©
П.Б. Лубсандоржиева*, Т.А. Ажунова, К.Ц. Цыбанов
Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахъяновой, 6,
Улан-Удэ, 670047 (Россия) E-mail: bpunsic@mail.ru
Из 4-компонентного сбора получен полиэкстракт сухой, содержащий сумму биологически активных веществ разной
полярности и обладающий противовоспалительной активностью. Установлено, что оптимальными параметрами экстракции являются: степень измельчения сырья – 0,5–2,0 мм, экстрагент I и II экстракции – 80% этанол при комнатной
температуре при соотношении сырье:экстрагент 1 : (10–12) в течение 2 ч, экстрагент III и IV экстракции – 40% этанол
при температуре 905 °С в течение 1 ч.
Введение
Создание препаратов из растительного сырья в виде суммарных сухих экстрактов вместо отваров и
настоев выгодно с точки зрения экономичности и рациональности использования лекарственного сырья,
поскольку в этом случае обеспечивается максимальный выход биологически активных веществ (БАВ), повышается фармакотерапевтический эффект, облегчается проблема дозировки препарата.
Цель данной работы – разработать технологию получения экстракта из 4-компонентного сбора, содержащего наиболее полный комплекс БАВ и обладающего противовоспалительной активностью [1].
Экспериментальная часть
Сбор для лечения и профилактики хронического колита состоит из черных листьев Bergenia crassifolia
(L.) Fritsch. – 30%, цветков Matricaria chamomilla L. – 28%, травы Achillea millefolum L. – 24%, листьев
Mentha piperita L. – 18%. Фармакопейные виды сырья приобретены в аптечной сети, листья черные B.
crassifolia собраны в осенний период 2002–2003 гг. на хребте Улан-Бургасы Прибайкальского района Бурятии. Качество сырья соответствует требованиям ТУ 9373-028-03533369-02 «Листья черные (перезимовавшие) бадана толстолистного» (рег. уд. 77.99.02.937.Б.000127.08.03). Выбор оптимальных параметров экстракции липофильных веществ контролировали по выходу каротиноидов, среднеполярных – по выходу полифенолов. Содержание каротиноидов в извлечениях определяли спектрофотометрическим [2], полифенолов (дубильных веществ) – титриметрическим [3] методами.
Для определения полноты извлечения экстрактивных веществ из растительной смеси проведена последовательная исчерпывающая экстракция смеси растворителями разной полярности в аппарате Сокслета. Для
этого 30,0 г растительной смеси, измельченной до размеров частиц 0,5 мм, поместили в пакетик из фильтровальной бумаги, пакетик помещали в аппарат Сокслета, экстрагировали последовательно гексаном, хлороформом, 96% этанолом, 40% этанолом и кипящей водой до полного истощения сырья.
В полученных сухих экстрактах определено содержание флавоноидов в пересчете на лютеолин, антоцианов в пересчете на цианидин – 3,5-диглюкозид [3], аскорбиновой кислоты [4], арбутина [5], тритерпеновых
сапонинов в пересчете на урсоловую кислоту [6].
*
Автор, с которым следует вести переписку.
108
П.Б. ЛУБСАНДОРЖИЕВА, Т.А. АЖУНОВА, К.Ц. ЦЫБАНОВ
Обсуждение результатов
Получены 0,86 г (2,87%) маслянистого остатка гексанового; 2,61 г (8,7%) маслянистого хлороформного;
6,37 г (21,23%) маслянистого 96% спиртового; 4,33 г (14,43%) 40% спиртового и 1,44 г (4,80%) водного извлечений. Общий выход экстрагируемых липофильных и гидрофильных веществ составил 52,03%. Большая
часть экстрактивных веществ (68,5% от суммы экстрагируемых всеми растворителями веществ) извлекается
спиртом высокой и средней (96 и 40%) концентрации. Результаты опытов по выбору оптимальных параметров экстракции сбора представлены в таблицах 1 и 2.
Установлено, что каротиноиды наиболее полно извлекаются спиртом высокой концентрации – 80–96%, а
40% этанол экстрагирует максимальное количество полифенолов. Извлечения, полученные экстракцией
96% спиртом, после удаления спирта представляют собой маслянистую массу, плохо смешивающуюся с
водным остатком 40% этанольного извлечения. Для извлечения каротиноидов выбран 80% этанол. Учитывая термолабильность каротиноидов, извлечение их проводили при комнатной температуре. Установлено,
что при постоянном помешивании в течение 2 ч растительной смеси извлекается до 75% каротиноидов, при
втором контакте фаз – 21% (табл. 1). Для полноты извлечения каротиноидов достаточно двукратной экстракции 80% этанолом в течение 2 ч при постоянном помешивании.
Полифенолы наиболее полно извлекаются 40% этанолом. Установлено, что с использованием 40% этанола при температуре 905 °С в течение 1 ч извлекается до 79% полифенолов, при втором контакте фаз –
16%, при третьем – 5% (табл. 2). Для полноты извлечения полифенолов достаточно двукратной экстракции
40% этанолом в течение 1 ч при температуре 905 °С.
В результате проведенных исследований установлено, что оптимальными условиями экстрагирования
растительной смеси являются: 80% этанол для извлечения каротиноидов при комнатной температуре, 40%
этанол для извлечения полифенолов при температуре 905 °С, соотношение сырье:экстрагент – 1 : (10–12),
степень измельчения сырья – 0,5–2,0 мм, кратность экстракции – 4 (по две экстракции 80% в течение 2 ч
каждая и 40% этанолом в течение 1 ч каждая).
Предлагаемый способ позволяет получить препарат постоянного состава с выраженной противовоспалительной активностью, что обусловливается большим содержанием липофильных и гидрофильных веществ.
Выход готового продукта составляет 32–35%. Полученный сухой экстракт (условное название «Фитокол»)
представляет собой негигроскопичный порошок темно-коричневого цвета со специфическим запахом и
горько-вяжущего вкуса.
Таблица 1. Выбор оптимальных условий для экстракции каротиноидов из сбора
Испытуемый параметр
Выход каротиноидов, мг%
Экстрагент
Вода (90–100 оС)
–
Этанол 20%
–
40%
0,22
60%
0,73
80%
4,76
96%
5,98
Время экстракции, ч
I контакт фаз
1
3,32
2
5,07
4
5,17
6
5,21
Степень измельчения сырья, мм
0.5
1,0
2,0
3,0
5,0
Примечание: прочерк означает, что вещества не обнаружены.
Испытуемый параметр
Выход каротиноидов, мг%
Соотношение сырье : экстрагент
1:8
4,71
1 : 10
4,91
1 : 11
4.98
1 : 12
5,13
1 : 15
5,20
1 : 20
5,82
Выход каротиноидов, мг%
II контакт фаз
III контакт фаз
1,24
0,60
1,41
0,25
1,40
0,20
1,44
0,19
Выход каротиноидов, мг%
5,08
4,87
4,71
4,02
3,25
ПОЛУЧЕНИЕ ЭКСТРАКТА СУХОГО ИЗ 4-КОМПОНЕНТНОГО СБОРА …
109
УФ-спектры гексановых извлечении исходного сбора полиэкстракта имеют максимумы поглощения при
410, 440, 468-470 нм. При добавлении 2% раствора алюминия хлористого к аналитическим растворам извлечений в их УФ-спектре появляется максимум поглощения: хлороформного – при 400 нм, 96% этанольного –
при 400-405 нм, 40% этанольного – 395 нм, водного – при 390 нм, что совпадает с УФ-спектром лютеолина.
В качестве стандарта для определения флавоноидов выбран лютеолин.
Содержание БАВ в исходном сборе и полученном сухом полиэкстракте представлено в таблице 3.
Содержание в полиэкстракте «Фитокол» полифенолов в пересчете на таннин должно быть не менее
8,0%; каротиноидов в пересчете на -каротин должно быть не менее 15,0%.
Таблица 2. Подбор оптимальных условий для экстракции полифенолов из сбора
Испытуемый параметр
Выход полифенолов, %
Экстрагент
Вода (90-100 оС)
4,32
Этанол 20%
4,68
40%
5,64
60%
5,30
80%
3,48
96%
2,01
Степень измельчения сырья, мм
0.5
6,28
1,0
5,82
2,0
5,62
3,0
5,16
5,0
4,72
Время экстракции, ч
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
I контакт фаз
4,80
5,75
5,73
5,66
5,76
5,81
Испытуемый параметр
Выход полифенолов, %
Соотношение сырье : экстрагент
1:8
4,42
1 : 10
5,01
1 : 11
5,94
1 : 12
6,34
1 : 15
6,45
1 : 20
6,93
Температура экстракции, °С
4,72
40  5
5,25
60  5
5,75
80  5
5,94
90  5
100 (кипящая водяная баня)
6,03
Выход полифенолов,%
II контакт фаз
III контакт фаз
0,91
0,35
1,16
0,29
1,13
0,21
1,23
0,33
1,21
0,34
1,36
0,27
Таблица 3. Содержание биологически активных веществ в исходном сборе и полиэкстракте и шроте сбора
Наименование
Содержание биологически активных веществ в
исходном сборе
полиэкстракте
шроте сбора
Каротиноиды, мг%
6,98±0,41
16,2±0,05
–
Полифенолы%
9,45±0,11
9,77± 0,09
1,08±0,02
Флавоноиды,%
2,96±0,03
3,38 ±0,01
0,07±0,01
Антоцианы,%
0,056 ±0,003
1,35±0,01
0,02±0,001
Аскорбиновая кислота,%
5,91±0,02
6,58±0,02
0,83±0,004
Полисахариды,%
4,10±0,25
6,70±0,36
1,57±0,06
Арбутин,%
3,08±0,01
8,06±0,02
0,38±0,01
Тритерпеновые сапонины,%
1,04±0,04
1,96±0,05
0,83±0,04
Примечание: прочерк означает, что вещества не обнаружены
Выводы
Определены оптимальные параметры экстракции биологически активных веществ из 4-компонентного
сбора, предназначенного для лечения и профилактики хронического колита. Получен полиэкстракт, обладающий противовоспалительной активностью, экстракцией сбора, измельченных до размера частиц 0,5–
2,0 мм, при этом экстракцию проводят дважды 80% этанолом при комнатной температуре при соотношении
сырье:экстрагент 1 : (10–12) в течение 2 ч, третью и четвертую экстракцию проводят 40% этанолом при
температуре 905 °С в течение 1 ч, отфильтрованные спиртовые извлечения упаривают, объединяют, сепарируют, концентрируют, высушивают в вакуум-сушильном шкафу.
П.Б. ЛУБСАНДОРЖИЕВА, Т.А. АЖУНОВА, К.Ц. ЦЫБАНОВ
110
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Цыбанов К.Ц., Ажунова Т.А., Лубсандоржиева П.Б. Фармакологическая активность нового растительного
средства «Фитокол» // Биоразнообразие экосистем Внутренней Азии. Улан-Удэ, 2006. Т. 2. С. 121.
Евдокимова О.В., Самылина И.А., Нестерова О.В. Определение содержания суммы фосфолипидов и каротиноидов в плодах некоторых видов боярышника // Фармация. 1992. №6. С. 70–72.
Государственная Фармакопея СССР. Вып. 1: Общие методы анализа / МЗ СССР. 11-е изд., доп. М., 1987. 337 с.
Приступа Е.А., Попов Д.М. Совершенствование технологии приготовления и контроля качества витаминных
чаев // Актуальные проблемы фармацевтической технологии: науч. труды ВНИИФ. М., 1994. Т. 22. С. 151–159.
Лубсандоржиева П.Б. Антиоксидантная активность экстрактов Bergenia crassifolia (L.) Fritsch. и Vaccinium vitisidaeae L. in vitro // Химия растительного сырья. 2006. №4. С. 45–48.
Муравьев И.А., Шатило В.В., Семенченко В.Ф. Спектрофотометрический метод количественного определения
урсоловой кислоты // Химия природных соединений. 1972. №6. С. 738.
Поступило в редакцию 21 июня 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 111–114.
УДК 615.322:582.287.237
РАЗДЕЛЕНИЕ ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ ЧАГИ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ
ЭТИЛАЦЕТАТА. III. СОСТАВ ЛИПИДОВ, ОТДЕЛЯЕМЫХ ИЗ ВОДНОГО
ИЗВЛЕЧЕНИЯ ЧАГИ ЭТИЛАЦЕТАТОМ*
©
М.А. Сысоева, В.Р. Хабибрахманова**, В.С. Гамаюрова, Э.Ф. Зайнетдинова
Казанский государственный технологический университет, ул. К. Маркса, 68,
Казань, Республика Татарстан, 420015 (Россия) E-mail: ramven@rambler.ru
Статья посвящена исследованию нейтральных и полярных липидов водных извлечений, полученных из различных
образцов сырья чаги. Липиды из водных извлечений чаги экстрагировали этилацетатом. В этилацетатном слое в свободном состоянии определены нейтральные и полярные липиды различных классов. В эмульсионном слое, образуемом при
обработке водных извлечений чаги этилацетатом, липиды находятся в связанном состоянии с полифенолоксикарбоновым комплексом (ПФК). Для их изучения был применен щелочной гидролиз. Определен состав жирных кислот. Для
проведения исследований применялись тонкослойная хроматография (ТСХ) и газожидкостная хроматография (ГЖХ).
Установлены сходство и различия состава липидов, находящихся в свободном и связанном состоянии, а также проведено их сравнение в объектах исследования, полученных из различных образцов сырья.
Введение
Химический состав чаги исследован достаточно подробно [1]. Проанализированы эфирные и ацетоновые
извлечения гриба на присутствие веществ кислого, основного, фенольного характера и нейтральных веществ.
Спиртовые извлечения чаги проанализированы на присутствие среди неомыляемых веществ терпенов и
стеринов [2]. Было показано, что чага, относящаяся к грибам-возбудителям белой гнили, как и другие грибы
этого вида, синтезирует мало стеринов по сравнению с грибами-возбудителями бурой гнили. Неомыляемые
вещества в количестве 0,85–0,94% от сухого веса гриба хроматографировали на колонке с Al 2O3. Анализ
этой фракции показал, что ее состав неоднороден и содержит смесь различных стеринов и терпенов – 0,04–
0,13% от сухого веса гриба.
Основным компонентом дисперсной фазы коллоидной системы водного извлечения чаги является сложный ассоциат – полифенолоксикарбоновый комплекс (ПФК) [3].
В гидролизате полифенольного комплекса, полученного при применении в экстракции чаги ультразвука,
определено содержание карбоновых кислот – 6,64% [4]. С помощью ГЖХ были идентифицированы высшие
жирные кислоты, как нормального (н-С10, н-С12, н-С14), так и изостроения (i-С13, i-С15).
При длительном настаивании в воде при 70 ºС, т.е. в условиях получения водного извлечения чаги, в
настой могут переходить липиды различной структурной организации [5]. Ранее липидный состав водной
вытяжки чаги не исследовался.
Целью исследования – определение и сравнение качественного состава нейтральных и полярных липидов, отделяемых этилацетатом из водных извлечений чаги, полученных из различного сырья.
Экспериментальная часть
Для экстракции использовали сырье чаги, приобретенное в аптечной сети. Поставщики ООО «Травы
Башкирии» серия 270602, 2002 г., Уфа и ЗАО «Фирма Здоровье» серия 020605, 2005 г., Московская область,
Предыдущее сообщение: Сысоева М.А., Хабибрахманова В.Р., Минкин В.С., Гамаюрова В.С., Петрашень В.Е. Разделение водных извлечений чаги с использованием этилацетата. II. Парамагнитные свойства хромогенов чаги // Химия растительного сырья. 2007. №4. С. 105–109.
** Автор, с которым следует вести переписку.
*
112
М.А. СЫСОЕВА, В.Р. ХАБИБРАХМАНОВА, В.С. ГАМАЮРОВА, Э.Ф. ЗАЙНЕТДИНОВА
Красногорский район, далее обозначаются как первый образец сырья и второй образец сырья соответственно. Вытяжки получали согласно методике [6]. Выделение липидов проводили экстракцией водной вытяжки
чаги этилацетатом согласно методике [7]. Качественный состав липидов анализировали методом тонкослойной хроматографии на пластинках «Sorbfil» в следующих системах растворителей: петролейный эфир – диэтиловый эфир – уксусная кислота (90 : 10 : 1 для нейтральных липидов) и хлороформ – метанол – 28% аммиак (65 : 25 : 5 для полярных липидов). В качестве проявителей применяли 20% раствор сульфата аммония
и раствор хлорного железа (стерины и их эфиры) [8].
Щелочной гидролиз фракций липидов проводили метанольным 1 и 10% раствором гидроокиси калия при
температуре 60 °С. Липофильные вещества экстрагировали из гидролизатов петролейным эфиром (40–60 °С).
Жирнокислотный состав липидов устанавливали методом газожидкостной хроматографии (ГЖХ). Жирные кислоты анализировали в виде их метиловых эфиров на хроматографе «Шимадзу–GC-8A» с плазменноионизационным детектором с использованием насадочной колонки (2,0 м ×2,5 мм), заполненной с 5% ДЭГА
(Р) на Chromaton N-super в режиме программирования температуры. В качестве газа-носителя применяли
гелий со скоростью потока 30 мл/мин. Идентификацию кислот проводили сравнением относительных времен удерживания их метиловых эфиров по отношению к стандарту (18920 – LAMP).
Обсуждение результатов
Экстракция водного извлечения этилацетатом приводит к образованию трех слоев этилацетатного,
эмульсионного слоя в среде вода-этилацетат и водного. При этом происходит перераспределение веществ
водного извлечения, способных растворяться в этилацетате, в том числе липидов и фенолов.
Для идентификации и сравнения нейтральных и полярных липидов, извлекаемых этилацетатом из водных извлечений чаги, полученных из различного сырья, был проведен анализ этилацетатных и эмульсионных слоев с помощью одного из наиболее эффективных и универсальных методов разделения смесей липидов и их липофильных фрагментов – методом тонкослойной хроматографии (ТСХ).
Результаты ТСХ, перешедших в этилацетатные слои нейтральных липидов, постадийно извлекаемых из исследуемых водных извлечений чаги, приведены на рисунке 1. Нейтральные липиды этилацетатных слоев, полученных из разного сырья чаги, близки по составу. В них идентифицированы моно-, ди- и триацилглицериды,
стерины, жирные кислоты, о-алкилдиглицериды. На хроматограммах проявляется пятно с Rf = 0,88–0,89, что
может свидетельствовать о присутствии в объектах исследования углеводородов, триалкиловых эфиров глицерина, эфиров стеринов или восков. Они отличаются тем, что в этилацетатном слое, полученном при обработке
этилацетатом водного извлечения чаги второго образца сырья, содержатся о-диалкилдиглицериды.
Хроматограммы полярных липидов, перешедших в этилацетатные слои, постадийно извлекаемых из
водных извлечений чаги, приведены на рисунке 2. Полярные липиды этилацетатных слоев, полученных из
разного сырья чаги, значительно различаются по составу. Этилацетатный слой, полученный из первого образца сырья, содержит более разнообразный состав полярных липидов. Были идентифицированы фосфатидилэтаноламин, лецитин, сфингомиелин, фосфатидилинозит и лизолецитин. Пятна с R f = 0,03 на хроматограмме могут быть отнесены к фосфатидилсерину, лизофосфатидной или фосфатидной кислотам, имеющим
близкие значения Rf. В этилацетатном слое из второго образца сырья показано присутствие только фосфатидилэтаноламина или дигалактозилдиглицерида, которые имеют близкие значения Rf.
Для определения жирных кислот, перешедших в этилацетатный слой из второго образца сырья, последний после концентрирования был обработан гексаном, который затем проанализирован с применением
ГЖХ. Идентифицированы лауриновая (С12:0), миристиновая (С14:0), пентадекановая (С15:0), пальмитиновая
(С16:0), стеариновая (С18:0), олеиновая (С18:1) и линолевая (С18: 2) кислоты.
Для исследования липидов, перешедших в эмульсионный слой при обработке водного извлечения чаги
этилацетатом, их отделяли из эмульсионного слоя растворением в смеси хлороформ : спирт (1 : 2) [8]. Как
показано на рисунке 3 (нулевая точка на старте хроматограмм), свободных липидов не было обнаружено. В
коллоидных растворах эмульсионного и водного слоев формируются дисперсные фазы этих слоев (ПФК1 и
ПФК2 соответственно) [7].
Для определения липидов, находящихся в связанном состоянии, был проведен щелочной гидролиз исследуемых эмульсионных слоев метанольным 1% раствором гидроокиси калия в течение 14 и 18 ч. Каждая
проба анализировалась на наличие нейтральных и полярных липидов.
РАЗДЕЛЕНИЕ ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ ЧАГИ …
113
Примечание: Этилацетатные слои полученные на различных стадиях: А – из первого сырья; Б – из второго сырья
Рис. 1. Хроматограмма нейтральных липидов
этилацетатных слоев, сформированных при
обработке этилацетатом водных извлечений чаги,
полученных из различного сырья
А
Рис. 2. Хроматограмма полярных липидов
этилацетатных слоев, сформированных при
обработке этилацетатом водных извлечений чаги,
полученных из различного сырья
Б
Рис. 3. Проведение гидролиза метанольным 1% раствором гидроокиси калия. Хроматограмма
нейтральных липидов щелочных гидролизатов эмульсионных слоев, сформированных при обработке
этилацетатом водных извлечений чаги, полученных из первого сырья – А, из второго сырья – Б
Высвобождение связанных нейтральных липидов происходит ко второму часу гидролиза эмульсионных
слоев, что показано на рисунке 3. Состав связанных нейтральных липидов эмульсионных слоев аналогичен
соответствующему составу липидов этилацетатных слоев. Далее, по времени проведения гидролиза в гидролизатах начинают накапливаться продукты омыления моно-, ди- и триацилглицеридов. В гидролизате
эмульсионного слоя (первый образец сырья) омыление триацилглицеридов заканчивается к 12 ч, а в гидролизате эмульсионного слоя (второй образец сырья) – только к 16 ч. После шестнадцати часов проведения
гидролиза на хроматограмме гидролизата эмульсионного слоя (из второго образца сырья) наблюдаются
продукты реакции этерификации жирных кислот.
Для получения чистых метиловых эфиров жирных кислот, с целью установления состава жирных кислот
с помощью ГЖХ была подобрана более высокая концентрация гидролизующего агента. Как показано на
рисунке 4, применение метанольного 10% раствора гидроокиси калия позволяет получить эти соединения
уже через четыре часа от начала проведения гидролиза эмульсионного слоя.
Анализ жирных кислот, входящих в состав связанных липидов эмульсионных слоев, проведенный с помощью
ГЖХ, позволил обнаружить сходство и различие состава жирных кислот исследуемых объектов. В эмульсионных слоях (два вида сырья) идентифицированы миристиновая (С14:0), пальмитиновая (С16:0), олеиновая (С18:1) и
линолевая (С18:2) кислоты, кроме этих кислот в эмульсионном слое (первое сырье) обнаружены каприловая (С8:0),
каприновая (С10:0), лауриновая (С12:0), линоленовая (С18: 3) и эйкозеновая (С20:1), а в эмульсионном слое (второе
сырье) – тридекановая (С13:0), пентадекановая (С15:0), гептадекановая (С17:0) и стеариновая (С18:0) кислоты.
М.А. СЫСОЕВА, В.Р. ХАБИБРАХМАНОВА, В.С. ГАМАЮРОВА, Э.Ф. ЗАЙНЕТДИНОВА
114
Рис. 4. Проведение гидролиза метанольным 10%
раствором гидроокиси калия. Хроматограмма
нейтральных липидов щелочного гидролизата
эмульсионного слоя, сформированного при
обработке этилацетатом водного извлечения чаги,
полученного из второго сырья
Для анализа полярных липидов, находящихся в связанном состоянии в эмульсионном слое, проведена
обработка гидролизатов этого слоя (из второго сырья) последовательно петролейным эфиром, затем смесью
хлороформ:спирт (1 : 2). На хроматограмме гидролизата только после двухчасового гидролиза обнаружено
пятно с Rf = 0,03, которое может быть отнесено к фосфатидилсерину, лизофосфатидной или фосфатидной
кислотам, имеющим близкие значения Rf. Вероятно, в условиях щелочного гидролиза происходит разрушение полярных липидов либо их количество незначительно.
Как показало проведенное исследование, липиды имеют большое значение в формировании коллоидной
системы водного извлечения чаги. При обработке водного извлечения чаги этилацетатом они обнаружены
как в этилацетатном, так и в эмульсионном слоях. Вероятно, при экстракции чаги водой липиды, переходя в
коллоидную систему водного извлечения, ассоциируются с ПФК, образуя в нем гидрофобные участки. Выявленное отличие составов полярных липидов и жирных кислот, полученных из двух видов сырья, может
быть связано с различно протекающим метаболизмом гриба, зависящим от условий его роста. Среди
найденных в водных извлечениях чаги липидов к биологически активным относятся стерины, ненасыщенные и полиненасыщенные жирные кислоты, полярные липиды.
Выводы
1. Определен состав нейтральных, полярных липидов и жирных кислот, входящих в состав коллоидной
системы водных извлечений чаги, полученных из различных образцов сырья.
2. Установлено отличие нейтральных, полярных липидов и жирных кислот при получении водных извлечений из различного сырья чаги.
3. Показано отличие состава полярных липидов и жирных кислот в этилацетатном и эмульсионных слоях, образуемых при экстракции водного извлечения чаги этилацетатом.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Шиврина А.Н., Ловягина Е.В., Платонова Е.Г. О химическом составе чаги // Чага и ее лечебное применение
при раке IV стадии. Л., 1959. С. 55–62.
Шиврина А.Н., Ловягина Е.В. Характеристика древоразрушающих грибов по содержанию в них стероидных соединений // Кормовые белки и физиологически активные вещества для животноводства. М., Л., 1965. С. 59–64.
Кузнецова О.Ю., Гамаюрова В.С., Суханов П.П. Структурная организация и свойства полифенолов чаги //
Вестник Казанского технологического университета (КГТУ). 2005. №1. С. 244–250.
Рыжова Г.Л., Кравцова С.С., Матасова С.А., Грибель Н.В., Пашинский В.Г., Дычко К.А. Химические и фармакологические свойства сухого экстракта чаги // Химико-фармацевтический журнал. 1997. №10. С. 44–47.
Шиврина А.Н. Химическая характеристика действующих начал чаги // Продукты биосинтеза высших грибов и
их использование. М., Л., 1966. С. 49–55.
Сысоева М.А., Кузнецова О.Ю., Гамаюрова В.С., Халитов Ф.Г., Суханов П.П. Исследование золя водных извлечений чаги. II. Изменение изучаемой системы при проведении экстракции различными способами // Вестник Казанского технологического университета (КГТУ). 2003. №2. С. 172–179.
Юмаева Л.Р., Хабибрахманова В.Р., Сысоева М.А., Гамаюрова В.С. Извлечение липидов из водной вытяжки
чаги // Пищевые технологии: мат. Общероссийской конф. молодых ученых с межд. участием. Казань, 2006.
С. 118–119.
Кейтс М. Техника липидологии. М., 1975. 324 с.
Поступило в редакцию 16 июля 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 115–118.
УДК 547.814.5.94:577.153.4.047
СИНТЕЗ N-ЗАМЕЩЕННЫХ ПРОИЗВОДНЫХ АНАБАЗИНА
©
Р.Т. Тлегенов
Каракалпакский государственный университет им. Бердаха,
ул. акад. Ч. Абдирова, 1, г. Нукус, , Республика Каракалпакстан, 742012
(Узбекистан) E-mail: rustem_t@rambler.ru
Синтезированы ранее не описанные N-замещенные производные анабазина. Строение синтезированных соединений
установлено методами ИК и ПМР спектроскопии и масс-спектрометрии. Показано,что производные анабазина обладают
антибактериальной активности против музейных штаммов: Bac.subtilis v. mesentericus, Bac. subtilis v. niger, Bac. cereus v.
mycoides, Bac. brevis, Pseudomonas aeruginosa , Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas marginata, Хаntomonas саmpestris,
Escherichia coli в концентрациях 0,5–4,0 мг/мл in vitro.
Введение
Анабазин — главный алкалоид, содержащийся в ежевнике безлистном, его небольшие количества также
содержатся в табаке. Он применяется в ветеринарии для борьбы с вшивостью животных, для лечения стригущего лишая и чесотки у животных и т. д. [1]. Широкое исследование производных анабазина и продуктов
его превращения даст возможность получить эффективные препараты, которые могут найти применение в
медицине. Продолжая работы [2–4] по замещению водорода при азоте пиперидинового кольца анабазина на
различные радикалы, мы стремились получить их N-замещенные производные.
Цель работы – выделение и установление строения продуктов реакции взаимодействия анабазина с ароматическими альдегидами в присутствии муравьиной кислоты.
Экспериментальная часть
Чистоту синтезированных соединений контролировали методом ТСХ на пластинках Silufol UV-254
(Merck, Германия) элюент – хлороформ–этанол 2 : 1. ИК-спектры 1–2% растворов в хлороформе соединений
1–13 измерены на приборе Specord IR–75 в области 500–4000 см-1. Спектры 1H-ЯМР регистрировали на приборе Bruker AC-300 (Германия) (с рабочей частотой 300 МГц) в DMSO-d6; в качестве внутренного стандарта
использовали Me4Si. Масс-спектры сняты на приборе «Varian-MAT-311» при энергии ионизирующих электронов 70 ЭВ, величина ускоряющего наприжения 3 кВ, температура испарителя 80–100 °С. Погрешность
измерения – 3–5%. Для соединений, проявляющих оптическую активность, были определены углы вращения []2D5 в 0,5% ном хлороформном растворе при 25 °С на приборе «Polamat» (ГДР). Данные элементного
анализа соединений отвечали вычисленным. Исходный анабазин получен по методике [5–6].
N-фениланабазин (1). 0,05 моль анабазина, 0,1 моль альдегида и 0,1 моль муравьиной кислоты смешивали в кольбе, снабженной обратным холодильником. После этого реакционную смесь нагревали на водяной
бане до тех пор, пока не прекратилось выделение СО 2 (2–10 ч), затем охлаждали и обрабатывали при комнатной температуре 25% раствором нитрита натрия. После прибавления смесь оставляли стоять в течение
нескольких часов, затем обрабатывали до сильно щелочной реакции 10% раствором едкого натра и извлекали эфиром. Эфирный раствор сушили над прокаленном поташом. Растворитель отгоняли. Остаток очищали
методом колочной хроматографии и перекристаллизацией.
Выход 64%, масло. Rf = 0,70. nD2 0 1,5474. []2D5 (с 0,5, CHCl3)  79,8°. Найдено, %: С 81,06; H 7,98; N 11,15.
C17H20N2 вычислено, %: С 80,95; H 7,93; N 11,11.
116
Р.Т. ТЛЕГЕНОВ
ИК-спектр (ν, см–1): 3080, 3050, 3010 ; 2970, 2934, 2875, 1610, 1587.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6+CCI4, δ.м.д.): 8,63 (1Н, с), 8,30 (1Н, д, J=2,4 Гц), 7,7–7,9 (5Н, м), 7,69 (1Н, дд,
J=2,4, 8,4 Гц), 7,26 (1Н, д, J=8,4 Гц), 3,62 (2Н, дд, J=12, 4, 2,2 Гц), 3,21 (1Н, д, J=12 Гц), 2,75–2,84 (1Н, м),
2,02 (1Н, с), 1,43–1,94 (6Н, м).
Масс-спектр, m/z (I отн%): 252(М+, 17).
Аналогично были получены и другие N-замещенные производные анабазина.
N-2-гидроксифениланабазин (2). Выход 55%. масло. Rf = 0,71. nD2 0 1,5485. []2D5 (с 0,5, CHCl3)  44,3°.
Найдено, %: С 76,16; H 7,51; N 10,40. C17H20N2O вычислено, %: С 76,12; H 7,46; N 10,44.
ИК-спектр (ν, см–1): 3220, 3060, 3048, 3004, 2953, 2927, 2859, 1602.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ, м.д.): 8,61 (1Н, с), 8,49 (1Н, д, J = 4,6, 1,5 Гц), 7,72 (1Н, д, J=7,8,
1,8 Гц), 7,27 (1Н, дд, J = 7,6, 4,9 Гц), 6,9–7,2 (4Н, м), 3,63 (2Н, дд, J = 11, 2,1 Гц), 3,20 (1Н, д, J= 10,6 Гц),
2,74–2,83 (1Н, м), 2,02 (1Н, с), 1,45–1,92 (6Н, м).
13
С ЯМР (75 МГц,CDCl3): 148,0, 139,9, 133,7, 122,8, 59,2, 47,0, 34,0, 24,9, 24,6.
N-2,4-дигидроксифениланабазин (3). Выход 51%. Т. пл. 103–106 °С. Rf = 0,74. []2D5 (с 0.5,CHCl3) 
33,1°. Найдено, %: С 71,87; H 7,11; N 9,93. C17H20N2O2 вычислено, %: С 71,83; H 7,04; N 9,86.
ИК-спектр (ν, см–1): 3235, 3060, 3049, 3006, 2954, 2922, 2852, 1623.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,59 (1Н, с), 8,53 (1Н, д, J = 4,8, 1,8 Гц), 7,72 (1Н, д, J = 7,8,
1,7 Гц), 7,23 (1Н, дд, J = 7,7, 4,8 Гц), 6,8–7,1 (3Н, м), 3,65 (2Н, дд, J = 11, 2,2 Гц), 3,22 (1Н, д, J = 11 Гц), 2,73–
2,82 (1Н, м), 2,01 (1Н, с), 1,45–1,93 (6Н, м).
N-4-гидроксифениланабазин (4). Выход 48%. Т. пл. 98–101 °С. Rf = 0,78. []2D5 (с 0,5, CHCl3)  32,8°.
Найдено, %: С 76,17; H 7,50; N 10,48. C17H20N2O Вычислено, %: С 76,12; H 7,46; N 10,44.
ИК-спектр (ν, см–1): 3273, 3055, 3008, 2968, 2938, 2915, 2874, 2845,1617.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,59 (1Н, с), 8,52 (1Н, д, J = 4,7, 1,7 Гц), 7,73 (1Н, д, J = 7,8,
1,7 Гц), 7,6 (2Н, д, аром.), 7,24 (1Н, дд, J = 7,8, 4,7 Гц), 6,6 (2H, д, аром.), 3,63 (2Н, дд, J = 11, 2,2 Гц), 3,21
(1Н, д, J = 11 Гц), 2,75–2,85 (1Н, м), 2,00 (1Н, с), 1,47–1,96 (6Н, м).
N-4-метоксифениланабазин (5). Выход 50% масло. Rf = 0,70. nD2 0 1,5532. []2D5 (с 0,5,CHCl3)  68,7°.
Найдено, %: С 76,64; H 7,87; N 9,98. C18H22N2O вычислено, %: С 76,59; H 7,80; N 9,93.
ИК-спектр (ν, см–1): 3060, 3041, 3013, 2991, 2948, 2917, 2882, 2851, 1619.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,.60 (1Н, с), 8,49 (1Н, д, J = 4,7, 1,6 Гц), 7,71 (1Н, д, J = 7,5,
1,6 Гц), 7,7 (2Н, д, аром.), 7,22 (1Н, дд, J = 7,6, 4,6 Гц), 6,7 (2H, д, аром.), 3,82 (3H, c, CH 3O); 3,64 (2Н, дд,
J = 11, 2,2 Гц), 3,21 (1Н, д, J = 11 Гц), 2,73–2,84 (1Н, м), 2,01 (1Н, с), 1,46–1,95 (6Н, м).
N-4-гидрокси-3-метоксифениланабазин (6). Выход 56%. Т.пл. 123–125 °С. Rf = 0,82. []2D5 (с 0,5,
CHCl3)  56,5°. Найдено, %: С 72,53; H 7,43; N 9,42. C18H22N2O2 вычислено, %: С 72,48; H 7,38; N 9,39.
ИК-спектр (ν, см–1): 3215, 3090, 3065, 3045, 3020, 3010, 2970, 2930, 2915, 2890, 2880, 2845, 2820, 1620
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,62 (1Н, с), 8,51 (1Н, д, J = 4,8, 1,8 Гц), 7,74 (1Н, д, J = 7,8,
1,8 Гц), 7,23 (1Н, дд, J = 7,8, 4,8 Гц), 6,9–7,1 (3Н, м), 3,86 (3H, c, CH3O); 3,63 (2Н, дд, J = 11,2, 2,1 Гц), 3,22
(1Н, д, J = 11 Гц), 2,74–2,85 (1Н, м), 2,00 (1Н, с), 1,45–1,95 (6Н, м).
N-3,4-диметоксифениланабазин (7). Выход 62%, масло. Rf = 0,79, nD2 0 = 1,5518, []2D5 (с 0,5, CHCl3) 
94,1°. Найдено, %: С 73,15; H 7,73; N 9,01. C19H24N2O2 вычислено, %: С 73,07; H 7,69; N 8,97.
ИК-спектр (ν, см–1): 3090, 3058, 3028, 3004, 2965, 2936, 2910, 2872, 2847,1612.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,58 (1Н, с), 8,49 (1Н, д, J = 4,6, 1,6 Гц), 7,71 (1Н, д, J = 7,6,
1,6 Гц), 7,22 (1Н, дд, J = 7,6, 4,7 Гц), 6,9–7,2 (3Н, м), 3,70 (3H, c, CH3O); 3,72 (3H, c, CH3O), 3,65 (2Н, дд,
J = 11, 2,2 Гц), 3,22 (1Н, д, J = 11,2 Гц), 2,75–2,85 (1Н, м), 2,01 (1Н, с), 1,43–1,94 (6Н, м).
N-4-диметиламинофениланабазин (8). Выход 47%, масло. Rf = 0,63, nD2 0 =1,5543, []2D5 (с 0,5, CHCl3) 
68,7°. Найдено, %: С 77,33; H 8,51; N 14,27. C19H25N3 вычислено, %: С 77,28; H 8,47; N 14,23.
ИК-спектр (ν ,см–1): 3090, 3080, 3060, 3040, 3015, 3005, 2960, 2940, 2915, 2890, 2840, 2825, 1610.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6+CCI4, δ. м.д.): 8,62 (1Н, с), 8,51 (1Н, д, J = 4,8, 1,7 Гц), 7,73 (1Н, д, J = 7,8,
1,8 Гц), 7,6 (2Н, д, аром.), 7,22 (1Н, дд, J = 7,6, 4,7 Гц), 6,8 (2H, д, аром.), 3,61 (2Н, дд, J = 11, 2,2 Гц), 3,20
(1Н, д, J = 11 Гц), 3,05 (6Н, с, N(Me)2), 2,75–2,85 (1Н, м), 2,00 (1Н, с), 1,46–1,95 (6Н, м).
СИНТЕЗ N-ЗАМЕЩЕННЫХ ПРОИЗВОДНЫХ АНАБАЗИНА …
117
N-4-хлорфениланабазин (9). Выход 75%, масло. Rf = 0,49. nD2 0 = 1,5634, []2D5 (с 0,5, CHCl3)  90,1°.
Найдено, %: С 71,24; H 6,66; N 9,81. C17H19N2 Cl вычислено, %: С 71,20; H 6,63; N 9,77.
ИК-спектр (ν, см–1): 3090, 3070, 3040, 3010; 2957, 2924, 2853, 1606, 952.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6+CCl4, δ. м.д.): 8,65 (1Н, с), 8,46 (1Н, д, J = 4,7, 1,6 Гц), 7,72 (1Н, д, J = 7,8,
1,7 Гц), 7,6 (2Н, д, аром.), 7,23 (1Н, дд, J = 7,8, 4,7 Гц), 6,9 (2H, д, аром.), 3,64 (2Н, дд, J = 11,2, 2,1 Гц), 3,20
(1Н, д, J = 11,3 Гц), 2,71–2,83 (1Н, м), 2,02 (1Н, с), 1,45–1,93 (6Н, м).
Масс-спектр, m/z (I отн%): 286 (М+, 52 )
N-3-бромфениланабазин (10). Выход 73%, масло. Rf = 0,55, nD2 0 = 1,6271, []2D5 (с 0,5, CHCl3)  161,7°.
Найдено, %: С 61,68; H 5,69; N 8,50. C17H19N2Br вычислено, %: С 61,63; H 5,74; N 8,46.
ИК-спектр (ν, см–1): 3090, 3080, 3045, 3015, 2958, 2937, 2920, 2880, 2845, 2820, 1610, 780.
N-4-бромфениланабазин (11). Выход 70%, масло. Rf = 0,62, nD2 0 = 1,6215, []2D5 (с 0,5, CHCl3)  135,2°.
Найдено, % : С 61,43; H 5,63; N 8,55. C17H19N2Br вычислено, % : С 61,63; H 5,74; N 8,46
ИК спектр (ν, см–1): 3080, 3060, 3045, 3005, 2980, 2950, 2920, 2880, 2850, 1603, 774.
N-3-нитрофениланабазин (12). Выход 75%. Т.пл. 92–95 °С. Rf = 0,38, []2D5 (с 0,5, CHCl3)  161,7°.
Найдено, %: С 68,57; H 6,41; N 13,90. C17H19N3O2 вычислено, %: С 68,68; H 6,39; N 14,14.
ИК-спектр (ν, см–1): 3110, 3090, 3060, 3040, 3030, 3007, 2990, 2955, 2920, 2900, 2980, 2945, 1617, 1572.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,63 (1Н, с), 8,55 (1Н, д, J = 4,9, 1,8 Гц), 7,78 (1Н, д, J = 7,8,
1,9 Гц), 7,22 (1Н, дд, J = 7,6, 4,7 Гц), 6,8–7,2 (4Н, м), 3,63 (2Н, дд, J = 12,4, 2,2 Гц), 3,21 (1Н, д, J = 12 Гц),
2,74–2,87 (1Н, м), 2,03 (1Н, с), 1,45–1,97 (6Н, м).
N-4-нитрофениланабазин (13). Выход 78%. Т.пл. 119–121 °С. Rf = 0,46, []2D5 (с 0,5, CHCl3)  105,3°.
Найдено, %: С 68,71; H 6,43; N 14,18. C17H19N3O2 вычислено, %: С 68,68; H 6,39; N 14,14.
ИК-спектр (ν, см–1): 3117, 3090, 3075, 3058, 3043, 3008, 2972, 2953, 2920, 2900, 2949 ,1612, 1584.
Спектр 1Н ЯМР (ДМСО-d6 + CCl4, δ. м.д.): 8,60 (1Н, с), 8,50 (1Н, д, J = 4,8, 1,7 Гц), 7,74 (1Н, д, J = 7,8,
1,8 Гц), 7,7 (2Н, д, аром.), 7,25 (1Н, дд, J = 7,8, 4,8 Гц), 6,7 (2H, д, аром.), 3,65 (2Н, дд, J = 11, 2,2 Гц), 3,22
(1Н, д, J = 11 Гц), 2,75–2,85 (1Н, м), 2,00 (1Н, с), 1,46–1,95 (6Н, м).
Масс-спектр, m/z (I отн%): 297(М+, 43)
Обсуждение результатов
Рассматриваемая реакция замещения у вторичной аминогруппы анабазина отличается простотой, мягкими условиями проведения и доступностью реагентов.
При взаимодействии анабазина с ароматическими альдегидами в присутствии муравьиной кислоты были
синтезированы N-замещенные производные по схеме:
4'
3'
4
3
5
6
5'
2'
N
H
2
N
6'
3'
4
RCHO
5
OH
R:
5'
'
3 2
N
6
HCOOH
4'
6'
2
R
N
OH
HO
H 3 CO
HO
HO
H3 CO
(1)
(2)
(3)
(4)
(5)
(6)
H3 CO
Me 2 N
H3 CO
CI
O2 N
Br
Br
(7)
(8)
(9)
O2N
(10)
(11)
(12)
(13)
Р.Т. ТЛЕГЕНОВ
118
Полученные соединения выделены в виде масла и кристаллических веществ. Выходы продуктов реакции
– 47–78%. При этом выходы продуктов зависят от природы заместителя в ароматическом кольце азометина.
Электронодонорные заместители (OH, СН3О–) в бензольном кольце приводит к уменьшению выхода целевых продуктов, а введение электроноакцепторных (NO2, Br, Cl) групп, напротив, увеличивает выход продуктов. Хорошие выходы получены в реакции с бром- и нитробензальдегидами (70–78%). Строение синтезированных соединений подтверждено данными ИК-, ПМР-спектроскопии, а также данными элементного
анализа. В ИК-спектрах 1–13 имеются характерные полосы для колебаний С–Н-связей насыщенных фрагментов при 2820–2990 см–1 и ароматических 3004–3117 см–1. В ПМР-спектрах 1–13 однозначно идентифицированы сигналы , ,  протонов пиридинового цикла анабазина при 8,58–8,65 м.д. 8,30–8,55 м.д., 7,22–
7,27 м.д. и 7,71–7,78 м.д., а также сигналы, соответствующие протонам ароматических фрагментов в виде
дублетов 6,8 м.д. и 7,6 м.д., а мультиплетов при 6,8–7,2 м.д. Сигналы протонов пиперидинового цикла Н 2 и
Н6 проявляются при диапазонах 3,61–3,65 м.д.; 3,20–3,22 м.д. характерные для транс-конфигурации Nзамещенных производных анабазина. Наличие других сигналов определяется характером заместителя. В
масс-спектрах соединений 1–13 наблюдаются характерные пики с максимальной интенсивностью иона с m/z
163, 161, 84, кроме того, пики ионов с m/z 189, 187, 175, 119, 106, 105 и 36, характерные для анабазиновых
алкалоидов.Также при α-разрыве пиперидинового кольца образуется ион-радикал с m/z 162, 133 и 119. Характерные изменения угла вращения []2D5 синтезированных производных анабазина также служат подтверждением транс-конфигурации структуры.
Синтезированные вещества были исследованы на тест-культур микроорганизмов музейных штаммов:
Bac. subtilis v. mesentericus, Bac. subtilis v. niger, Bac. cereus v. mycoides, Bac. brevis, Pseudomonas aeruginosa,
Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas marginata, Хаntomonas саmpestris, Escherichia coli по методике работы [7]. При концентрациях 0,5, 1,0, 2,0 и 4,0 мг/мл отмечалось ингибирование бактерий, причем оно возрастало с увеличением концентрации соединений. Среди синтезированных соединений 1–13 выявлено усиление антибактериальной активности при введении в структуру метокси- и нитро-группы.
Данные биологических исследований дают основания для продолжения поиска эффективных антибактериальных препаратов среди производных алкалоида анабазина.
Выводы
Таким образом, при взаимодействии алкалоида анабазина с соответствующими ароматическими альдегидами в присутствии муравьиной кислоты были получены их N-производные с выходами 47–78%. Полученные спектральные данные и характерные изменение угла вращения []2D5 синтезированные Nзамещенные производные анабазина позволяют сделать вывод о том, что в ходе данной реакции сохраняется
транс-конфигурация структуры. Показано, что 1–13 обладают антибактериальной активностью против музейных штаммов: Bac. subtilis v. mesentericus, Bac. subtilis v. niger, Bac. cereus v. mycoides, Bac. brevis,
Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas marginata, Хаntomonas саmpestris,
Escherichia coli при концентрациях 0,5–4,0 мг/мл in vitro.
Таким образом, введение в пиперидиновое кольцо анабазина различных радикалов позволяет получать
новые оригинальные соединения, обладающие определенной биологической активностью.
Автор благодарен сотрудникам микробиологической лаборатории Нукусского филиала ТашПМИ за
помощь при определении антимикробных свойств синтезированных соединений.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Садыков А.С. Химия алкалоидов Anabasis aphylla. Ташкент, 1956. 223 с.
Далимов Д.Н., Гафуров М.Б., Камаев Ф.Г., Абдувахабов А.А. // Химия природных соединений. 1987. С. 561.
Газалиев А.М., Журинов М.Ж, Тилябаев З., Далимов Д.Н., Муканова К.Д, Дюсембаев С.А. // Химия природных
соединений. 1989. С. 584.
Абдувахабов А.А., Садыков А.А., Далимов Д.Н., Асланов Х.А. Алкалоиды и их производные как инструмент
для изучения холинергической системы. Ташкент, 1984. 288 с.
Захаров В.П., Либизов Н.И., Асланов Х.А. Лекарственные вещества из растений и способы их производства.
Ташкент, 1980. С. 95–96.
Орехов А.П. Химия алкалоидов растений СССР. М., 1965, С. 46.
Методические указания по определению чувствительности микроорганизмов к антибиотикам методом диффузии в агар с использованием дисков. М., 1962. 16 с.
Поступило в редакцию 31 марта 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 119–122.
УДК 547.491.8.04:547.879.07:678.044.2:678.746.222
РАСТИТЕЛЬНЫЕ ФЕНОЛЫ В КАЧЕСТВЕ АЛЬТЕРНАТИВЫ
ТЕХНОГЕННЫМ ФЕНОЛАМ ДЛЯ ПОЛУЧЕНИЯ ИНГИБИТОРОВ
ТЕРМОПОЛИМЕРИЗАЦИИ ПРИ ПЕРЕРАБОТКЕ ЖИДКИХ ПРОДУКТОВ
ПИРОЛИЗА НЕФТЯНЫХ УГЛЕВОДОРОДОВ

А.А. Левчук*, А.Ф. Гоготов, В.А. Бабкин, Л.А. Остроухова, О.И. Баранов, И.И. Батура, Д.В. Гендин
Институт химии СО РАН, ул. Фаворского, 1, Иркутск, 664033 (Россия)
Иркутский государственный технический университет, ул. Лермонтова, 83,
Иркутск, 664074, (Россия)
ОАО Ангарский завод полимеров, а/я 93, Ангарск Иркутской обл. (Россия)
665830, E-mail: gogotovAF@istu.edu
Предложен новый источник эффективных ингибиторов полимеризационных процессов для нефтехимической промышленности – полифенолы, выделенные из древесины и другого растительного сырья. На примере дигидрокверцетина
– известного растительного полифенола и эффективного антиоксиданта – показана высокая антирадикальная активность
данного класса соединений как антиполимеризаторов в промышленных нефтехимических процессах.
Работа выполняется при финансовой поддержке РФФИ (грант № 05-08-50097).
Практика работы российских нефтехимических производств основных мономеров – этилена и пропилена
– в последние 10–15 лет показывает, что независимо от фирмы-производителя в качестве ингибитора нежелательной полимеризации олефиновых углеводородов наиболее часто используют композиции, в составе
которых как активное начало выступают представители либо пространственно-затрудненных фенолов (ПЗФ
– ионола или третбутилпирокатехина – ТБПК), либо пространственно-замещенных ароматических диаминов. В последние годы на рынке ингибиторов все чаще стали предлагать образцы композиций, содержащих
нитроксильные радикалы (НР), из множества которых можно отметить отечественный препарат «ИПОН»
[1,2]. Он относительно недорог, но механизм взаимодействия НР с активными радикальными частицами
технологических растворов весьма неоднозначен и требует дополнительного исследования. Поэтому несмотря на активную рекламную кампанию, не следует ожидать расширения применения ингибиторов этого
класса в ближайшее время.
Практика использования ингибиторов в основном производстве Ангарского завода полимеров за всю
его 30-летнюю историю основывалась большей частью на применении ингибиторов именно фенольного
ряда [3–7], среди которых широко известны такие препараты, как «ФЧ-16», «ПКФ», ТБПК. Ингибиторы фенольного ряда отличаются высокой эффективностью, что наиболее очевидно фиксировалось при ежегодном
вскрытии оборудования в процессе планового ремонта (рис. 1).
Отличительной чертой фенольных соединений как класса ингибиторов является их способность, особенно на основе двухатомных фенолов, в условиях процесса к генерации так называемых вторичных ингибиторов, часто по своим ингибирующим свойствам превосходящих или, как минимум, не уступающих исходным фенольным соединениям [3].
*
Автор, с которым следует вести переписку.
120
А.А. ЛЕВЧУК, А.Ф. ГОГОТОВ, В.А. БАБКИН, Л.А. ОСТРОУХОВА И ДР.
Рис. 1. Трубное пространство Т-58
Однако в связи с ужесточением экологических требований ингибиторы, полученные фракционированием
техногенных фенольных фракций термической переработки угля, практически утратили свои позиции на
рынке, несмотря на свою высокую эффективность и относительно низкую стоимость. Недавно в отношении
коксохимических фенолов нами было найдено техническое решение, с полным основанием позволяющее
говорить о разработке нового поколения эффективных ингибиторов. Способ заключается в целенаправленной сшивке фенолов с получением олигомеров, не растворимых в воде, но растворимых в органических растворителях и обладающих по сравнению с исходными немодифицированными фенолами повышенной ингибирующей активностью и другими улучшенными технологическими характеристиками [8].
В отношении фенолов, полученных из древесины, нами экспериментально установлено, что недостатки
древесно-смоляного ингибитора «ДСИ» [9], особенно касательно низкой ингибирующей активности пиролизных древесных фенолов, практически неустранимы. Требуется разработка принципиально новых технологий выделения фенольных соединений из растительной ткани, не связанных с пирогенной обработкой
сырья. Высокое содержание фенолов как в виде полимерного образования – лигнина, так и в виде различных индивидуальных соединений в составе экстрактивных веществ растительной ткани позволяет рассматривать возобновляемое сырье как неисчерпаемый источник разнообразных фенольных соединений [10]. Поскольку в составе растительных фенолов имеется значительное количество именно многоатомных фенолов
– производных пирокатехина и пирогаллола [11], разработка технологии их селективного выделения представляется достаточно перспективной. Эти рассуждения основаны на данных о высокой антиокислительной
активности экстрактов полифенолов из различных видов растительного сырья, что отражается во все расширяющемся их использовании в составе различных биологически активных добавок. Установлено, что для
достижения максимального выхода из растительного сырья веществ с антиоксидантными свойствами и целей использования экстрактов возможно применение широкого ассортимента экстрагентов начиная с воды и
заканчивая системами органических растворителей [12]. В работе [13] оценивался суммарный антиоксидантный эффект фенольных соединений различных классов, присутствующих в исследованных экстрактах
по реакции с дифенилпикрилгидразилом. Поскольку в технологических процессах нефтепереработки и
нефтехимии в силу высокой пожаро- и взрывоопасности присутствие кислорода исключено, имеет смысл
говорить только об антирадикальной, а не антиоксидантной природе исследуемых субстратов. Для исследуемых нефтехимических процессов количественным методом оценки антирадикальной активности ингибиторов является снижение выхода полимера при термообработке технологических растворов. Поэтому в качестве показателя эффективности ингибиторов нами рассматривался брутто-процесс образования полимера
в стандартных условиях (130 °С, 1 ч), который оценивался по выходу фактических смол на приборе «ПОС77М».
Нами экспериментально испытан в качестве ингибитора промышленных радикальных процессов (нежелательной термополимеризации) такой препарат, как дигидрокверцетин (ДКВ) [14], представитель класса
флаваноидов. ДКВ представляет собой трехядерное фенольное соединение, в котором резорциновый (или
флороглюциновый) и пирокатехиновый фрагменты соединены через кислородсодержащий пираноновый
гетероцикл, содержащий также гидроксильную группу:
РАСТИТЕЛЬНЫЕ ФЕНОЛЫ В КАЧЕСТВЕ АЛЬТЕРНАТИВЫ …
OH
,
2
8a
O
2
4a
4
3
A
6
3
1
8
HO
5
OH
121
B
,
4
,
OH
OH
O
Рис. 2. Зависимость
эффективности
ингибирования от
расхода ДКВ
Эффективность
ингибирования, %
Содержание дигидрокверцетина в экстракте после кристаллизации составляет ~92–94%; остальное приходится на сопутствующие флавоноиды – дигидрокемпферол (до 6%) и нарингенин (до 2%) [15].
Это природное конденсированное фенольное соединение класса флаваноидов показало в лабораторных
условиях весьма высокий ингибирующий эффект при термообработке пироконденсатов установки ЭП-300
Ангарского завода полимеров. Ингибирующий эффект уже при минимальном расходе 0,01 масс.% составляет 67,3%. Максимум ингибирующей активности ДКВ составляет 77,8% и приходится на расход 0,03 масс.%
(рис. 2). Эти показатели ингибирующей активности близки соответствующим показателям других синтетических импортных индивидуальных ингибиторов, например ТБПК [16].
В настоящее время данный продукт пользуется весьма широким спросом в таких областях жизнеобеспечения человека, как медицинская, фармацевтическая и пищевая промышленность. Его используют в качестве
эффективного природного антиоксиданта, нетоксичного консерванта, профилактического средства для укрепления сердечно-сосудистой системы и т.д. [17]. Почти неизвестно его применение в сфере тяжелого органического синтеза. Учитывая практически неисчерпаемую именно в России сырьевую базу – древесина хвойных
пород – для получения данного продукта и сравнительно несложную технологию его экстрактивного выделения из древесной ткани [18,19], можно считать, что открыт новый источник для получения эффективных ингибиторов для нефтехимических процессов. Экспериментальная проверка показала, однако, что для широкого
внедрения данного продукта в нефтехимические производства необходимо устранение некоторых технологических недостатков ДКВ как ингибитора промышленных полимеризационных процессов, например, его растворимость в горячей воде. Многие известные сегодня производные ДКВ не обладают растворимостью в воде.
ДКВ, как известно [20], очень легко вступает в различные реакции химической модификации. Фенольные соединения растительного происхождения являются экологически безопасными продуктами, значительно отличающимися по своим органолептическим и токсикологическим свойствам от техногенных фенольных фракций, так как не обладают ни вкусом, ни запахом, для них также характерна пониженная растворимость в холодной воде.
Конечно, использование ДКВ в такой отрасли, как тяжелый органический синтез, на первый взгляд кажется преждевременным (пока не насыщен еще рынок лекарств России), тем более, что исследования механизма действия ДКВ на молекулярном и клеточном уровне далеки от завершения. Однако необходимо
учесть, что основной источник ДКВ – древесина лиственницы – является основной хвойной породой лесов
Сибири (до 70%) [21], особенно в Иркутской области и в Республике Саха-Якутия, и каждый кубометр этой
древесины способен дать до 10 кг ДКВ, а ежегодное воспроизводство биомассы лесов значительно превышает современное лесопотребление.
90,0
80,0
70,0
60,0
50,0
40,0
30,0
20,0
10,0
0,0
67,3
73,8
77,8
73,6
0,0
0
0,01
0,02
0,03
0,04
Концентрация ингибитора, % масс
0,05
А.А. ЛЕВЧУК, А.Ф. ГОГОТОВ, В.А. БАБКИН, Л.А. ОСТРОУХОВА И ДР.
122
Ситуация же со многими вспомогательными веществами на рынке России такова, что доминируют в основном импортные препараты, поэтому развитие собственной ресурсной и конкурентоспособной базы
вспомогательных реагентов, к которым относятся и ингибиторы полимеризации, тем более опирающейся на
экологически безопасные и воспроизводимые продукты, вполне своевременно и может иметь хорошую
технологическую и коммерческую перспективу.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
21.
Патент №2128171 РФ. Способ ингибирования процесса полимеризации диолефиновых углеводородов // Патанова И.М., Суровцев А.А., Павлов С.Ю. и др. // БИ. 1999. №9. С. 327.
Патент 2106331 РФ. Способ ингибирования процесса полимеризации винилароматических углеводородов.//
Н.П.Борейко, И.М.Патанова, А.А.Суровцев и др. / БИ. 1998. №7. С. 212.
Курбатов В.А., Лиакумович А.Г., Кирпичников П.А. Практика использования фенольных ингибиторов в процессах получения мономеров // Нефтехимия. 1983. Т. 23. №1. С. 118–120.
Беренц А.Д., Воль-Эпштейн А.В., Мухина Т.Н. и др. Переработка жидких продуктов пиролиза. М., 1985.
С. 59–60.
Новичихин Д.Н., Заказов А.Н., Гоготов А.Ф. Применение широкой 220–285 °С фракции двухатомных экстрактивных фенолов для ингибирования полимерообразования при переработке полупродуктов пиролиза // Химическая промышленность. 1998. №1. С. 20–21.
Гоготов А.Ф., Амосов В.В., Таюрский В.А и др. Опытно-промышленные испытания третбутилпирокатехина в
качестве ингибитора полимерообразования в пироконденсатах // Производство и использование эластомеров.
2002. №1. С. 3–9.
Гоготов А.Ф., Амосов В.В., Иванова А.В. и др. Промышленные испытания третбутилпирокатехина в качестве
ингибитора в производствах ЭП-300 и «Пиротол» Ангарского завода полимеров // Нефтепереработка и нефтехимия. 2004. №3. С. 31–33.
Патент 2265005 РФ. Ингибитор термополимеризации при переработке полупродуктов пиролиза и способ его
получения / Гоготов А.Ф., Иванова А.В., Гусаров С.В., Станкевич В.К. // БИ. 2005. №33. С. 126.
Гоготов А.Ф., Завьялова А.А., Левчук А.А. Влияние происхождения техногенных фенолов для использования
их в качестве сырья для получения ингибиторов полимеризационных процессов нефтехимических производств
// Химия растительного сырья. 2006. №3. С. 49–52.
Фенгел Д., Вегенер Г. Древесина. Химия, ультраструктура, реакции. М., 1988. 512 с.
Блажей А., Шутый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. М., 1977. 240 с.
Базыкина Н.И., Николаевский А.Н., Филиппенко Т.А., Калоерова В.Г. Оптимизация условий экстрагирования
природных антиоксидантов из растительного сырья // Химико-фармацевтический журнал. 2002. Т.36. №2.
С. 46–49.
Филиппенко Т.А., Белая Н.И., Николаевский А.Н. Фенольные соединения растительных экстрактов и их активность
в реакции с дифенилпикрилгидразилом // Химико-фармацевтический журнал. 2004. Т. 38. №8. С. 34–36.
Патент 2270204 РФ. Ингибитор термополимеризации при переработке жидких продуктов пиролиза / Гоготов А.Ф., Цветков В.В., Бабкин В.А. // БИ. 2006. №5.
Бабкин В.А., Остроухова Л.А., Дьячкова С.Г. и др. Безотходная комплексная переработка биомассы лиственниц сибирской и даурской // Химия в интересах устойчивого развития. 1997. №5. С. 105–115.
Гоготов А.Ф., Турова А.В., Чертков А.М. и др. Разработка эффективных ингибиторов для снижения полимерообразования при переработке жидких продуктов пиролиза // Производство и использование эластомеров. 2004.
№4. С. 7–11.
Бабкин В.А., Остроухова Л.А., Малков Ю.А. и др. Биологически активные вещества древесины лиственницы //
Химия в интересах устойчивого развития. 2001. №3. С. 363–367.
Патент 2158598 РФ. Способ получения дигидрокверцетина / Бабкин В.А., Остроухова Л.А., Бабкин Д.В., Малков Ю.А. // БИ. 2000. №31.
Малков Ю.А. Технология получения экстрактивных веществ из древесины лиственницы: автореф. дис. …
канд. техн. наук. Красноярск, 2007. 25 с.
Нифантьев Э.И., Коротеев М.П., Кухарева Т.С. и др. Новые данные по выделению, структуре, идентификации
и превращениям дигидрокверцетина // Химия и технология растительных веществ: тез. докл. IV Всерос. научн.
конф. Сыктывкар, 2006. С. 8.
Суходолов А.П. Лесные ресурсы Сибирского федерального округа: эффективность использования // Ресурсы
регионов России. 2001. №5. С. 30–37.
Поступило в редакцию 26 марта 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 123–126.
УДК 632.9
ПРИМЕНЕНИЕ ПРОДУКТОВ ПЕРЕРАБОТКИ ТОРФА В КАЧЕСТВЕ
ИНДУКТОРОВ ЗАЩИТЫ РАСТЕНИЙ ОТ ГРИБНЫХ ИНФЕКЦИЙ
©
Л.Н. Сысоева, Т.И. Бурмистрова*, Н.М. Трунова
Сибирский научно-исследовательский институт сельского хозяйства
и торфа СО Россельхозакадемии, ул. Гагарина, 3, Томск, 634050 (Россия)
E-mail: sibniit@mail.tomsknet.ru
Исследована антиоксидантная активность, ингибирующая способность по отношению к фитопатогенному грибу
Fusarium oxysporum продуктов гидролитической деструкции верхового сфагнового торфа низкой степени разложения.
Показана их способность индуцировать защиту яровой пшеницы от корневых гнилей, вызываемых Fusarium oxysporum,
Helminthosporium sativum.
Введение
Основное требование, предъявляемое к химическим средствам защиты растений от вредных организмов –
максимальная селективность, обеспечивающая строго направленное действие на целевые объекты и не нарушающая общие механизмы биоценотической регуляции в агроэкосистемах и их экологическую стабильность.
Препараты такого типа должны создаваться не на основе веществ, действие которых затрагивает процессы основного метаболизма, а на базе многообразных соединений вторичного метаболизма, выполняющих регулирующие функции в биологических системах. Таким образом, препараты нового поколения
должны обладать не биоцидной, а биорегуляторной способностью. Прототипами таких препаратов могут
быть природные соединения, обеспечивающие химическое взаимодействие в биологических системах разного уровня сложности [1].
Этим требованиям отвечают препараты, являющиеся продуктами гидролитической деструкции торфа,
содержащие в своем составе широкий спектр физиологически активных веществ (гуминовые и фульвокислоты, карбоновые и оксикислоты, фенольные соединения и др.) [2]. Для получения торфяных препаратов,
применяемых в качестве стимуляторов роста растений, используется хорошо разложившийся малозольный
торф с большим содержанием гуминовых веществ – носителей биологической активности [3].
Целью настоящей работы является исследование возможности использования торфяных препаратов в
качестве индукторов устойчивости растений к грибным инфекциям.
Экспериментальная часть
В исследовании по разработке на основе торфа индукторов защитных реакций от грибных инфекций
был использован верховой сфагновый торф низкой степени разложения (месторождение Темное Томской
области). Препараты были получены методом перекисно-щелочного гидролиза в присутствии соли кобальта
или цеолита (пегасина) [4].
Для оценки ингибирующих – инициирующих свойств препаратов использовали кинетический метод анализа антиоксидантов (АО) [5, 6]. Экспресс-анализ антиоксидантов основан на использовании модельной
реакции инициированного окисления кумола и изучения влияния добавок торфяных препаратов на кинетику его окисления. Определяемые кинетические параметры: С (содержание антиоксидантов) и W (конечная
*
Автор, с которым следует вести переписку.
Л.Н. СЫСОЕВА, Т.И. БУРМИСТРОВА, Н.М. ТРУНОВА
124
скорость окисления) несут информацию об ингибирующих–инициирующих свойствах рассматриваемых
объектов.
Содержание антиоксидантов определяли по формуле
C
Wi   ,
[моль/кг],
P
где Wi – скорость инициирования, 6,8∙10–8 моль/л с; τ – период индукции, с; Р – концентрация анализируемой пробы, кг/л.
Конечную скорость окисления определяли по тангенсу угла наклона кинетической кривой в неингибированном режиме.
Критерий биологической активности (К) определяли по соотношению
K
Wo  Wф
Wф
 100 % ,
где Wo – скорость окисления в присутствии добавок препаратов; Wф – скорость окисления без добавок (фон).
Определяемые кинетические параметры торфа и препаратов приведены в таблице 1.
Кинетический метод анализа показал, что препараты в зависимости от их содержания в системе могут
проявлять ингибирующие или инициирующие свойства в реакциях окисления кумола.
Непосредственная проверка способности препаратов в зависимости от их концентрации проявлять ингибирующие свойства по отношению к фитопатогенным грибам проводилась с использованием чистой культуры гриба Fusarium oxysporum.
В чашки Петри с питательной средой, содержащей различные концентрации препаратов, наносились
блоки культуры гриба с последующей оценкой интенсивности подавления его роста по сравнению с контролем, куда препараты не вносились.
Результаты тестирования препаратов представлены в таблице 2.
Cпособность препаратов индуцировать устойчивость к грибным инфекциям была проверена в полевых
условиях при выращивании яровой пшеницы. Препараты применяли для предпосевной обработки семян и
вегетирующих растений. В качестве контрольного варианта использовали семена без обработки, варианта
эталона – обработку семян фунгицидом «Максим». Результаты полевого опыта представлены в таблице 3.
Таблица 1. Влияние вида исследуемых образцов на их кинетические параметры
Наименование
образца
Исходный торф
Препарат 1
Содержание ОВ
в пробе мг/мл
6,3
4,2
0,7
4,2
0,7
Содержание АО
С∙10–2 моль/кг
1,29
1,69
–23,4
1,83
–23,2
Конечная скорость окисКритерий биологической
ления (W), мм3/мин
активности (К), %
100
0
70
–30
115
15
Препарат 2
80
–20
114
14
Кумол (фон)
100
Примечание: ОВ – органическое вещество; АО – антиоксидант; Препарат 1 содержит соль кобальта; Препарат 2 содержит цеолит.
Таблица 2. Влияние концентрации препаратов на ингибирование роста культуры Fusarium oxysporum
Концентрация, %
0,0050
0,0075
0,0100
0,0500
0,0750
0,1000
Подавление роста фитопатогена, %
Препарат 1
40,2
29,2
32,9
36,4
33,3
40,7
Препарат 2
32,4
26,4
22,2
41,0
31,5
32,0
ПРИМЕНЕНИЕ ПРОДУКТОВ ПЕРЕРАБОТКИ ТОРФА …
125
Таблица 3. Влияние препаратов на урожайность и качество зерна яровой пшеницы
Вариант опыта
Контроль
Фунгицид
Максим
Препарат 1,
0,005%
Препарат 2,
0,005%
Препарат 2,
0,05%
Урожайность,
ц/га
33,8
31,6
Масса
1000 зерен, г
34,1
36,1
Содержание
белка, %
13,3
14,4
Содержание
клейковины, %
32,6
33,9
Пораженность зерна
болезнями, %
33,0
25,0
36,0
36,4
15,4
36,1
23,0
45,5
39,7
14,9
38,7
20,0
32,8
32,8
14,0
36,5
16,3
Обсуждение результатов
Исследование ингибирующих–инициирующих свойств торфяных препаратов кинетическим методом
анализа антиоксидантов показало, что в зависимости от содержания препаратов в анализируемой пробе
происходит ингибирование или инициирование процесса окисления кумола. Контакт такого препарата с
растением может вызывать реакцию защитного торможения метаболизма или при патогенезе наряду с этим
может иметь место синтез определенных белков, повышение уровня антипатогенных веществ и гормонов
стресса.
Результаты тестирования ингибирующей способности препаратов 1 и 2 по отношению к фитопатогенному грибу Fusarium oxysporum в зависимости от их концентрации в питательной среде свидетельствуют о
том, что оба препарата имеют равную способность к ингибированию роста гриба при минимальной (0,005%)
и максимальной (0,1%) концентрациях. Причем для препарата 1 при этих концентрациях она максимальна,
а для препарата 2 – только при концентрации 0,05%. Неоднозначная зависимость ингибирования фитопатогенного гриба от концентрации и вида препарата обусловлена существованием большого числа возможных
механизмов индуцирования устойчивости растений по отношению к вредным организмам [7].
Применение препаратов в полевых условиях при выращивании пщеницы положительно сказалось на повышении урожайности, улучшении качества зерна, снижении пораженности грибными инфекциями
(табл. 3). Полученные данные свидетельствуют о полифункциональности действия препаратов, как стимуляторов роста растений, так и индукторов устойчивости растений от фитопатогенов.
Подтверждением этого являются результаты, полученные в полевом опыте с использованием препарата
2 в концентрациях 0,005 и 0,05%. Если пораженность зерна урожая независимо от концентрации препарата 2
была минимальной по сравнению с другими вариантами опыта, то по другим показателям качества эти два
варианта существенно различались.
Если в первом случае получена максимальная урожайность и оптимальные показатели качества урожая
пшеницы, то во втором – по всем показателям результаты сравнимы с контролем.
Это свидетельствует о том, что в зависимости от концентрации препарата 2 происходит усиление или
торможение определенных биохимических процессов, индуцирующих защиту растений от инфекции. Однако при низкой концентрации (0,005%) препарат 2 проявляет и стимулирующее действие, позволяющее перенести стресс и обеспечить повышение урожайности.
Выводы
Методом гидролитической деструкции верхового сфагнового торфа низкой степени разложения в присутствии соли кобальта или цеолита получены биологически активные препараты.
Действие препаратов характеризуется как полифункциональное. На всех вариантах полевого опыта, где
использовали препараты при выращивании пшеницы, наблюдается снижение инфицированности зерна урожая по сравнению с контролем. Кроме того, применение препаратов в низкой концентрации (0,005%) обеспечило прибавку урожая пшеницы и улучшение качества зерна.
Л.Н. СЫСОЕВА, Т.И. БУРМИСТРОВА, Н.М. ТРУНОВА
126
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Долженко В.И. На пути совершенствования ассортимента средств защиты растений // Защита и карантин растений. 2004. №8. С. 20–22.
Наумова Г.В., Жмакова Н.А., Косоногова Л.В. и др. Экологобезопасные средства защиты растений на основе
продуктов гидролитической деструкции торфа // VII конференция физико-химии торфа и сапропеля.
Тверь,1994. Ч. I.
Наумова Г.В., Райцина Г.И., Косоногова Л.В., Кособокова Р.В. Гуминовые препараты торфа и их эффективность при сельскохозяйственном использовании // Химия твердого топлива. 1991. №1. С. 95–99.
Патент № 2216172. Способ получения средства для защиты растений от грибковых заболеваний / БИ. 2003.
№32.
Эммануэль Н.М., Гладышев Г.П., Денисов Е.Г. и др. Порядок тестирования химических соединений как стабилизаторов полимерных материалов: препринт. М., 1976. 35 с.
Юдина Н.В., Писарева С.И., Саратиков А.С. Оценка биологической активности гуминовых кислот торфов //
Химия твердого топлива. 1996. №5. С. 31–34.
Тютерев С.Л. Индуцированный иммунитет к болезням и перспективы его использования // Защита и карантин
растений. 2005. №4. С. 21–26.
Поступило в редакцию 19 апреля 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 127–130.
УДК 631.41:631.417
СРАВНИТЕЛЬНОЕ ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА
И БИОЛОГИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ ТОРФА В ЗАВИСИМОСТИ
ОТ СТЕПЕНИ ЕГО РАЗЛОЖЕНИЯ
©
И.В. Федько*, М.В.Гостищева, Р.Р. Исматова
Сибирский государственный медицинский университет, Московский тракт,
2/7, Томск, 634004 (Россия) E-mail: mfandr@mail.ru
Статья посвящена сравнительному химико-фармакологическому исследованию низинного древесно-травяного, переходного осокового и верхового сосново-пушницевого торфа месторождения Томской области.
Введение
Интерес к изучению торфа как природного источника биологически активных веществ связан с его
огромными запасами и распространением торфяных месторождений по всей земной поверхности. На долю
Томской области приходится порядка 1340 торфяных месторождений с площадью в границах промышленной залежи торфа 7,72 млн га и запасами торфа – 29,34 млрд т [1].
По оценкам специалистов, торф является особенно ценным сырьем для производства гуминовых препаратов различного назначения, поскольку характеризуется высоким содержанием гумусовых веществ (до
50%), которые обладают определёнными фармакологическими свойствами [2].
Базируясь на данных о широком распространение торфов в Томской области, а также наличию ряда
фармакологических свойств у основной составляющей торфов – гуминовых кислот, определим цель нашей
работы как выбор оптимального вида торфа для последующего получения из него гуминовых препаратов.
Основными критериями при выборе типа торфа служили их химический состав и наличие наибольшей биологической активности у гуминовых кислот, выделенных из различных видов торфа.
Материалы и методы исследований
В качестве объекта использовали низинный древесно-травяной (месторождение «Тёмное»), переходный
осоковый и верховый сосново-пушицевый (месторождение «Тёмное») виды торфа Томской области.
Обнаружение основных групп биологически активных веществ (БАВ) в торфе проводили общепринятыми в фитохимическом анализе качественными реакциями, количественное определение БАВ проводили
титриметрическим, гравиметрическим и спектрофотометрическим методами [3], фракционно-групповой
анализ осуществляли по методу Н.Н. Бамбалова [4]. О наличии биологической активности гуминовых кислот судили по антиоксидантным свойствам.
Обсуждение результатов
Результаты качественного состава наличия всех групп БАВ, содержащихся в образцах торфа, показали,
что во всех исследуемых торфах присутствуют такие группы биологически активных соединений, как фе*
Автор, с которым следует вести переписку.
128
И.В. ФЕДЬКО, М.В.ГОСТИЩЕВА, Р.Р. ИСМАТОВА
нольные соединения, флавоноиды, фенолкарбоновые кислоты, дубильные вещества, кумарины и полисахариды. Отрицательный результат дали качественные реакции на наличие сапонинов, антраценпроизводных и
алкалоидов, что свидетельствует об их отсутствии в исследуемых объектах. Сопоставляя результаты собственных исследований и данные литературы по качественному составу БАВ различных видов торфа, независимо от месторождения и ряда других факторов, мы выяснили, что качественный состав идентичен. Данный вывод побудил нас к дальнейшему более полному изучению химического состава торфов, определению
количественного содержания основных биологически активных компонентов, а также исследованию фракционно-группового состава органической части торфов, позволяющего определить содержание основных
специфических веществ в торфах (гуминовые вещества, битумы, лигнин), не встречающихся в растительном
сырье, но по мнению ряда авторов, обладающих фармакологической активностью [3].
Результаты исследования фенольных соединений (табл. 1) позволяют сделать вывод, что количественное содержание суммы фенольных соединений, флавоноидов, фенолкарбоновых кислот, кумаринов невысокое во все
торфах, и по своему процентному содержанию отличается незначительно. Однако наблюдается закономерность
увеличения количества данных групп БАВ от торфа с низкой (верховой сосново-пушицевый) к торфу более высокой степени разложения (низинный древесно-травяной). Так, сумма фенольных соединений в образцах верхового торфа составила 1,12±0,03%, переходном 1,3±0,04%, тогда как в образцах низинного типа торфа их процентное содержание значительно выше и составляет уже 1,4±0,03%. Таким образом, более детальное химическое
исследование данных групп БАВ не представляло для нас научного интереса и проведено не было.
Помимо фенольных соединений интерес для исследования представляет и такая группа БАВ, как полисахариды, поскольку, по мнению ряда авторов, им присущи такие виды активности, как антигрибковая, противовоспалительная, антимикробная и ряд других, поэтому помимо их количественного содержания во всех образцах мы
также определили и компонентный состав. Компонентный состав полисахаридов всех трех исследуемых торфов
проводили методом бумажной хроматографии. Моносахара идентифицировали по величине Rf и окраске пятен в
сравнении со стандартными образцами сахаров. Хроматограммы полисахаридов всех трех образцов торфа были
идентичны, что позволяет нам сделать вывод об одинаковом качественном составе моносахаров всех исследуемых торфов, в их компонентном составе присутствуют нейтральные сахара, такие как глюкоза (Rf=0,24), галактоза (Rf=0,21), манноза (Rf=0,32), арабиноза (Rf=0,34), ксилоза (Rf=0,4), рамноза (Rf=0,6).
Определение количественного содержания в полисахаридном комплексе водорастворимых полисахаридов,
пектинов, гемицеллюлоз А и В проводили последовательным фракционным выделением последних. Полученные
результаты позволяют констатировать присутствие в исследуемых объектах водорастворимых полисахаридов,
пектиновых веществ, гемицеллюлозы А и Б, причем водорастворимая фракция полисахаридов являлась преобладающей во всех торфах и количественно варьировала в пределах от 6,1±0,09% в верховом сосново-пушицевом,
6,4±0,21% в переходном осоковом, до 6,8±0,28% в низинном древесно-травяном виде торфа. Кроме того, наблюдается увеличение количественного содержания полисахаридов от низинного к верховому типу торфа.
Данные детального изучения специфических веществ торфов (табл. 2), не содержащихся в растительных
объектах, позволяют сделать вывод, что преобладающей группой являются гуминовые вещества, их содержание варьирует от 43,5% в верховом сосново-пушицевом до 50,0% в низинном древесно-травяном виде
торфа. Основным же компонентом гуминовых веществ являются гуминовые кислоты, наибольшее содержание которых наблюдается в низинном типе торфа, что связано с высокой степенью его разложения. Кроме
гуминовых кислот в данных торфах в разных процентных содержаниях присутствуют фульвокислоты, относящиеся также к группе гуминовых веществ. Количественное содержание таких групп, как битумы, лигнин
и трудногидролизуемые вещества, наоборот, уменьшается от верхового к низинному типу торфа, что еще
раз доказывает преимущество низинного типа торфа перед верховым и переходным, так как многочисленные данные литературы свидетельствуют о низкой биологической активности именно битумов и лигнина.
В качестве критерия оценки биологической активности мы использовали методики определения антиоксидантных свойств гуминовых кислот торфов. В связи с тем, что гуминовые кислоты не растворимы в воде,
мы использовали их водорастворимую соль – гумат натрия. Определение антиоксидантной активности проводили методом электоровостановления кислорода. Результаты исследований представлены в таблице 3.
ПРИМЕНЕНИЕ ПРОДУКТОВ ПЕРЕРАБОТКИ ТОРФА …
129
Таблица 1. Сравнительная характеристика количественного содержания веществ фенольной природы в торфах, %
Количественное
содержание БАВ
Сумма фенольных соединений
Флавоноиды
Фенолкарбоновые кислоты
Кумарины
Тип, вид торфа
низинный
древесно-травяной
1,4±0,03
1,25±0,02
0,012±0,01
0,09±0,02
переходный осоковый
1,3±0,04
1,12±0,01
0,012±0,02
0,07±0,01
верховой
сосново-пушицевый
1,12±0,03
0,9±0,02
0,08±0,01
0,07±0,02
Таблица 2. Сравнительная таблица данных группового состава органического вещества торфов (% на ОВ)
Название группы
Битумы
Гуминовые вещества
Гуминовые кислоты
Фульвокислоты
Легкогидролизуемые вещества
Трудногидролизуемые вещества (целлюлоза)
Негидролизуемый остаток (лигнин)
Примечание. ОВ – органическое вещество.
Низинный древеснотравяной торф
5,10,2
50,00,31
43,61,1
6,40,45
17,11,8
7,30,1
20,40,3
Переходный
осоковый торф
7,20,33
27,10,26
22,80,15
4,30,28
21,71,34
8,10,21
24,20,23
Верховой сосновопушницевый торф
7,40,36
18,120,21
13,60,14
4,60,12
22,11,14
8,50,18
27,20,47
Таблица 3. Антиоксидантные свойства торфов на фоне препаратов сравнения – аскорбиновой кислоты
(АсКис) и дигидрокверцетина (ДГКвер)
Образец
Гумат натрия, полученный из
верхового типа торфа
Гумат натрия, полученный из
низинного типа торфа
Гумат натрия, полученный из
переходного типа торфа
ДГКвер
С раб, г/мл
К, мкмоль/л мин
r
Sr
3,8∙10-4
0,264
0,987
0,045
3,8∙10-3
0,353
0,985
0,036
3,8∙10-4
0,407
0,979
0,043
3,8∙10-3
0,599
0,981
0,032
3,8∙10-4
0,169
0,989
0,052
3,8∙10-3
0,254
0,989
0,041
3,85∙10-4
0,589
0,989
0,032
1,92∙10-3
0,781
0,987
0,038
АсКис
3,97∙10-4
0,683
0,995
0,062
1,19∙10-3
1,15
0,983
0,054
Примечание: С – концентрация препарата, К – коэффициент антиоксидантной активности, r – коэффициент корреляции,
Sr – относительное стандартное отклонение.
Как видно из приведенных в таблице 3 данных, все варианты экстрактов обладают в определенной мере
антиоксидантными свойствами относительно препаратов сравнения – аскорбиновой кислоты и дигидрокверцетина. Однако наличие наибольшей фармакологической активности наблюдается у гумата натрия, полученного на основе низинного древесно-травяного торфа.
Выводы
1. В результате выполненных экспериментальных исследований оптимальным видом торфа для использования в медицинской практике нами был выбран низинный древесно-травяной торф, химический состав
которого наиболее оптимален.
2. Натрия гумат, выделенный из низинного древесно-травяного торфа, характеризуется наиболее выраженными антиоксидантными свойствами относительно препаратов сравнения – аскорбиновой кислоты и
дигидрокверцетина.
3. Использование торфа в качестве источника получения лекарственных средств является очень актуальной проблемой, поскольку торф – это кладезь биологически активных веществ, природное богатство, доставшееся Томской области, комплексное использование которого является неотъемлемой задачей многих
отраслей народного хозяйства и в особенности фармацевтической промышленности.
И.В. ФЕДЬКО, М.В.ГОСТИЩЕВА, Р.Р. ИСМАТОВА
130
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
Инишева Л.И. Торфяные ресурсы Западной Сибири // Известия вузов. Горный журнал. 1996. Вып. 5–6. С. 29–30.
Буркот С.Е. Торф как фармацевтическое сырье // Аптечное дело. 1959. Т. 8. №5. С. 42–45.
Государственная фармакопея СССР. Вып. 1. Изд. 11-е, доп. М., 1987. 335 с.
Бамбалов Н.Н., Беленькая Т.Я. Фракционно-групповой состав органического вещества целинных и мелиорированных торфяных почв // Почвоведение. 1998. №12. С. 1431–1437.
Вичканова С.А. Ингибиторы микроорганизмов среды природных веществ растительного происхождения: автореф. дис. … д-ра мед. наук. М., 1981. 48 с.
Поступило в редакцию 22 января 2007 г.
После переработки 8 марта 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 131–138.
УДК 676.038.2
РАЗВИТИЕ ТЕОРИИ МЕХАНИЗМА ПРОКЛЕЙКИ ТЕСТ-ЛАЙНЕРА
ДИМЕРАМИ АЛКИЛКЕТЕНА
©
О.И. Блинушова1, Д.А. Дулькин1, И.Н. Ковернинский2*
ООО «Сухонский ЦБК», ул. Советская, 129, Сокол, Вологодская обл., 162135,
(Россия) E-mail: com-paper@yandex.ru
2
Архангельский государственный технический университет, наб. Северной
Двины, 17, Архангельск, 163002 (Россия) E-mail: kovern@list.ru
1
Статья посвящена теоретическому исследованию механизма проклейки тест-лайнера клеями на основе димера алкилкетена и развитию представлений об этом процессе.
Установлено, что в механизме проклейки тест-лайнера клеями на основе димера алкил кетена превалирующими
процессами является реакция образования β-кетоэфира и когезионное закрепление димера на гидрофобных поверхностях волокна и в гидрофобных межволоконных контактах.
Механизм гидрофобного взаимодействия в водноволокнистой структуре массы способствует перераспределению
гидрофобных и гидрофильных участков поверхности волокна в сторону уменьшения гидрофобности волокна и, как
следствие этого, прирастает доля образования β-кетоэфира.
Качественная проклейка тест-лайнера обеспечивается созданием условий для максимального протекания обоих механизмов – образования β-кетоэфира и когезионное закрепление димера алкилкетена.
Введение
Для придания тест-лайнеру необходимого уровня гидрофобности в технологический цикл производства
включают процесс проклейки в массе. Проклейка основана на введении в водноволокнистую суспензию
химических веществ, как правило, в виде коллоидных частиц, обладающих свойством при обезвоживании
картонного полотна в сушильной части машины под действием высокой температуры приобретать гидрофобные свойства. Будучи равномерно распределенными в волокнистой структуре листа, гидрофобные частицы обеспечивают требуемый уровень гидрофобности картона.
Темой данной статьи является проклейка тест-лайнера димерами алкилкетена, а точнее, рассмотрение
новых аспектов этого процесса. Следует указать, что само применение клея на основе димера алкилкетена
(АКД) для придания гидрофобности картонам лайнерам, производимым из вторичного волокна макулатуры
(тест-лайнерам), уже новый аспект в технологии. Применение АКД стало новой ступенью в развитии технологии проклейки с начала 70-х гг. прошлого века. Ее основное достоинство состояло в том, что позволяло
производить хорошо проклеенную бумагу в нейтральных и щелочных средах (pH 7,8–8,2) [1–2] и получать
неоспоримые преимущества в экономии волокнистых и энергетических ресурсов в сравнении с традиционным способом изготовления бумаги в кислой среде (pH 4,2–5,8).
Традиционная «кислая» технология в короткий срок почти повсеместно была вытеснена новой
«нейтральной» в производстве высококачественной бумаги и картона из первичного целлюлозного волокна,
за исключением бумажно-картонных материалов, содержащих в композиции волокна древесной массы и
вторичное волокно из макулатуры. В технологии данных материалов доминирующим проклеивающим средством остались канифольные продукты. К началу XX в. доля производимой бумаги и картона в нейтральной
и слабощелочной среде с проклейкой в массе АКД превысила 42%. Такие достоинства новой технологии,
как повышение прочности картона, экологические и экономические выгоды, не могли ее не привлечь в об*
Автор, с которым следует вести переписку.
132
О.И. БЛИНУШОВА, Д.А. ДУЛЬКИН, И.Н. КОВЕРНИНСКИЙ
ласть переработки макулатурного сырья. И уже к указанному периоду «нейтральная» технология существенно потеснила также «кислую» проклейку в производстве картонов лайнеров, изготовленных как из
первичного, так и из вторичного волокна.
Однако, несмотря на достаточно уверенное развитие и освоение «нейтральной» технологии, теоретические основы гидрофобизации часто не коррелируются с технологическими результатами. А применительно
к производству тест-лайнера и другим бумажно-картонным материалам из вторичного волокна, противоречивость теоретических и практических данных еще существеннее, и до настоящего времени она не получила
научного объяснения.
Располагая важными, но противоречивыми и разрозненными теоретическими данными в области физико-химических и химических явлений в основных технологических процессах производства бумаги и картона, авторы предприняли попытку их обобщить для объяснения противоречивых фактов в производстве
тест-лайнера в нейтральной и слабощелочной среде с проклейкой димерами алкилкетена.
Рассматривая область проклейки бумаги и картона, изначально следует исходить из принципиальных основ технологии этих материалов – отлив листов из водных суспензий древесных волокнистых полуфабрикатов при активной кислотности суспензии, близкой к нейтральной. Уровень кислотности композиции водноволокнистой суспензии (бумажной массы) определяется видом волокнистых полуфабрикатов и характером
предусмотренных в технологии химических функциональных средств. В существующих технологиях он не
должен выходить за пределы pH 4,8–9,0. Кислотный гидролиз и щелочное разрушение волокна (углеводной
части волокна) и интенсивная коррозия оборудования в агрессивных кислых или щелочных средах являются
главными ограничительными факторами интервала Рн бумажной массы. Отсюда все химические средства
для производства бумаги и картона должны обладать свойствами выполнять свои функциональные назначения в пределах указанного интервала pH. Этим же требованиям должны удовлетворять гидрофобизирующие
химические средства и, в частности, димеры алкилкетена.
Центральным объектом исследований является механизм придания «эффекта проклейки» волокнистым
целлюлозным материалам клеями на основе димеров алкилкетена в нейтральной и слабощелочной среде. Таким образом, главными взаимодействующими ингредиентами технологии являются волокнистые полуфабрикаты, клеи на основе димеров алкилкетена, иные, преимущественно полимерные, химические функциональные средства, вода и ее активная кислотность (pH). По общепризнанной теории [3–5], перечисленные объекты
образуют водноволокнистую суспензию, обладающую коллоидно-химическими свойствами, в которой дисперсной фазой являются волокна и полимерные химические средства, а вода – дисперсионная среда.
Волокнистые полуфабрикаты. Для придания «эффекта проклейки» АКД крайне важен вид волокнистого
полуфабриката. Главным фактором здесь является первичное или вторичное волокно. Эти виды волокнистых
полуфабрикатов очень существенно отличаются по бумагообразующим свойствам, а, следовательно, совершенно по-разному приобретают гидрофобные свойства. Для производства тест-лайнера используется вторичное волокно из макулатурного сырья, в котором преобладают марки макулатуры МС-5Б, МС-6Б [6]. Назовем
основные свойства вторичного волокна из макулатуры: высокая полидисперсность волокнистой массы с преобладанием фракций средней и короткой длины волокна (средняя длина волокон примерно в 2 раза короче
длины первичных волокон); высокая «кажущаяся» степень помола массы, отличающаяся слабой разработкой
внутренней и внешней поверхности; высокая степень ороговелости поверхности волокна; насыщенность поверхности волокна поливариантными химическими и физико-химическими структурами. Перечисленные
свойства существенно обедняют поверхность волокна свободными гидроксильными группами, которые по
теории проклейки димерами алкилкетена, ответственны за обеспечение проклейки [1, 7–8]. Подтверждением
этой теории служит также установленный факт способности к проклейке АКД различных волокнистых полуфабрикатов. По убывающей способности они располагаются в следующий ряд: целлюлоза лиственная, целлюлоза хвойная, целлюлоза сульфатная, целлюлоза нейтрально-сульфитная, термомеханическая древесная масса,
другие виды древесной массы. Анализ данного ряда показывает, что худшей способностью к проклейке обладает древесная масса, волокнистый полуфабрикат с самым малым количеством поверхностных гидроксильных
групп, а лучшей – целлюлоза, имеющая наибольшее содержание поверхностных гидроксильных групп.
Но рассмотренный ряд характеризует способность к приклейке АКД первичного волокна. С учетом
несравнимо меньшего количества поверхностных гидроксильных групп у вторичного волокна получение
сопоставимой проклейки его с первичным волокном по механизму химической реакции гидроксилов и димеров маловероятно. Следовательно, существует малоизученный механизм проклейки, в котором димеры
алкилкетена придают гидрофобные свойства картону из вторичного волокна того же уровня, что и завершенная химическая реакция.
РАЗВИТИЕ ТЕОРИИ МЕХАНИЗМА ПРОКЛЕЙКИ …
133
Химический состав, структура и свойства димера алкилкетена; клеи на основе димера алкилкетена.
Химический состав и структура димеров алкилкетена выражаются формулой (рис. 1) [1], в состав которых,
как правило, входят остатки пальмитиновой (R = С16 → 60–40%) и стеариновой (R1 = С18 → 40–80%) кислот.
Натуральные продукты – это воски, производимые с различными точками температуры плавления. Температура плавления воска является его основной характеристикой. Воски выпускают со следующими температурами плавления, °С: 45–50 (стандартный – АКД > 85%), 50–55 и >50.
При механохимическом эмульгировании воска в воде, в присутствии стабилизаторов, образуется коллоидная дисперсия со сферической формой частиц дисперсной фазы диаметром 100–2000 нм (0,1–2 мкм).
Внешний вид – это прозрачно-чистая легко опалесцирующая водная коллоидная система [7]. Такие продукты с различной концентрацией сухих веществ (17–22%), включающих воск, стабилизаторы и другие химические добавки, являются клеями на основе димеров алкилкетена. В зависимости от химической природы
защитного коллоида получают клеи с различной плотностью заряда коллоидных частиц (рис. 2).
Наличие клеев с различной плотностью заряда коллоидных частиц позволяет подбирать клей в зависимости от плотности заряда поверхности волокна и в целом от баланса электрических зарядов бумажной массы.
R HC
O C O
Рис. 1. Димер алкилкетена
а
C CH R1
б
в
Рис. 2. Виды клея на основе АКД: а – защитный коллоид – крахмал, заряд 1+; б – защитный коллоид
крахмал и синтетический полимер, заряд 2+; в – защитный коллоид синтетический полимер, заряд 3+
Механизм проклейки тест-лайнера клеем на основе АКД
Основные стадии механизма проклейки. Принципиальна схема проклейки бумажно-картонных материалов клеями на основе АКД представлена на рисунке 3. Конечно, схема не отражает всего многообразия возможных процессов сложного многостадийного механизма проклейки. Его можно представить несколькими
основными стадиями: введение клея в бумажную массу; распределение частиц в водноволокнистой суспензии; удержание частиц в волокнистой массе при отливе и обезвоживании листа; закрепление (фиксирование)
АКД частиц клея на поверхности волокна; дестабилизация частиц клея с разрушением коллоидных мицелл;
стереоориентация реакционноактивных групп димеров у свободных гидроксильных групп поверхности волокна; химическая реакция димера с гидроксилами волокна с образованием β-кетоэфира волокна (созревание проклейки); химическая реакция димера с водой (гидролиз димера); химическая реакция кетоэфира с
водой (гидролиз β-кетоэфира – реверсия проклейки). Все названные стадии имеют многофакторную зависимость от условий их осуществления и только сочетание максимально положительного влияния факторов на
всех стадиях общего процесса может гарантировать требуемый эффект проклейки картона.
Основные химические реакции процесса проклейки. Так, теоретически гидрофобными свойствами обладают только комплексы «волокно-димер», при осуществлении и завершении химической реакции между
гидроксильными группами волокна и лактоновой группой димера алкилкетена [1, 7–8]. При этом в реакционной зоне должны быть созданы условия для протекания акта химического взаимодействия. Реакция возможна при наличии в реакционной зоне определенной концентрации димеров алкилкетена, свободных гидроксильных групп на поверхности волокна, pH среды 7,0–8,5, высокой температуры (не ниже 110 °С). При
соблюдении данных условий лактоновое кольцо открывается, происходит перегруппировка связей и атомов
водорода с присоединением кетена к волокну через сложноэфирную химическую связь (рис. 4).
О.И. БЛИНУШОВА, Д.А. ДУЛЬКИН, И.Н. КОВЕРНИНСКИЙ
134
Рис. 3. Схема процесса проклейки бумаги и картона клеями на основе АКД.
R HC
C CH R1
+
H O Cell
R HCH C CH R1
O C O
O C O
O Cell
äèì åð àëêèëêåòåí à
Êî ì ï ëåêñ "âî ëî êí î -äèì åð"
Рис. 4. Реакция димера алкилкетена с поверхностными гидроксилами волокна
Относительно значимости данной реакции в общем процессе проклейки, впрочем, как в целом о механизме
придания гидрофобных свойств бумаге и картону димерами алкилкетена, до настоящего времени нет единого
мнения. Большинство исследователей доказывают, что главной реакцией, обусловливающей проклейку, является реакция (рис. 4) [1, 7–8]. По данным работы [8], только около 0,3% АКД в волокне обнаруживается в виде
кетоэфира (зафиксированная часть АКД), но эффект проклейки от нее в 2–3 раза выше, чем от не прореагировавшей (свободная часть АКД), удерживаемой волокном (рис. 5). Прямо противоположное мнение доказывается в работе [9]. Согласно этой теории лишь небольшая часть димера образует с целлюлозой β-кетоэфиры, и
эта реакция рассматривается как побочная. А основная масса активной формы димера связывается с целлюлозой слабыми связями, которые разрываются при нагреве в сушильной части, а высвобождающаяся часть димера концентрируется на поверхности, мигрирует в волокно и придает гидрофобные свойства. По мнению авторов, потенциальным гидрофобным эффектом обладают также продукты гидролиза димеров алкилкетена
β-кислоты. Именно они образуют прочную связь с целлюлозой и создают эффект проклейки.
Если проанализировать баланс форм АКД, определяемых в бумажно-картонных материалах и подсеточной воде, то их примерное распределение следующее: в прочносвязанной форме β-кетоэфира (зафиксированный) 22–25%; в не прореагировавшей форме (свободный) 10–12%; в гидролизованной форме (кетон) 15–
18%; не удержанный в массе при обезвоживании в мокрой части машины 40–45%. Учитывая теорию
проклейки β-кетоэфирами и данное распределение форм АКД, проклейка обеспечивается примерно 25%
израсходованного клея. По другим данным, нормальным процессом проклейки признается тот, при котором
примерно 50–60% АКД из 80–90% удержанного в массе, реагирует с образованием β-кетоэфиров, а 50–40%
остается в непрореагировавшей форме и усиливает проклеивающий эффект прореагировавшей формы. И не
нормальным процессом признается тот, при котором β-кетоэфиры составляют около 20%, а остальное – не
прореагировавшая форма АКД.
РАЗВИТИЕ ТЕОРИИ МЕХАНИЗМА ПРОКЛЕЙКИ …
R HC
C CH R1 + H2O
O C O
R HCH C CH R1
O C O
135
R CH2 C CH2 R1 + CO2
O
OH
êåòî êèñëî òà
äèì åð àëêèëêåòåí à
Рис. 5. Реакция гидролиза димера алкилкетена
Укажем, что приведенные данные по распределению АКД относятся к производству бумажно-картонных
материалов из первичного целлюлозного волокна. О распределении АКД в картоне из вторичного волокна
сведений в литературе нет. Но, имея данные для материалов из первичного волокна и учитывая вышеуказанные свойства вторичного волокна, можно с высокой долей достоверности говорить о еще значительно
меньшей доли АКД, участвующей в химической реакции со вторичным волокном по схеме (рис. 4). Эта доля может находиться в пределах 10–15%. Тогда доля АКД, удерживаемая волокном в химически не связанной форме, будет составлять примерно 50–60%. Очевидно, эти формы обеспечивают эффект высокой
проклейки. Однако при таком распределении АКД в волокнистой массе уровень проклейки создается аддитивно двумя механизмами – химической реакцией и физико-химическим процессом гидрофобизации.
Как было указано выше, по одной теории [8] гидролиз димера алкилкетена (рис. 5), является крайне нежелательной реакцией в механизме проклейки, а по другой [9] – образуемая β-кетокислота – потенциальный
источник придания проклейки.
С этим можно согласиться, если остановить реакцию на промежуточном продукте – β-кетокислоте. Но
она неустойчива и легко декарбоксилируется с образованием СО 2 и практически инертного кетона. Протекание данной реакции до конечных продуктов оказывает отрицательное влияние на производство бумаги и
картона. Во-первых, нерационально расходуется АКД, во-вторых, гидролиз и разрушение эмульсии может
вызвать проблему отложений воска на оборудовании, а, в-третьих, образующийся газ способствует пенообразованию (особенно в интервале pH > 7,5) и разрыхлению структуры бумаги и картона.
Кроме реакции гидролиза димеров алкилкетена, которая в разной степени развития проходит во всех
стадиях технологии после введения АКД в бумажную массу, реакция гидролиза β-кетоэфира может развиться после его образования в полотне и продолжается в готовой бумажно-картонной продукции, вызывая
снижение (реверсию) проклейки.
Рассматривая процесс проклейки бумажно-картонных материалов клеями на основе АКД, важно учесть,
что димеры активно вступают в реакцию с другими гидроксилсодержащими химическими веществами,
находящимися в водно-волокнистой суспензии бумажной массы и, прежде всего, с крахмалами, применяемым во всех технологиях картона. Реакция протекает по схеме (рис. 6), аналогично реакции (рис. 4).
В производстве картона тест-лайнера применяются катионактивные формы крахмалов с разной степенью
катионирования. Естественно, при одновременном наличии в водноволокнистой суспензии свободного
крахмала и димеров алкилкетена, можно ожидать развития реакций по двум конкурирующим направлениям
– образования комплексов «волокно-димер» и «крахмал-димер». В более полном варианте уровень проклейки всегда определяется результирующим эффектом всех рассмотренных реакций, которые являются конкурирующими, развиваются и завершаются в зависимости от влияющих факторов.
R HC
C CH R1
+
H O Krach
O C O
R HCH C CH R1
O C O
O Krach
äèì åð àëêèëêåòåí à
Рис. 6. Схема реакции димеров алкилкетена с крахмалом
Êî ì ï ëåêñ "êðàõì àë-äèì åð"
136
О.И. БЛИНУШОВА, Д.А. ДУЛЬКИН, И.Н. КОВЕРНИНСКИЙ
Новые аспекты в механизме проклейки тест-лайнера клеями на основе димера алкилкетена. Основу
процесса проклейки составляют поверхностные явления. После введения клея в массу и равномерного распределения частиц в водноволокнистой системе, частицы клея удерживаются в массе, закрепляются (фиксируются) на поверхности волокна. Эти явления протекают при отливе и обезвоживании листа в мокрой части
картоноделательной машины. Удержание частиц клея и их фиксирование на волокне находится в области
физико-химических процессов адсорбции и электростатического взаимодействия. Водноволокнистая суспензия бумажной массы относится к коллоидно-химическим системам с отрицательным зарядом поверхности, обусловленным образованием двойного электрического слоя (ДЭС) [7]. Величина заряда поверхности
волокна определяется преимущественно видом волокнистых полуфабрикатов композиции массы, а управление величиной заряда возможно только в технологическом потоке уровнем активной кислотности (pH) и
добавлением химических средств.
Среди главных факторов, определяющих величину заряда поверхности вторичного волокна, следует
назвать удельную поверхность волокна и степень активности ее функциональных групп, адсорбционную
емкость поверхности по отношению к химическим компонентам массы и pH массы. Данные по удельной
поверхности волокна различны. Для целлюлозной массы приводятся значения по фракциям. Так, основная
длинноволокнистая фракция имеет поверхность 2,1 м2/г, а фракция мелкого волокна – 8,0 м2/г. Повышение
pH за пределы нейтральной области увеличивает активность поверхностных функциональных групп, т.е.
повышает анионную активность поверхности волокна. Это влияние количественно проявляется увеличением заряда поверхности волокна, характеризуемым ζ – потенциалом (дзета, или электрокинетический потенциал). Он растет по мере повышения pH. Так, значениям pH 4, 6 и 8, величины ζ–потенциала соответственно
равны (−)Мв: 15, 25 и 30. Удельная поверхность и ее заряд обусловливают адсорбционную емкость волокна
по отношению к ингредиентам массы: диполям воды, химическим веществам, мелкому волокну и иным
включениям коллоидного характера (анионным загрязнениям).
В плане рассмотрения процесса проклейки адсорбционная емкость волокна очень важный фактор. Положительное значение имеет адсорбция катионактивных полимерных функциональных химикатов – крахмала, полиакриламида и др. Эти продукты в воде проявляют свойства коллоидных систем. Их частицы несут
положительный заряд и активно адсорбируются поверхностью волокна, тем самым снижая удельную поверхность волокнистой массы и ее способность адсорбировать частицы клея. Еще один важный аспект этой
адсорбции – это снижение адсорбции поверхностью волокна (вытеснение) диполей воды. В литературе приводятся данные величины насыщения поверхности волокна катионным крахмалом. Поверхность длинноволокнистой фракции целлюлозы (2,1 м 2/г), имеет величину насыщения 42 мг/г, мелкое волокно (8,0 м 2/г) –
65 мг/г. Если принять удельный расход катионного крахмала 10 кг/т картона, то величина насыщения будет
10 мг/г волокна (примерно 15–25% от приведенных значений). С учетом существенно меньшего содержания
активных функциональных групп на поверхности вторичного волокна можно принять величину ее насыщения тем же удельным расходом крахмала в пределах 30-40%.
Важным фактором проклейки на стадии удержания и фиксации клея является удержание мелкого волокна и анионных загрязнений. Имея коллоидный характер частиц и отрицательный заряд поверхности без добавления повышающих удержание катионактивных полимеров, они легко удаляются при формовании листа
картона на сетке и дальнейшего его обезвоживания в мокрой части машины. Зная, что масса из вторичного
волокна отличается превалирующим содержанием средне- и мелковолокнистых фракций, наибольшей
удельной поверхностью и, следовательно, максимальной способностью к удержанию частиц клея, подобный
характер формования и обезвоживания в технологии тест-лайнера не приемлем. Катионный крахмал и другие катионактивные полимеры позволят осуществлять экономически целесообразную технологию с высоким сохранением в картоне мелкого волокна, задаваемого клея и анионных загрязнений.
Таким образом, на стадии удержания и фиксации частиц клея поверхностью волокна явлениям адсорбции принадлежит ведущая роль. Участвуя в поверхностных явлениях, высокоактивные катионные компоненты массы, прежде всего крахмал и частицы клея, проявляют селективную адсорбцию волокном. А задачей технологии является обеспечение условий протекания поверхностных явлений по теоретически наиболее эффективному селективному взаимодействию компонентов массы, иными словами, обеспечение превалирующей адсорбции волокном крахмала, клея или мелкого волокна.
Превалирующий механизм адсорбции обеспечивается прежде всего последовательностью и местом введения в массу химических ингредиентов. Подача и распределение катионного крахмала в массе ранее вве-
РАЗВИТИЕ ТЕОРИИ МЕХАНИЗМА ПРОКЛЕЙКИ …
137
дения клея, обеспечивает эффективную адсорбцию крахмала волокном, в подавляющей массе мелко- и
средневолокнистой фракций. Свободные положительные заряды образующихся комплексов приводят к
фиксации их на волокне длинноволокнистой фракции. В результате образуется структурированная водноволокнистая масса, состоящая из флоккулированных частиц комплексов «волокно-крахмал» [10]. Введенный в
массу клей распределяется в структуре, адсорбируется и фиксируется комплексами «волокно-крахмал»,
причем клей с большой вероятностью удерживается волокном и крахмалом.
На стадии адсорбционной фиксации клея на волокне важную роль играет температура плавления АКД
воска. Как указывалось выше, клеи выпускаются с температурами плавления, °С: 45–50, 50–55 и >50. Высокая температура массы и низкая температура плавления могут привести к размягчению или расплавлению
гидрофобных ядер частиц клея, как следствие, нарушению их стабильности с явлениями коагуляции клея и
выпадением вредных липких отложений. Поэтому желаемое повышение температуры массы при отливе
картона следует сочетать с применением клея с более высокой температурой плавления.
Соблюдение указанного условия позволяет сохранить стабильность клеевых частиц до стадии обезвоживания картона в сушильной части. Именно на этой стадии происходит комплекс процессов, приводящих к
гидрофобизации волокна клеем. Для осуществления химической реакции димера с гидроксильными группами поверхности волокна необходимо, чтобы произошла дестабилизация и разрушение мицеллы клея с
высвобождением молекул димера, сближение реакционной лактоновой группировки атомов димера со свободными гидроксилами поверхности волокна на реакционное расстояние. Очевидно, что результат этой стадии определяется влажностью полотна бумаги, уровнем рН, участием химических средств и температурой.
Дестабилизация частиц клея, ровно как и структуры массы, является функцией влажности картона. Высокая
температура (100–110 °С) прогрева картона, расправляет частицы клея, и они сохраняют свойства коллоидной частицы до достижения влажности примерно 30–40%. Еще достаточная гидратная оболочка частиц,
вследствие высокого поверхностного натяжения, не дает растекаться расплаву на поверхности волокна.
Удаление капиллярной влаги (сухость 30–20%) и адсорбированной влаги (сухость более 20%) освобождает
расплав клея, и он растекается по поверхности волокна с образованием мономолекулярного слоя. Такие топомономолекуларные слои димера алкилкетена образуют на поверхности волокна микромозаичные участки.
Только в этот период возможна химическая реакция димера и волокна, приводящая к образованию гидрофобных участков поверхности по механизму образования β-кетоэфира (созревание проклейки). С этого момента возможна реакция гидролиза β-кетоэфира (реверсия проклейки). Не умаляя важности протекания
процесса по рассмотренному механизму (зафиксированная часть клея), без теоретической основы остается
часть клея, свободно удерживаемая волокном (рис. 3). По существующим взглядам, этой части клея отводится роль, как основного проклеивающего средства [8], так и вспомогательного [9].
Кратко остановимся на возможном механизме участия свободно удерживаемого волокном клея. В теории
самопроизвольного флоккулирования водноволокнистой массы основная роль отводится гидрофильногидрофобному взаимодействию [10–12]. Основой теории является стереоориентирование, «выталкивание» и
скрепление между собой гидрофильных (протоноакцепторных) и гидрофобных (протонодонорных) участков
поверхности волокна под действием избыточных сил, возникающих в структуре воды вследствие «гидрофильной» и гидрофобной» гидратации указанных участков поверхности. Протекание этого процесса можно
считать признанным, так как дифильность макромолекул целлюлозы и механизм «гидрофильной» и «гидрофобной» гидратации убедительно доказаны [13–15].
Очевидно, что перераспределение общей поверхности волокна в сторону уменьшения гидрофобных
участков и повышения гидрофильности волокна как следствия рассмотренной теории должно определенным
образом влиять на механизм его проклейки димерами алкилкетена. Одним из вероятных направлений механизма проклейки можно считать повышение доли клея, участвующего в реакции образования β-кетоэфира,
за счет увеличения гидрофильности (приращения гидроксильных групп). Второе направление механизма
связано с превалирующей миграцией расплавленного клея в места межволоконных гидрофобных контактов.
Сродство гидрофобных контактов и гидрофобных радикалов димеров алкилкетена (когезия) образует прочносвязанную систему «волокно-димер» и в сочетании с системой «волокно-димер», созданной по реакции
β-кетоэфира, обеспечивают придание гидрофобных свойств картону.
О.И. БЛИНУШОВА, Д.А. ДУЛЬКИН, И.Н. КОВЕРНИНСКИЙ
138
Выводы:
1. В механизме проклейки тест-лайнера клеями на основе димера алкилкетена превалирующими процессами являются реакция образования β-кетоэфира и когезионное закрепление димера на гидрофобных поверхностях волокна и в гидрофобных межволоконных контактах.
2. Механизм гидрофобного взаимодействия в водноволокнистой структуре массы способствует перераспределению гидрофобных и гидрофильных участков поверхности волокна в сторону уменьшения гидрофобности волокна и, как следствие этого, прирастает доля образования β-кетоэфира.
3. Качественная проклейка тест-лайнера обеспечивается созданием условий для максимального протекания обоих механизмов – образования β-кетоэфира и когезионное закрепление димера алкилкетена.
3. В обобщенном виде факторы придания заданной проклейки тест-лайнера димерами алкилкетена следующие: предварительное введение в массу катионного крахмала (8–10 кг/т); рН массы 7,0–8,5; применение
высококатионного клея (заряд частиц + 2 или +3) с повышенной температурой плавления (50–55 °С); повышенная температура сушки картона (не менее 110 °С) для улучшения созревания проклейки; дополнительное созревание проклейки после изготовления картона; нормальным является созревание, при котором необходимый уровень проклейки появляется после перемотки картона на продольно-резательном станке.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
Шмига В. Изготовление бумаги в нейтральной и щелочных средах // Современные проблемы химии и химической технологии. Обзор. М., 1988. Вып. ΙΙ (230). 57 с.
Крылатов Ю.А., Ковернинский И.Н. Проклейка бумаги. М., 1987. 288 с.
Фляте Д.М. Свойства бумаги. М., 1986. 680 с.
Иванов С.Н. Технология бумаги. М., 1970. 696 с.
Фролов М.В. Структурная механика бумаги. М., 1982. 272 с.
Ковернинский И.Н., Дулькин Д.А., Блинушова О.И. Исследование динамики проклейки бумаги из вторичного
волокна клеями на основе алкилдимеркетенов // Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья: материалы III Всеросс. науч. конф. Барнаул, 2007. Кн. 3. С. 94–98.
Энгельгардт Т., Гранич К., Риттер К. Проклейка бумаги / перев. с нем. Б.М. Гуткина. М., 1975. 224 с.
Ostwald Wo. Die Welt der vernachlassigten Dimensionen. Dresden-Leipzig: Vertrag Th. Steinkopft, 1944.
Placzek L. Chemische produkte fur die Papierfabrikation. 2. wrsentlich erweitere Ausgabe. Hausenstamm: P.Keppler.
Vertrag KG, 1967.
Структурообразование в суспензиях целлюлозных волокон. Рига, 1967. 208 с.
Ковернинский И.Н. Упрочнение целлюлозно-бумажных материалов поверхностной обработкой модифицированными карбамидными олигомерами: дис. … д-ра техн. наук. М., 1992. 328 с.
Пчелин В.А. Гидрофобное взаимодействие в гидрофобных системах. М., 1976. 64 с.
Фролов М.В. О природе межволоконных сил в бумаге // Бумажная промышленность. 1980. №3. С. 15–17.
Фролов М.В. Структурная механика бумаги. М., 1982. 272 с.
Милиховски М. О механизме взаимодействия в бумагообразующих гидрофильных системах // Химия древесины. 1990. №1. С. 69–77.
Поступило в редакцию 28 января 2008 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 139–141.
УДК 676.038.2
ИССЛЕДОВАНИЕ ВТОРИЧНОГО ВОЛОКНИСТОГО СЫРЬЯ ДЛЯ
ПРОИЗВОДСТВА ТЕСТ-ЛАЙНЕРА
©
Г.В. Свердлик1, И.Н. Ковернинский2*
ООО «Экологические технологии», Балахна Нижегородской обл. (Россия)
E-mail: gregory@ecopapers.ru
2
Архангельский государственный технический университет, наб. Северной
Двины, 17, Архангельск, 163002 (Россия) E-mail: kovern@list.ru
1
Статья посвящена исследованиям качества макулатуры марки МС-5Б, применяемой для производства тест-лайнера,
и макулатуры – отходов производства упаковки для жидких пищевых продуктов «тетрапак».
Установлены физико-химические показатели волокна из вторичного сырья – отходов производства упаковки для жидких
пищевых продуктов и выполнено их сравнение с наиболее качественным вторичным сырьем – макулатурой МС-5Б 1 и 2 –го
сорта.
Сравнение показателей качества макулатуры бумажной и картонной с макулатурой – отходами производства тетрапак, позволяет утверждать, что отходы тетрапак являются потенциальным сырьем для производства высококачественного вторичного волокна.
Вторичное волокно из отходов тетрапак можно использовать как самостоятельно, так и в композиции с волокном
бумажной и картонной макулатуры для повышения качества тест-лайнера.
Введение
Анализ литературных данных в области переработки макулатуры говорит об обоснованности ожидания
ее возрастающей роли в качестве источника вторичного волокна – заменителя свежих волокнистых полуфабрикатов для развития производства бумаги и картона. И прежде всего потому, что о макулатурном сырье
можно определенно говорить как о неисчерпаемом ресурсе. Прогнозируемый рост производства и потребления бумажно-картонной продукции пропорционально пополнит этот ценный вид вторичного волокнистого сырья, которое, в свою очередь, обеспечит прирост объемов производства бумаги и картона.
В современной структуре переработки макулатуры главным направлением остается производство тарного
картона и, в частности, одного из основных его компонентов – тест-лайнера. Ежегодный прирост данного вида
продукции находится в пределах 5–7% при сохраняющейся тенденции к повышению качества тест-лайнера.
Известно 1–3, что в результате прохождения полного технологического цикла изготовления бумаги или
картона в волокнах происходят обратимые и необратимые изменения, затрагивающие их надмолекулярную
структуру, что в конечном итоге обусловливает существенное снижение исходных свойств волокон как полуфабрикатов для повторного использования. Поэтому дальнейшее углубление знаний о процессах, протекающих в структуре растительного волокна под воздействием факторов технологии, приводящих к ухудшению свойств, для возможности восстановления их до удовлетворяющих значений представляется задачей
актуальной, теоретически и практически полезной. В данной статье представлены основные результаты
сравнительных исследований физико-механических свойств различных марок вторичного волокнистого сырья – макулатуры.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
Г.В. СВЕРДЛИК, И.Н. КОВЕРНИНСКИЙ
140
Экспериментальная часть
Целью исследований было получение сравнительных данных о качестве макулатуры марки МС-5Б, применяемой для производства тест-лайнера, и макулатуры – отходов производства упаковки для жидких пищевых продуктов тетрапак.
Объектами исследований стали образцы различных марок макулатуры, используемые и рассматриваемые в качестве потенциальных источников для производства тест-лайнера с повышенными показателями
физико-механичесикх свойств в ООО «Экологические технологии» (макулатура тетрапак).
Данные исследований стандартных физико-механических и размерных характеристик приведены в таблице.
Обсуждение результатов
В таблице (п.п. 1 и 2), приведены данные по макулатуре марки МС-5Б 1 и 2-го сортов, которая применяется в настоящее время в ООО «Экологические технологии» для производства тест-лайнера. В целом физико-механические показатели макулатуры отвечают требованиям ГОСТ 10700-1997 на бумажную и картонную макулатуру 4. Следует выделить макулатуру МС-5Б (сорт 1), имеющую более высокие показатели по
сравнению с макулатурой 2-го сорта. Такая разница в показателях, при примерно одинаковой длине волокна
– 1,41 мм, против 1,31 мм, объясняется тем, что макулатура 1 сорта должна состоять практически из отходов
производства и потребления бумаги и гофрокартона, произведенного с высокой долей первичного волокна.
Ресурсы такой макулатуры ограничены, наблюдается ее дефицит. Поэтому, с точки зрения получения вторичного волокна со свойствами близким или превышающими макулатуру МС-5Б (1-й сорт), были исследованы три образца макулатуры из отходов производства пакетов тетрапак.
Для производства упаковки тетрапак используется крафт-картон с полиэтиленовым или полипропиленовым пленочным покрытием. Следовало ожидать, что волокно из этого вида сырья не должно уступать по
качеству макулатуре МС-5Б (1 сорт).
Как видно из таблицы (п.п. 3, 4 и 5), вторичное волокно из отходов производства тетрапак различных
производителей имеет качество сопоставимое с качеством волокна из бумажной и картонной макулатуры.
Качественными, заметно превышающими физико-механические показатели макулатуры МС-5Б, отличается
волокно из отходов тетрапак (Финляндия). Имея сопоставимую длину, данное волокно обладает заметно
большей разрывной длиной – 9060 м, против 7830, сопротивлением продавливанию – 582 кПа против 414.
Научное объяснение данному факту состоит в том, что упаковочный ламинированный картон (Финляндия)
производится из сульфатной беленой целлюлозы. Такая целлюлоза в большей степени делигнифицирована и
имеет более разветвленную удельную поверхность, повышенную гибкость и эластичность. Этот комплекс
факторов обеспечивает существенно более прочные межволоконные связи в структуре листа картона.
Белизна, %
Мелочь, %
Ширина, мкм
Длина, мм
Абсолютное сопротивление продавливанию, кПа
Сопротивление
раздиранию, мН
Удлинение до разрыва, %
Разрывная длина,
м
Степень помола,
оШР
Марка
макулатуры
Время размола,
мин
Исследованные марки макулатуры, стандартные физико-механические показатели и средневзвешенные
размеры волокна
1. МС-5Б 1 с.
21
35
7830
2,14
684
414
1,41
28,8
8,5
–
2. МС-5Б 2 с.
20
32
3720
1,87
730
203
1,31
27,0
9,7
–
3. Отходы
18
34
6390
2,13
751
398
1,32
27,1
9,8
–
производства
тетрапак
4. Отходы
19
36
9060
2,71
721
582
1,45
28,9
–
75,0
производства
тетра-пак
(Финляндия)
5. Отходы
19
33
4380
2,38
812
262
1,11
24,1
13,1
77,5
производства
тетра-пак,
(Америка)
Размол волокнистых полуфабрикатов проводился в лабораторных условиях в центробежном размалывающем аппарате.
ИССЛЕДОВАНИЕ ВТОРИЧНОГО ВОЛОКНИСТОГО СЫРЬЯ …
141
Близким по качеству к волокну из макулатуры МС-5Б (сорт 1), является волокно из отходов тетрапак
(табл., п. 3).
Исследованные отходы тетрапак образуются на российских предприятиях, производящих упаковку для
жидких пищевых продуктов из сырья различных поставщиков.
Выводы
1. Экспериментально установлены физико-химические показатели волокна из вторичного сырья – отходов производства упаковки для жидких пищевых продуктов и выполнено их сравнение с наиболее качественным вторичным сырьем – макулатурой МС-5Б 1 и 2-го сорта.
2. Сравнение показателей качества макулатуры бумажной и картонной с макулатурой – отходами производства тетрапак, позволяет утверждать, что отходы тетрапак являются потенциальным сырьем для производства высококачественного вторичного волокна.
3. Вторичное волокно из отходов тетра-пак можно использовать как самостоятельно, так и в композиции
с волокном бумажной и картонной макулатуры для повышения качества тест-лайнера.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
Иванов С.Н. Технология бумаги. М., 1970. 696 с.
Дулькин Д.А., Панов А.Н., Ковернинский И.Н., Спиридонов В.А. Ресурсы и качество макулатуры для производства бумаги и картона // Целлюлоза. Бумага. Картон. 2006. №5. С. 28–37.
Дулькин Д.А., Южанинова Л.А., Миронова В.Г., Спиридонов В.А. Научные основы переработки макулатуры //
Технология переработки макулатуры: тр. 6-й Междунар. научн.-техн. конф. Караваево – Правда, 2005. С. 87–99.
ГОСТ 10700-1997. Макулатура бумажная и картонная. Технические условия. Взамен ГОСТ 10700-1989; введен
2001-01-01.
Поступило в редакцию 7 января 2008 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 143–148.
УДК: 630.187.1:630.425
ИНДИКАЦИЯ ЗАГРЯЗНЕНИЯ АТМОСФЕРЫ КРАСНОЯРСКА
ПО МОРФОМЕТРИЧЕСКИМ И ХИМИЧЕСКИМ ПОКАЗАТЕЛЯМ ХВОИ
ЕЛИ СИБИРСКОЙ
©
О.А. Есякова, Р.А. Степень*
Сибирский государственный технологический университет (СибГТУ),
пр. Мира, 82, Красноярск, 660049 (Россия) E-mail: sibstu.kts.ru
Загрязнение атмосферы отражается на размерах хвои сибирской ели, и это позволяет судить о состоянии окружающей среды по их морфометрическими показателям. Отклонение в содержании и структуре эфирного масла как одного из
продуктов обмена веществ несет информацию об этом более надежную. Данные показывают возможность оценки интенсивности воздушного загрязнения атмоферы по изменениям морфометрических и химических показателей хвои.
Введение
Обратной стороной промышленных достижений и благополучия является усиление загрязнения среды и
пропорциональный ему рост числа заболеваний населения. Отсюда очевидна актуальность оценки экологического состояния территории городов и промышленных зон, ее дифференциация по этому признаку. Существующая оценка по ИЗО5, безусловно, представляет важную информацию о загрязнении. Однако в связи с
большим разнообразием поллютантов, их сочетанным действием на организм о положении на конкретной
территории обоснованнее судить по неспецифическим факторам. С учетом этого стали чаще применять методы биологической оценки, делающей возможным прямое определение качества среды, ее опасность для
человека [1, 2]. Наиболее приемлемым и значимым для этой цели считается использование анатомофизиологических и физиолого-биохимических методов анализа древесных растений, изменчивости содержания биологически активных веществ в их ассимиляционном аппарате.
Загрязнение воздушной среды территории Красноярска анализировалось по изменению морфометрических показателей и эфирного масла хвои ели сибирской. Данная древесная порода адаптирована к условиям
Красноярской лесостепи и весьма чувствительна к загрязнению среды. Указывается на способность ее хвои
активно поглощать аэрозоли, проникающие в полости и воздушные каналы листовой пластинки [3]. При
этом реакция ассимилирующего аппарата ели неспецифична на поллютанты, отражая общий уровень воздействия химических соединений разной природы [4].
Экспериментальная часть
Объектами исследования служили 15–20-летние деревья ели сибирской, произрастающие на территории
Красноярска, находящиеся под различным антропогенным воздействием. В качестве контроля взяты участки внутри лесных массивов в 40–60 км от города в стороне от господствующих ветров.
Отобранные на участке веточки привозили в лабораторию, хвою отделяли от стволиков и разделяли по
годам. В каждом из образцов определяли влажность и размеры хвои. Кроме того, хвою в целом с наиболее
загрязненного (Ленинский район, вблизи ТЭЦ-1, около основной магистрали) и фонового участков измельчали до размера частиц 3–5 мм и из нее гидродистилляционным методом отгоняли эфирное масло. Его выход определяли волюмометрически с учетом растворения в кубовом конденсате. Компонентный состав образцов анализировали методом ГЖХ, идентификацию компонентов – с использованием ХМС.
*
Автор, с которым следет вести перписку.
О.А. ЕСЯКОВА, Р.А. СТЕПЕНЬ
144
Результаты и обсуждение
Места отбора проб на территории Красноярска и лесных участков, а также длина, ширина и толщина
хвои ели разных лет жизни этих насаждений приведены в таблице 1.
Оценка загрязнения воздушной среды отдельных зон города непосредственно по размерам хвои ели,
произрастающей на его территории, затруднительна. Так, длина хвои 2 и 3-го годов весьма загрязненных
участков №1 и 2 и фонового в лесном массиве вблизи ст. Кемчуг отличаются незначительно. То же самое
отмечается при сравнении ширины хвои этих двух городских насаждений и участка у дер. Слизнево.
Вместе с тем для всех размеров хвои ели свойственна общая закономерность, заключающаяся в том, что
ее показатели возрастают в процессе онтогенеза. В среднем длина хвои второго года жизни на 20%, а третьего – на 30% больше первого. Примерно такое же соотношение наблюдается при сравнении их ширины и
толщины.
Таблица 1. Влияние расположения участков произрастания ели на размеры хвои
№
п/п
Место отбора, район города
1
ДК «Машиностроитель»,
Ленинский
2
ТЭЦ -1, Ленинский
3
Химкомбинат «Енисей»,
Ленинский
4
КрАМЗ, Советский
5
Парк «Гвардейский», Советский
6
Краевая больница №1,
Советский
7
Центральный парк,
Центральный
8
ул. Республики,
Железнодорожный
9
Политехнический техникум,
Свердловский
10
Исполком, Свердловский
11
Академгородок, Октябрьский
12
Дер. Слизнево, Емельяновский
13
Ст. Кемчуг, Козульский
14
Дер. Иннокентьевка,
Уярский
Возраст хвои,
год
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
длина
13,4±0,2
17,5±0,2
18,9±0,5
12,1±0,3
15,6±0,3
17,8±0,3
14,5±0,5
17,2±0,4
18,4±0,7
10,4±0,5
15,2±0,3
16,9±0,5
14,1±0,4
15,4±0,3
15,9±0,3
14,0±0,4
14,8±0,4
15,5±0,5
16,8±0,4
17,4±0,5
20,6±0,4
15,9±0,2
16,9±0,2
17,3±0,4
11,6±0,2
14,4±0,3
15,3±0,2
13,8±0,3
17,8±0,4
18,1±0,4
14,4±0,3
15,1±0,5
16,7±0,3
19,9±0,2
21,3±0,4
22,1±0,2
16,6±0,3
18,1±0,1
18,3±0,4
17,5±0,3
19,1±0,2
19,8±0,3
Размеры хвои, мм
ширина
0,91±0,03
0,98±0,03
1,05±0,02
0,83±0,04
0,88±0,05
0,89±0,04
0,68±0,04
0,90±0,05
1,01±0,07
0,68±0,04
0,90±0,03
1,01±0,07
0,89±0,04
0,92±0,03
1,13±0,04
0,93±0,03
0,99±0,04
1,01±0,03
0,87±0,04
0,92±0,04
0,94±0,02
0,94±0,03
0,98±0,02
1,01±0,01
0,94±0,04
1,13±0,03
1,15±0,03
0,95±0,03
1,09±0,01
1,14±0,03
0,97±0,03
1,05±0,04
1,06±0,02
0,91±0,04
0,98±0,03
1,05±0,05
1,07±0,04
1,18±0,05
1,22±0,05
1,01±0,03
1,08±0,03
1,11±0,03
толщина
0,65±0,02
0,81±0,02
0,91±0,02
0,74±0,03
0,99±0,07
1,04±0,03
0,73±0,04
0,74±0,03
0,76±0,02
0,56±0,02
0,77±0,03
0,77±0,03
0,80±0,03
0,92±0,02
1,06±0,02
0,61±0,03
0,65±0,03
0,69±0,04
0,72±0,04
0,79±0,03
0,86±0,02
0,79±0,02
0,73±0,03
0,87±0,02
0,68±0,02
0,88±0,03
0,94±0,02
0,67±0,02
0,85±0,04
0,95±0,02
0,77±0,03
0,81±0,05
0,84±0,03
0,77±0,03
0,86±0,04
1,04±0,03
0,94±0,02
0,96±0,03
0,98±0,03
0,84±0,02
0,92±0,03
0,96±0,03
ИНДИКАЦИЯ ЗАГРЯЗНЕНИЯ АТМОСФЕРЫ Г. КРАСНОЯРСКА …
145
Спецификой городских посадок является, как правило, снижение длины и толщины хвои первого года по
сравнению с контролем. Для ширины такая зависимость проявляется не во всех случаях. В некоторых загрязненных насаждениях ширина хвои не меньше, чем в фоновых. Подобные изменения наблюдались и другими авторами [5] при изучении произрастания сосны обыкновенной в техногенных условиях. Можно
предполагать, что положительный эффект, обусловленный повышением температуры и содержания СО 2, в
должной мере не компенсирует снижения интенсивности солнечной радиации, присутствия ингибиторов
роста и других негативных явлений.
В последующие годы темпы наращивания показателей хвои в городских условиях выше, чем в лесу. На
городских участках ее прирост в длину и толщину на 2- и 3-м году происходит в 2,5–3,0, а в ширину – в 1,5
раза быстрее, чем в массиве. Превышение роста в длину и толщину по сравнению с шириной отмечается
при загрязнении воздушной среды сосновых насаждений [5]. По-видимому, это можно объяснить адаптацией растений к местным условиям и некоторыми позитивными возможностями среды к усилению синтетических процессов.
Дополнительная информация может быть получена при сопоставлении поверхности и объема хвои деревьев разных участков, которые можно рассматривать как интегрирующие показатели, усредняющие ее морфометрическую структуру. В частности, при сравнении видно, что при существенном различии размеров хвои
двух контрольных участков (№12 и 13) площади их поверхностей являются достаточно близкими. Если расхождение в их длине, ширине и толщине составляют 17–20%, то по поверхности оно снижается до 2–4%.
Полученные данные могут служить основанием для ориентировочного представления о том, что величина поверхности может рассматриваться в качестве показателя, характеризующего степень негативного воздействия окружающей среды на развитие ассимиляционного аппарата растений, т.е. меру загрязненности
среды. Представляется, что наиболее информативными являются данные по хвое первого года, в течение
которого в большей мере происходит адаптация биосинтетических процессов к условиям произрастания
растений. Исходя из этой предпосылки мы можем утверждать, что наименее загрязнена атмосфера в Академгородке (уч. №11), несколько больше – на ул. Республики (уч. №8) и Центрального парка (уч. №7). Поверхности и объемы хвои 2- и 3-го годов этих насаждений также являются близкими.
Судя по морфометрическим показателям, существенно загрязнена атмосфера около исполкома Кировского района (уч. №10), краевой больницы №1 (уч. №6) и в парке «Гвардейский» (уч. №5). Еще худшее положение около ТЭЦ-1 (уч. №2), химкомбината «Енисей» (уч. №3) и политехнического техникума (уч. №9).
Такое дифференцирование городских зон достаточно прослеживается как непосредственно по размерам
хвои, так и по их поверхности и объему.
Значительно угнетена ель на участке около КрАМЗа (уч. №4). Об этом прежде всего свидетельствуют
размеры хвои 1-го года этих деревьев и их варьирование, существенно превышающие соответствующие изменения в других насаждениях, а также большое число хлорозов и некрозов. Главная причина такого их состояния связана, по-видимому, с наличием в выбросах предприятия фтористых соединений [6].
Для уточнения надежности оценки загрязнения среды изучаются процессы метаболизма растений на
разных участках, их отклонение от нормы. Удобными для этого считаются характеризующиеся достаточной
временной стабильностью летучие терпеноидные соединения – эфирные масла [7].
С учетом этого для решения вопроса о влиянии загрязнения на физиолого-биохимические процессы в организме и сроки его воздействия в течение года сравнивали выходы и компонентный состав эфирных масел
фонового и сильнозагрязненного участков ели. Результаты количественного определения его содержания в
хвое молодняка одной из наиболее загрязненных посадок (уч. № 2, вблизи ТЭЦ-1) и фонового фитоценоза в
Уярском районе (45 км от Красноярска) приведены в таблице 2.
Характер сезонных изменений одинаков для обоих участков, но антропогенное загрязнение воздушной
среды вносит заметные коррективы как в содержание эфирного масла в хвое, так и динамику его накопления. В интенсивно загрязненных зонах, как это ранее отмечалось О.В. Сотниковой на примере сосняков [7],
его вклад снижается. То же самое наблюдается и в сравниваемом случае, когда содержание эфирного масла
в хвое лесного массива в среднем на 9% выше, чем на участке в Ленинском районе. Вместе с тем, начиная с
июня и заканчивая октябрем, его вклад в городском насаждении одинаков или даже несколько выше уровня
масла лесного участка. Представляется, что при анализе хвои городских участков получаются заниженные
результаты. Известно, что эмиссия экзометаболитов, основой которых в хвойных фитоценозах являются
летучие терпеноиды, заметно возрастает при увеличении температуры окружающей среды [8]. Она же в городских условиях несколько выше по сравнению с лесными территориями, следовательно, интенсивность
их улетучивания значительнее.
О.А. ЕСЯКОВА, Р.А. СТЕПЕНЬ
146
Таблица 2. Сезонная динамика содержания эфирного масла хвои ели городского и лесного насаждений, %
Время отбора, месяц
Лесной массив
Городской участок
Январь
Февраль
Март
Апрель
Май
Июнь
Июль
Август
Сентябрь
Октябрь
Ноябрь
Декабрь
х±m
σx
ν, %
0,79±0,03
0,82±0,04
0,94±0,04
0,96±0,03
0,79±0,04
0,70±0,02
0,90±0,03
1,00±0,03
1,10±0,03
1,04±0,04
0,94±0,03
0,90±0,03
0,91±0,05
0,130
14,2
0,62±0,03
0,59±0,02
0,74±0,03
0,80±0,03
0,71±0,02
0,72±0,02
1,00±0,03
1,02±0,03
1,14±0,03
1,06±0,03
0,78±0,02
0,73±0,03
0,83±0,05
0,179
21,6
Предполагается, что увеличение содержания терпеноидных соединений в хвое обусловлено интенсификацией их биосинтеза как ответной реакции растительного организма на неблагоприятное воздействие среды. Возможно также, что обогащение ими хвои связано с воздействием некоторых процессов, идущих с образованием терпеноидов, под влиянием адсорбируемых организмом техногенных загрязнителей. Приводятся сведения, что в аналогичных условиях происходит накопление тканями и других вторичных метаболитов
– фенольных веществ [9].
Основу эфирного масла хвои ели сибирской представляют монотерпеновые углеводороды, на которые
приходится 60–65% общей суммы летучих терпеноидов. Их превалирующим компонентом является камфен.
Значительная доля в масле приходиться также на α-пинен, 3-карен, лимонен (с β-фелландреном). Общая
сумма этих углеводородов составляет до 80% фракции. С учетом этого изменение их содержания в составе
масла может служить основанием для заключения о типе и специфике развития древесных растений, в частности, под воздействием неблагоприятных факторов. В состав эфирного масла хвои ели входят и другие
компоненты, свойственные для хвойных древесных растений: сантен, трициклен, β-пинен, мирцен, фелландрены, терпинолен, терпинены.
Наибольший вклад в кислородсодержащую фракцию вносит борнилацетат – 25–35% от суммы всех компонентов масла. С учетом этого хвоя, как и древесная зелень в целом ели сибирской, может служить сырьем при
выработке эфирного масла совместно с древесной зеленью пихты. Считается, что борнилацетат находиться в
тесной биогенетической связи с камфеном [10]. Вместе с другим представителем камфановой группы (камфорой) их вклад в еловое масло составляет около 40%. В состав кислородосодержащей фракции входят и другие
производные монотерпенов: терпениолы, борнеол, терпенилацетат, фенхон, фенхол и т.д.
Представительство сесквитерпеноидов в эфирном масле хвои ели сибирской незначительно (2–5%). Их превалирующим компонентом являются кариофилен и лонгифолен, суммарный вклад которых составляет около
70% фракции. Кроме того, в составе масла найдены лонгициклен, изолонгифолен, муролены, кадинен и др.
Несмотря на значительные различия в условиях существования лесного и городского насаждений ели
компонентный состав эфирного масла хвои отличается несущественно. Хотя в последнем из них и появляются дополнительные соединения, однако все компоненты, свойственные для елового масла незагрязненных
фитоценозов, отмечаются в их составе. Вместе с тем вклад многих из них в сравниваемых образцах заметно
различается (табл. 3).
При переходе от незагрязненного к загрязненному участку в эфирном масле хвои ели убывает содержание α-пинена, лимонена, камфоры и особенно камфена и, напротив, возрастает доля кислородсодержащих
соединений, прежде всего борнилацетата. Отмечаемые изменения, по всей вероятности, связаны с химическими превращениями, происходящими внутри организма под воздействием загрязнения атмосферы. Их
наиболее крупнотоннажными компонентами в городах считаются оксиды серы и азота, выбрасываемые в
основном тепловыми станциями и автотранспортом. Из воздуха они проникают в растения, создавая внутри
них кислую среду. Известно, что в таких условиях камфен реагирует с органическими кислотами (муравьиной, уксусной и др.) с образованием эфиров борнеолов [11].
ИНДИКАЦИЯ ЗАГРЯЗНЕНИЯ АТМОСФЕРЫ Г. КРАСНОЯРСКА …
147
Таблица 3. Изменение компонентного состава эфирного масла ели при антропогенном загрязнении среды,
% от суммы
Основные компоненты
Трициклен
α-Пинен
Камфен
β-Пинен
3-Карен
Лимонен + β-фелландрен
Терпинолен
Всего монотерпенов
Камфора
Изоборнеол
Борнилацетат
Кариофилен
Другие
Всего кислород-содержащих и
сесквитерпеноидных соединений
xm
1,4±0,3
13,4±1,6
16,4±0,9
6,2±0,9
9,8±0,9
13,3±2,0
1,6±2,0
3,1±0,5
2,7±0,2
25,8±2,0
1,6±0,3
4,9±0,9
Лесной массив
σх
0,88
3,86
1,91
2,46
2,48
5,38
0,41
62,1
1,28
0,57
5,30
0,78
37,7
ν, %
62,9
28,8
11,4
39,7
25,3
40,5
25,6
41,3
21,1
20,5
48,8
Городской участок
σх
0,29
4,53
3,71
2,24
2,53
2,92
0,37
45,6
2,1±0,4
1,01
6,4±0,9
2,42
40,3±2,6
6,87
2,6±0,3
0,77
3,2±0,7
xm
0,8±0,1
8,6±1,7
10,8±1,3
5,9±0,8
8,8±1,0
9,7±1,7
1,0±0,1
ν, %
36,3
52,6
34,4
38,0
28,8
30,1
37,1
48,1
37,8
17,0
29,9
54,6
Уксусная кислота относится к известным метаболитам хвойных древесных растений. Поэтому её взаимодействие с камфеном при участии в качестве катализатора серной кислоты вполне реально. По этой же причине из-за кислотности среды тормозится перевод этих эфиров в камфору. Прямое же окисление камфена в
камфору происходит только при катализе процесса хромовой кислотой, что в условиях Красноярска маловероятно [12]. Это может служить объяснением уменьшения содержания камфена и камфоры и повышения концентрации борнилацетата при атропогенном загрязнении воздушной среды. Наличием кислой среды объясняется и уменьшение в эфирном масле α-пинена и моноциклических терпенов (лимонена и β-фелландрена).
Приводятся сведения, что α-пинен в присутствии серной кислоты частично превращается в смесь эфиров
терпеновых спиртов, моноциклических терпенов и полимеров [13]. Монотерпены такого строения в этих
условиях изомеризуются и полимеризуются преимущественно в димеры. Время удерживания последних
близко с сесквитерпеноидами, чем, возможно, и объясняется некоторое увеличение вклада этой фракции в
масле хвои ели загрязненных участков.
В незагрязненных и загрязненных насаждениях, даже без учета неидентифицированных, судя по расположению на хроматограмме кислородсодержащих соединений, их значение в анализируемом случае найдено равным соответственно 1,87 и 0,89. Эти показатели, отражающие протекающие в организме растений
процессы метаболизма, объективнее морфологических определяют состояние насаждений и, следовательно,
загрязнение среды. Исходя из этого они позволяют оценить надежность определения интенсивности загрязнения зоны, проведенного по изменению размеров хвои.
Результаты хроматографического анализа свидетельствуют о широком интервале значений этого показателя и его зависимости от места расположения участков. Отношение фракций монотерпенов и более тяжелых компонентов в эфирном масле хвои фоновых насаждений 1,95–1,79 ((дер. Слизнево, Иннокентьевка, ст.
Кемчуг), малозагрязненных – 1,62 (Академгородок), среднезагрязненных – 1,47–1,35 (Центральный парк,
ДК «Машиностроитель»), сильнозагрязненных – 1,10–0,81 (ТЭЦ-1, парк «Гвардейский», больница №1, политехнический техникум, исполком Кировского района) и специфического загрязнения участков – 0,68
(КрАМЗ). Несколько выделяются из этого ряда посадки на ул. Республики (1,24) и около химкомбината
«Енисей» (1,17). Снижение вклада монотерпенов в первом случае объясняется запыленностью деревьев
вблизи автотрассы. Известно, что эти соединения синтезируются лишь на свету и уменьшение интенсивности освещения тормозит их образование. Во втором случае, несмотря на выбросы промышленных предприятий, относительно слабая интенсивность движения автотранспорта смягчает условия биосинтеза монотерпенов. Полученные данные указывают на сравнительно высокую надежность оценки загрязнения среды по
морфологическим показателям хвои.
Выводы
Таким образом, при проведении исследований изучено содержание, состав и сезонная динамика эфирного масла хвои ели сибирской городских и лесных насаждений. В июне-сентябре в связи с интенсификацией
О.А. ЕСЯКОВА, Р.А. СТЕПЕНЬ
148
биосинтеза в ответ на неблагоприятное воздействие среды им более насыщенна хвоя загрязненных, в
остальное время – «чистых» участков. В компонентном составе масла первых из них преобладают монотерпеновые углеводороды, вторых – кислородсодержащие соединения, по отношению которых можно судить
об аэрогенном загрязнении территории.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
Захаров В.М., Кларк Д.Б. Биотест. Интегральная оценка здоровья экосистем и отдельных видов. М., 1993. 68 с.
Николаевский В.С. Экологическая оценка загрязнения среды и состояния наземных экосистем методами фитоиндикации. М., 1999. 193 с.
Фомин Б.И. Проблемы экологического мониторинга и моделирование экосистем. СПб., 1992. Т. 14. 103 с.
Захаров В.М. Здоровье среды: методика оценки. М., 2000. 129 с.
Приступа Г.К. Анатомо-морфологические изменения хвои сосны в техноегнных условиях // Лесоведение. 1987.
№1. С. 58–60.
Рожков А.С. Действие фторсодержащих эмиссий на хвойные деревья. Новосибирск, 1989. 156 с.
Сотникова О.В., Степень Р.А. Эфирные масла сосны как индикатор загрязнения среды // Химия растительного
сырья. 2001. №3. С. 74–81.
Степень Р.А., Репях С.М. Летучие терпеноиды сосновых лесов. Красноярск, 1998. 406 с.
Запрометов М.М. Фенольные соединения: распространение, метаболизм и функции в растениях. М., 1993. 272 с.
Кинтя П.К., Фадеев П.К., Акимов Ю.А Терпеноиды растений. Кишинев, 1990. 151 с.
Рудаков Г.А. Химия и технология камфоры. М., 1976. 208 с.
Рудаков Г.А., Хоменко З.С., Арбина Т.Ф. Непрерывный способ получения уксусного эфира изоборнеола из
камфена // Гидролизная и лесохимическая промышленность. 1955. №5. С. 3–4.
Рудаков Г.А. Химия и технология камфоры. М., 1961. 224 с.
Поступило в редакцию 16 мая 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 149–150.
Краткие сообщения
УДК 615.2./3.8.07
УСТАНОВЛЕНИЕ ТЕХНОЛОГИЧЕСКИХ ПАРАМЕТРОВ ЛИСТЬЕВ ЛОПУХА
БОЛЬШОГО
©
Л.М. Федосеева*, М.А. Биндюк
Алтайский государственный медицинский университет, пр. Ленина, 40,
Барнаул, 656099 (Россия) E-mail: ludmila@agmu.ru
Нами планируется разработать технологию получения экстракта листьев лопуха. Для более эффективного процесса
экстрагирования, прогнозирования и нормирования качества экстракта лопуха в результате исследований установлены
технологические свойства листьев лопуха большого: насыпная масса – 0,23 г/см3; коэффициент наполнения сухого сырья – 3,44 см3/г; коэффициент наполнения набухшего сырья – 1,91 см3/г; коэффициент вытеснения сырья – 1,01 см3/г;
коэффициент поглощения – 2,74 см3/г; коэффициент образования внутреннего сока – 3,05 см3/г; коэффициент увеличения объема при растворении экстрактивных веществ – 0,54 см3/г.
Введение
Лопух большой – Arctium lappa – крупное двулетнее травянистое растение из семейства сложноцветных –
Asteraceae с толстым стержневым корнем. На первом году образует прикорневые листья, на втором – крупный
прямостоячий продолговатобороздчатый стебель, сильно ветвистый сверху. Листья черешковые, крупные, широкосердцевидно-яйцевидные, с верхней стороны почти голые, снизу серовато-войлочноопушенные. Цветки в шаровидных корзинках, собранных в щитковидные соцветия. Все цветки трубчатые, лилово-пурпурные.
В медицине используются корни лопуха в качестве мочегонного, противовоспалительного средства. В
народной медицине широко применяются листья первого года как противовоспалительное, противоопухолевое, наружно – регенерирующее средство [2, 5].
Фитохимический состав листьев лопуха большого изучен на кафедре фармацевтической химии АГМУ.
Установлено, что в листьях лопуха большого содержатся полисахариды, дубильные вещества, флавоноиды,
аскорбиновая кислота, сумма алкалоидов, сумма липофильных веществ [3].
Нами планируется разработать технологию получения экстракта листьев лопуха. Для более эффективного процесса экстрагирования, прогнозирования и нормирования качества экстракта необходимо определить
технологические свойства лекарственного растительного сырья.
Цель настоящей работы – установление технологических параметров листьев лопуха большого.
Объектами исследования служили листья лопуха большого, собранные в период цветения в окрестностях
Барнаула в 2005–2006 гг.
Экспериментальная часть
Предварительно проведено определение влажности и содержания экстрактивных веществ листьев лопуха большого по методикам ГФ XI издания [1].
Определяли следующие технологические показатели: насыпную массу, коэффициент наполнения, коэффициент поглощения, коэффициент увеличения объема при растворении экстрактивных веществ, коэффициент образования внутреннего сока.
Объемную и насыпную массу необходимо учитывать для определения объема, занимаемого сухим и
набухшим сырьем, внешним соком, которые позволяют установить соотношение сырья и экстрагента, изменение объема внутреннего и внешнего сока при набухании сырья, концентрацию веществ во внутреннем и
внешнем соке при изменении их объемов. Насыпная масса служит мерой объема, занимаемого единицей
массы измельченного сырья. Коэффициент наполнения сырья – объем жидкости, необходимой для заполнения промежутков между частицами единицы массы сухого, плотно уложенного сырья. Коэффициент вытеснения сырья – объем жидкости, вытесняемой при погружении в нее единицы массы сухого сырья [4]. Эти
три показателя технологических свойств сырья определяют одновременно.
*
Автор, с которым следует вести переписку.
Л.М. ФЕДОСЕЕВА, М.А. БИНДЮК
150
Методика определения. Около 50,0 г сырья помещают в цилиндр с притертой пробкой емкостью 500 см 3
и уплотняют до прекращения изменения объема, объем фиксируют и заливают в цилиндр 400 см 3 экстрагента. Содержимое цилиндра перемешивают в течение 2 мин для удаления пузырьков воздуха с поверхности
частиц сырья, по уровню жидкости в цилиндре фиксируют суммарный объем сырья и экстрагента, после
чего закрывают пробкой и оставляют на 24 ч для набухания. Затем сырье прижимают решеткой, доводя объем до исходного, сливают извлечение, фиксируя объем [4].
Коэффициент поглощения сырья – объем экстрагента, поглощенного единицей массы сырья при его
набухании. Коэффициент образования внутреннего сока – объем внутреннего сока, образовавшегося в единице массы сырья при растворении в поглощенном экстрагенте капиллярной влаги и экстрактивных веществ. Коэффициент увеличения объема при растворении экстрактивных веществ – увеличение объема экстрагента при растворении в нем единицы массы экстрактивных веществ.
Методика определения. 100,0 г измельченных листьев лопуха помещают в предварительно взвешенный диффузор. Сырье уплотняют и взвешивают. Сняв пробку при закрытом кране, сырье заливают экстрагентом до образования слоя жидкости над поверхностью сырья высотой 5 см. Прижимают решетку к поверхности сырья, закрывают
диффузор крышкой и взвешивают. Настаивание проводят в течение 24 ч, периодически перемешивая. Затем сливают извлечение в предварительно взвешенный цилиндр, объем фиксируют, цилиндр с извлечением взвешивают. 25
мл профильтрованного извлечения помещают в предварительно взвешенный бюкс и взвешивают. Извлечение выпаривают досуха, доводят до постоянной массы при температуре 100 °С в течение 3 ч [4].
Обсуждение результатов
В таблице представлены результаты определения технологических показателей: насыпной массы, коэффициента наполнения и коэффициента вытеснения, коэффициента поглощения, коэффициента образования внутреннего сока и коэффициента увеличения объема при растворении экстрактивных веществ листьев лопуха
большого. Проведено пять параллельных определений и статистическая обработка данных [1].
Полученные результаты будут использованы в ходе исследований по разработке технологии и схемы
производства экстракта листьев лопуха.
Результаты определения технологических параметров листьев лопуха большого
№
Насыпная
серии масса, г/см3
1
2
3
4
5
0,22
0,23
0,23
0,22
0,23
0,23±0,005
Коэффициент
наполнения
сухого сырья,
см3/г
3,47
3,43
3,42
3,46
3,41
3,44±0,03
Коэффициент Коэффициент Коэффициент Коэффициент Коэффициент увевытеснения
наполнения
поглощения
образования личения объема при
сырья, см3 /г
набухшего
сырья, см3 /г внутреннего
растворении экссырья, см3/г
сока, см3 /г
трактивных веществ, см3/г
1,02
1,90
2,72
3,1
0,55
1,01
1,92
2,77
3,05
0,53
1,01
1,91
2,76
3,05
0,54
1,02
1,90
2,76
3,04
0,55
1,00
1,90
2,71
2,99
0,53
1,01±0,01
1,91±0,01
2,74±0,03
3,05±0,04
0,54±0,01
Выводы
Для более эффективного процесса экстрагирования, прогнозирования и нормирования качества экстракта лопуха в результате исследований установлены технологические свойства листьев лопуха большого:
насыпная масса – 0,23 г/см3; коэффициент наполнения сухого сырья – 3,44 см3/г; коэффициент наполнения
набухшего сырья – 1,91 см3/г; коэффициент вытеснения сырья – 1,01 см3/г; коэффициент поглощения –
2,74 см3/г; коэффициент образования внутреннего сока – 3,05 см3/г; коэффициент увеличения объема при
растворении экстрактивных веществ – 0,54 см3/г.
Список литературы
1.
2.
3.
4.
5.
Государственная фармакопея СССР: в 2 т. 11-е-изд. М., 1987. Т. 1. 336 с.
Государственная фармакопея СССР: в 2 т. 11-е-изд. М., 1989. Т. 2. 400 с.
Кнауб Н.Н. Фитохимическое исследование и перспективы использования листьев лопуха большого, произрастающего в Алтайском крае, в качестве лекарственного сырья: автореф. дис. … фарм. наук. Пермь. 2006.
Муравьев И.А., Пшуков Ю.Г. Теоретические основы производства жидких экстрактов методом реперколяции с
законченным циклом. Пятигорск, 1985. 47 с.
Яковлев Г.П., Блинова К.Ф. Ботанико-фармакогностический словарь. М., 1990. 272 с.
Поступило в редакцию 24 марта 2007 г
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 151–152.
УДК 661.185.2
МОНОЭФИРЫ КСИЛИТА И ЖИРНЫХ КИСЛОТ ТАЛЛОВОГО МАСЛА
©
А.В. Курзин*, А.Н. Евдокимов, О.С. Павлова, В.Б. Антипина
Санкт-Петербургский государственный технологический университет
растительных полимеров, ул. Ивана Черных, 4, Санкт-Петербург, 198095
(Россия) E-mail: zakora@mail.ru
Исследована возможность получения моноэфиров ксилита и жирных кислот таллового масла переэтерификацией их
метиловых эфиров. В качестве катализатора использована система К2СО3–СН3ОН. Предложенный способ может быть
использован в синтезе моноэфиров на основе других глицитов и высших непредельных кислот.
Сложные эфиры углеводов и высших жирных кислот (ВЖК), так называемые жиросахара, являются перспективными и ценными неионогенными поверхностно-активными веществами, применяемыми в различных отраслях промышленности и в медицине [1, 2]. В особую группу жиросахаров выделяют эфиры на основе глицитов. В литературе представлены различные способы их получения. Так, например, одни из способов получения моно- и пентаэфиров ксилита и ВЖК основаны на его ацилировании хлорангидридами и ангидридами предельных кислот [1, 3]. Известен также способ получения эфиров ксилита с различной степенью замещения высокотемпературной (160–240 °С) некаталитической этерификацией, сопровождающейся
его дегидратацией [4]. Значительно более перспективны химические и биохимические методы, основанные
на переэтерификации метиловых или этиловых эфиров ВЖК (в том числе, непредельных) глицитами, а также на взаимодействии алкиловых эфиров кислот с ацетатами глицитов [1, 2, 5].
В качестве химических оснóвных катализаторов вышеуказанных реакций используются: щелочные металлы, их сплавы, а также гидроксиды, карбонаты и алкоксиды [1, 2, 5]. Ранее нами установлено [6], что эффективным катализатором в реакции переэтерификации метиловых эфиров жирных кислот сахарозой является система К2СО3–СН3ОН, в которой образуется метоксид калия [7].
Метиловые и этиловые эфиры высших жирных кислот могут быть получены переэтерификацией жиров и масел соответствующим спиртом. Перспективным возобновляемым источником жирных кислот является талловое
масло – побочный продукт сульфат-целлюлозного производства. Основными составляющими жирных кислот
таллового масла (ЖКТМ) являются непредельные С18 кислоты: олеиновая, линолевая и линоленовая [8].
Цель настоящей работы – получение жиросахаров переэтерификацией метиловых эфиров ЖКТМ ксилитом с использованием в качестве катализатора системы К2СО3–СН3ОН.
Выбор растворителей и последовательности их применения для синтеза и очистки зависит от структуры
требуемого эфира. В связи с тем, что трудно подобрать специфический растворитель для получаемых эфиров,
нами предложено последовательно удалять примеси и исходные вещества различными растворителями. Предлагаемая методика очистки продукта реакции позволила выделить только моноэфиры ксилита и ЖКТМ. Полученные эфиры представляют собой некристаллизующееся мазеобразное вещество светло-желтого цвета.
Спектр ЯМР 1Н полученного моноэфира ксилита записывали на спектрометре Bruker WM-400 (400,13
МГц) для раствора в СDCl3, химические сдвиги определяли относительно внутреннего стандарта – ТМС.
Для контроля протекания реакции и установления чистоты синтезированных соединений использован метод
ТСХ на пластинках Silufol (UV 254) (элюент: н-бутанол – уксусная кислота – диэтиловый эфир – вода,
9 : 6 : 3 : 1 [9]).
*
Автор, с которым следует вести переписку.
А.В. КУРЗИН, А.Н. ЕВДОКИМОВ, О.С. ПАВЛОВА, В.Б. АНТИПИНА
152
ЖКТМ (марка «А», производство ОАО «Сегежский ЦБК») дополнительно очищали перегонкой в вакууме,
отбирая фракцию с температурой кипения 170–205 °С (1 мм рт. ст.). Метиловые эфиры ЖКТМ синтезировали
кипячением кислот с трехкратным избытком метанола в присутствии п-толуолсульфокислоты [10]. Метоксид
калия получали по методике [7]. В работе использовали пищевой ксилит с температурой плавления 93,5 °С.
Моноэфиры ксилита и ЖКТМ получали по следующей методике. К раствору 0,15 моль ксилита в 250 мл
ДМФА прибавляли 0,05 моль метиловых эфиров ЖКТМ и суспензию метоксида калия, приготовленную из
3,0 г К2СО3 и 40 мл СН3ОН. Реакционную массу перемешивали 12 ч при 95°С под давлением 160 мм рт. ст.,
далее охлаждали до комнатной температуры. ТСХ-анализ реакционной массы показал наличие главного
компонента – моноэфира и небольшую примесь эфиров с более высокой степенью замещения, а также исходных метиловых эфиров ЖКТМ. Реакционную массу промывали гексаном для удаления непрореагировавших метиловых эфиров ЖКТМ и отгоняли растворители в вакууме. Остаток растворяли в смеси, состоящей из 200 мл хлороформа и 50 мл воды, водную фазу отделяли, нейтрализовывали 5%-ным раствором уксусной кислоты и экстрагировали хлороформом. Все хлороформные экстракты объединяли, сушили MgSO 4,
и растворитель отгоняли на ротационном испарителе. Остаток экстрагировали холодным (5°С) метанолом
(3150 мл), при этом растворяются только моноэфиры ксилита и жирных кислот. Анализ с помощью ТСХ
показал отсутствие примесей исходных эфиров ЖКТМ и эфиров с более высокой степенью замещения. Растворитель отгоняли, продукт сушили в вакууме, выход моноэфиров ксилита и ЖКТМ составил 84%. Спектр
1
H ЯМР, δ, м.д.: 0.86 т (3Н, СН3), 1.20-2.73 м (2Н, СН2), 5.31 м (СН=СН), 4.50 с (4 Н, ОН), 4.05 д (2Н, С-СН2О-СО), 2.25 д (2Н, С-СН2-СО-О), 3,6 м (O-СН-C / О-CН2-C).
Выводы
1. Предложен метод синтеза моноэфиров ксилита и ЖКТМ с выходом 84%.
2. Эффективным катализатором переэтерификации метиловых эфиров ЖКТМ ксилитом является система К2СО3–СН3ОН.
Список литературы
Жогло Ф.А. Жиросахара (Получение, свойства, применение). М., 1975. 112 с.
Патент 3600186 США. Low-calorie fat-containing food composition / Mattson F.H., Volpenheim R.A. // Chem.
Abstr. 1971. V. 75. № 139614.
3. Carson J.F., Maclay W.D. Xylitol esters of fatty acids // J. Am. Chem. Soc. 1944. V.66. №9. Р. 1609–1610.
4. Киселев В.С., Лубман А.М. Алкидные смолы на основе ксилита. II. Этерификация ксилита жирными и смоляными кислотами // Журнал прикладной химии. 1949. Т. 22. №2. С. 115–118.
5. Патент 422749 Швейцарии. Procede de preparation desters non cycliques, tensio-actifs, de la xylite / Nobile L., Allegrini R., Poma A. // РЖхим. 1969. №1Р430П.
6. Курзин А.В., Евдокимов А.Н., Павлова О.С., Антипина В.Б. Эфиры сахарозы и жирных кислот таллового масла
// Журнал прикладной химии. 2007. Т. 80. №2. С. 345–346.
7. Патент 2178402 РФ. Способ получения алкоголятов щелочных металлов / Евдокимов А.Н., Курзин А.В., Майорова Е.Д., Платонов А.Ю. и др. // БИ. 2002. №2. С. 219-220.
8. Коган В.Б., Трофимов А.Н. Получение карбоновых кислот на основе древесины. М., 1977. 256 с.
9. El-Sawy A.A. Synthesis of sucrose esters from rice bran oil fatty acids // Grasas y Aceites. 1989. V. 40. №6. Р. 382–
384.
10. Бычков Б.Н. Научные основы и технология синтеза алифатических карбоновых кислот С 18 и их производных:
автореф. дис. ... докт. техн. наук. Ярославль, 1995. 44 с.
1.
2.
Поступило в редакцию 6 августа 2007 г.
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 153–154.
Персоналии
АКАДЕМИК РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ НАУК
ГЕНРИХ АЛЕКСАНДРОВИЧ ТОЛСТИКОВ
21 января 2008 г. исполнилось 75 лет действительному члену Российской академии наук Генриху Александровичу Толстикову.
Г.А. Толстиков – организатор и руководитель
крупной научной школы, получившей признание работами в области тонкого и промышленного органического синтеза, металлокомплексного катализа, металлоорганического синтеза, химии природных и
биологически активных соединений, медицинской
химии. Под руководством Толстикова выполнены
обширные циклы работ, имевшие в качестве итога
разработку методов полного синтеза и практическую
реализацию низкомолекулярных биорегуляторов,
включая такие важные, как простагландины, феромоны, ювеноиды, ацетогенины, пиретроиды.
Г.А. Толстиков родился в Таджикистане (п. Кангурт Кулябской области) в семье служащего. Детство
до 1945 г. провел в Ашхабаде. С 1945 по 1951 г. жил в
Вильнюсе, где окончил среднюю школу. Высшее образование получил, учась в Ленинградском технологическом институте им. Ленсовета, затем на химическом факультете Казахского университета им. С.М. Кирова. В университете, затем, после его окончания, в Институте химических наук АН Казахской ССР
Г.А. Толстиков работал под руководством исследователей, входивших в школу И.Н. Назарова, а также известного специалиста по химии растений академика М.И. Горяева. В 1962 г. после защиты в Московском
государственном университете кандидатской диссертации был направлен в Чимкент заведовать лабораторией алкалоидов. Здесь под руководством Г.А. Толстикова был выполнен цикл исследований по химии высших терпеноидов и стероидных алкалоидов. Эти работы легли в основу разработки новых лекарственных
препаратов, производство которых освоено в Казахстане. С 1968 г. Г.А. Толстиков работает в Институте
химии Башкирского филиала АН СССР заведующим лабораторией, затем заместителем директора, с 1977 по
1993 г. директором института. Докторскую диссертацию защитил в 1969 г., избран членом-корреспондентом
АН СССР в 1981 г., действительным членом АН СССР в 1987 г.
По инициативе и под руководством Г.А. Толстикова развернута и успешно осуществляется первая в
нашей стране и одна из самых видных в мире программа исследований по применению металлокомплексного катализа и металлоорганических реагентов в тонком и крупнотоннажном органическом синтезе, позволившая открыть новые реакции, предложить промышленно перспективные методы синтеза органических
соединений различных классов и структурных типов. Были выполнены исследования в области межфазного
катализа, приведшие к разработке научных основ важных технологий.
Школой Г.А. Толстикова найдены новые реакции органических соединений алюминия, магния, титана и
марганца, успешно примененные при решении широкого круга задач – от многостадийного синтеза биорегуляторов до катализаторов промышленных процессов полимеризации, олигомеризации и теломеризации.
154
АКАДЕМИК РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ НАУК ГЕНРИХ АЛЕКСАНДРОВИЧ ТОЛСТИКОВ
Видное место в научном творчестве Г.А. Толстикова занимают исследования окислительных реакций. К
их числу относятся катализированные реакции гидроперекисного окисления, селективный озонолиз алкенов
как инструмент многостадийного синтеза, окислительные превращения с участием новых надкислот и гидротриоксидов, реакции диоксетанов.
Исследования по химии природных соединений и медицинской химии развиваются в школе
Г.А. Толстикова на основе общего подхода к проблеме, согласно которому при поиске перспективных препаратов во главу угла поставлены синтетические трансформации природных соединений и дизайн синтетических молекул на основе структурного анализа нативных биоактивных метаболитов.
В последние годы школа успешно развивает научное направление, представляющее особую важность
для страны, связанное с разработкой отечественных лекарственных препаратов для противодействия особо
опасным инфекциям и лечения социально значимых болезней. К числу главных результатов относится создание первых оригинальных отечественных препаратов – ингибиторов репродукции вирусов ВИЧ, Эбола,
Марбург. В заключительных стадиях разработки находятся препараты для химиотерапии опухолей, кардиологические, психотропные и иммунотропные средства.
Г.А. Толстиков на протяжении ряда лет вел большую научно-организационную работу. В 1977–1993 гг.
директор Института органической химии Башкирского филиала АН СССР (ныне ИОХ УНЦ УрО РАН), зам.
председателя, затем председатель Президиума БФ АН СССР. Г.А. Толстиков принял участие в организации
Уральского отделения (УрО) АН СССР, был первым заместителем председателя УрО АН СССР (ныне УрО
РАН) и председателем Президиума Башкирского НЦ УрО АН СССР. С 1993 г. работает в Новосибирском
институте органической химии им. Н.Н. Ворожцова СО РАН главным научным сотрудником, с 1997 по
2002 г. – директором института и первым заместителем председателя СО РАН. В настоящее время является
членом Президиума СО РАН и советником Президиума РАН.
Среди непосредственных учеников Г.А. Толстикова четыре члена РАН, пять членов АН Республики
Башкортостан, более 30 докторов и около 100 кандидатов наук, лауреаты Государственных премий СССР и
РФ, Премии Ленинского комсомола, именных премий РАН. Его ученики работают в институтах Сибирского
и Уральского отделений, Уфимского научного центра РАН, национальных академий наук Казахстана и
Молдавии, а также в ряде вузов страны.
Г.А. Толстиков – автор и соавтор 12 монографий, более 1200 публикаций в отечественных и зарубежных
журналах, в том числе более 30 обзоров, свыше 500 авторских свидетельств и патентов. Г.А. Толстиков –
лауреат Государственной премии СССР и Общероссийской Демидовской премии, премий им. А.И. Несмеянова РАН и им. В.А.Коптюга СО РАН-НАН Беларуси. Отмечен правительственными наградами: орденами
«Знак Почета», Дружбы Народов, Почета.
Члены редакционной коллегии журнала «Химия растительного сырья» сердечно поздравляют Генриха
Александровича Толстикова с юбилеем, желают ему крепкого здоровья, дальнейших творческих свершений
и успехов, счастья и семейного благополучия.
Редколлегия журнала «Химия растительного сырья»
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 155.
Хроника
ОАО «ПОЛОТНЯНО-ЗАВОДСКАЯ БУМАЖНАЯ ФАБРИКА» – 290 ЛЕТ
Историческую славу сказочным по красоте пейзажам и ландшафту Калужской области, богатой достопримечательностями и памятниками архитектуры, во многом создает Полотняно-Заводская бумажная фабрика. Ее владельцами были Гончаровы, из семьи которых вышла одна из красивейших женщин России первой половины XIX в. Наталья Гончарова – жена А.С. Пушкина.
До настоящего времени бережно сохраняется все, что связано с гением земли русской: гостеприимно открыты двери музея–усадьбы Гончаровых, особенным торжеством отличаются «Пушкинские праздники»,
приуроченные к Дню рождения Великого поэта – 6 июня 1799 г.
Основанию Полотняно-Заводской бумажной фабрике положил именной указ Петра I от 1718 г. Первая
продукция фабрики – полотно для парусного флота, дала название поселению Полотняный Завод. Производимое полотно, а впоследствии – писчая бумага, отличались высоким качеством и неоднократно поощрялись императорским двором.
Пройдя исторический путь развития длиною в 290 лет, Полотняно-Заводская бумажная фабрика не потерялась среди гигантов целлюлозно-бумажной промышленности России. Ее основная продукция – школьные
и общие тетради, она неоднократно становилась победительницей выставок и конкурсов, а дважды удостоилась звания лауреата конкурса «100 лучших товаров России» (2006 и 2007 гг.).
В рамках перспективного инвестиционного плана развития до 2010 г., фабрике ставиться задача по уровню качества выйти на лидирующие рубежи в производстве тест-лайнера и флютинга из макулатуры среди
предприятий холдинга «Объединенные Бумажные Фабрики» и родственных предприятий России с удвоением производительности.
Можно верить, что поставленная очередная задача будет с честью выполнена. Сплоченному и закаленному в конкурентной борьбе высокопрофессиональному коллективу фабрики покорится еще не одна вершина на пути созидания, на благо родного предприятия и поселка Полотняный Завод.
Уважаемые коллеги-бумажники, дорогие ветераны, жители поселка, примите наши искренние поздравления с юбилеем. Желаем вам крепкого здоровья, творческих успехов, счастья и роста благосостояния вместе с так вами любимой фабрикой, а также современного развития и процветания в веках замечательного
поселка Полотняный Завод.
Редколлегия журнала «Химия растительного сырья»
Друзья и коллеги
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 157.
АВТОРСКИЙ УКАЗАТЕЛЬ №1 (2008)
Ажунова Т.А.
Анисимович И.П.
Антипина В.Б.
Арутюнов Ю.И.
Бабкин В.А.
Баранов О.И.
Батура И.И.
Беляева М.В.
Биндюк М.А.
Блинушова О.И.
Бурмистрова Т.И.
Веселова О.Ф.
Выдрина В.А.
Вялков А.И.
Гамаюрова В.С.
Гарынцева Н.В.
Гендин Д.В.
Гоготов А.Ф.
Гостищева М.В.
Дейнека В.И.
Домрачев Д.В.
Дулькин Д.А.
Евдокимов А.Н.
Есякова О.А.
Жигжитжапова С.В.
Жуков Н.А.
Зайнетдинова Э.Ф.
Звонцов И.В.
Злобин А.А.
Исаева Е.В.
Исматова Р.Р.
Ишмуратов Г.Ю.
Калачева Г.С.
Ковернинский И.Н.
Кузнецов Б.Н.
Кузнецова С.А.
Кукина Т.П.
Курзин А.В.
Куркин В.А.
Ламрини Мохаммед
107
57
151
77
119
119
119
77
149
131
123
45
5
63
111
41
119
119
127
51
63
131
151
143
73
51
111
73
51
63, 67
127
5
45
131, 139
41, 45
45
45
151
77, 81
77
Левчук А.А.
Литовка Ю.А.
Ложкина Г.А.
Лоскутов С.Р.
Лубсандоржиева П.Б.
Майорова Л.П.
Мизина П.Г.
Оводова Р.Г.
Оленников Д.Н.
Онучак Л.А.
Остроухова Л.А.
Павлова О.С.
Пермякова Г.В.
Петров Е.В.
Правдивцева О.Е.
Рабжаева А.Н.
Раднаева Л.Д.
Редькина Е.С.
Рязанова Т.В.
Свердлик Г.В.
Семенович А.В.
Скворцова Г.П.
Сорокопудов В.Н.
Степень Р.А.
Судакова И.Г.
Сысоева Л.Н.
Сысоева М.А.
Танхаева Л.М.
Ткачев А.В.
Тлегенов Р.Т.
Толстиков Г.А.
Трунова Н.М.
Федосеева Л.М.
Федько И.В.
Хабибрахманова В.Р.
Хлебников В.А.
Цыбанов К.Ц.
Чехирова Г.В.
Яковлева М.П.
119
67
63, 67
37
101, 107
29, 33
77
51
87, 95
77
119
151
37
95
81
73
73
45
63, 67
139
37
45
51
143
41
123
111
87, 95
63
115
5
123
149
127
111
51
107
95
5
ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2008. №1. С. 159–160.
CONTENTS
Ishmuratov G.J., Yakovleva M.P., Vyidrina V.A., Tolstikov G.A. ENOLIZATION OF (–)-MENTHONE IN THE
DIRECTED SYNTHESIS NATURAL LOW-MOLECULAR BIOREGULATORS ............................................ 5
Majorova L.P. ABOUT SOME FEATURES OF LIGNINE BIRCH WOOD DISSOLUTION WITH
PRELIMINARY ADDED SULFUR IN IT .......................................................................................................... 29
Majorova L.P. DISSOLUTION OF DIOXANE LIGNIN OF BIRCH WOOD IN SULFITE PULPING
SOLUTIONS WITH рН 5,0 AND 7,0 .................................................................................................................. 33
Permyakova G.V., Loskutov S.R., Semenovich A.V. WATER/COLAMINE EXTRACTION OF CONIFERS
BARK.................................................................................................................................................................... 37
Sudakova I.G., Kuznetsov B.N., Garyntseva N.V. STUDY OF THE PROCESS OF SUBERIN ISOLATION
FROM THE BIRCH BARK OUTER LAYER .................................................................................................... 41
Kuznetsova S.A., Kuznetsov B.N., Veselova O.F., Kukina T.P., Kalacheva G.S., Skvortsovа G.P., Red’kina E.S.
STUDY OF COMPOSITION AND TOXIC-PHARMACOLOGICAL PROPERTIES OF BIRCH OUTER-BARK
HEXANE EXTRACT .......................................................................................................................................... 45
Zlobin A.A., Zhukov N.A., Ovodova R.G. CHEMICAL DESCRIPTION OF THE WATER-SOLUBLE
POLYSACCHARIDES FROM HEDGE ROSE ROSA RUGOSA THUNB CALLUS TISSUE ......................... 51
Deineka V.I., Khlebnikov V.A., Sorokopudov V.N., Anisimovich I.P. CHLOROGENIC ACID OF FRUITS AND
LEAVES OF SOME BERBERIDACEAE PLANTS ............................................................................................. 57
Isaeva E.V., Logkina G.A., Ryazanova Т.V., Vyalkov A.I., Domrachev D.V., Tkachev А.V. GC-MS ANALYSES
RESEARCH OF FLYING COMPONENTS OF A VEGETATIVE PART OF A POPULUS BALSAMIFERA . 63
Isaeva E.V., Logkina G.A., Litovka J.А., Ryazanova Т.V. BIOLOGICAL ACTIVITY OF EXTRACTS AND
ETHER OILS OF BUDS OF A POPULUS BALSAMIFERA OF KRASNOYARSK REGION ......................... 67
Zhigzhitzhapova S.V., Rabshaeva A.N., Zvontcov I.V., Radnaeva L.D. CHEMICAL COMPOSITION OF
ESSENTIAL OIL OF THYMUS BAICALENSIS SERG. FROM TRANSBAIKALIA REGION ........................ 73
Lamrini Mohammed, Kurkin V.A., Mizina P.G., Belyaeva M.V., Arutyunov Yu.I., Onuchak L.A. THE
FLAVONOIDS AND TERPENOIDS FROM LAVANDULA SPICA L. FLOWERS ....................................... 77
Pravdivtseva O.E., Kurkin V.A. STUDIES ON THE SUBSTANTIATION OF NEW APPROACHES TO
THE STANDARDIZATION OF RAW MATERIAL AND PREPARATIONS
OF HYPERICUM PERFORATUM L. ................................................................................................................... 81
Olennikov D.N., Tankhaeva L.M. RESEARCH OF COLORIMETRIC REACTION OF INULUN WITH
RESORCINOL DEPENDING ON CONDITIONS OF ITS REALIZATION ..................................................... 87
Olennikov D.N., Tankhaeva L.M., Tchehirova G.V., Petrov E.V. METHOD OF TOTAL POLYFRUCTANES
CONTENT DETERMINATION IN THE ELECAMPANE ROOTS (INULA HELENIUM L.) ........................ 95
Lubsandorzhieva P.B. THE BIOLOGICAL ACTIVITY COMPOUNDS AND ANTIOXIDANT ACTIVITY
OF THE POLYEXTRACT FROM LOMATOGONIUM CARINTHIACUM (WULFEN) A. BR. . ................ 101
Lubsandorzieva P.B., Azhunova T.A., Tsybanov K.Ts. PREPARATION OF THE DRY EXTRACT FROM
A FOUR – COMPONENT HERB TEA AND DETERMINING THE CONTENT
OF BIOACTIVE SUBSTANCES....................................................................................................................... 107
Sisoeva M.A., Habibrahmanova V.R., Gamaiourova V.S., Zaynetdinova E.F. DIVISION OF CHAGA WATER
EXTRACTS BY ETHYL ACETATE II. THE STRUCTURE OF LIPIDS, SEPARATED FROM CHAGA WATER
EXTRACT BY ETHYL ACETATE.................................................................................................................. 111
160
Tlegenov R.T. SYNTHESIS OF N-DERIVATIVES OF THE ANABASINE .................................................. 115
Levchuk A.A., Gogotov A.F., Babkin V.A., Ostroukhova L.A., Baranov O.I., Batura I.I., Gendin D.V.
VEGETATIVE PHENOLS AS ALTERNATIVE TO TECHNOGENIC PHENOLS FOR PRODUCE
THERMOPOLYMERIZATION INHIBITORS AT PROCESSING LIQUID PRODUCTS OF PYROLYSIS OF
OIL HYDROCARBONS .................................................................................................................................... 119
Sysoeva L.N., Burmistrova T.I., Trunova N.M. PRODUCT USING OF PEAT PROCESSING AS INDUCTOR
OF PLANT PROTECTION AGAINST PHYTOPATHOGENIC INFECTION ................................................ 123
Fedko I.V., Gostischeva M.V., Ismatova R.R. COMPARATIVE STUDY OF CHEMICAL COMPOSITION
AND BIOLOGICAL POTENCY OF PEAT IN DEPENDENCE ON A DEGREE OF ITS DECOMPOSING 127
Blinushova O.I., Dulkin D.A., Koverninskiy I.N. DEVELOPMENT OF THE THEORY OF THE MECHANISM
SIZE FASTNESSES THE TEST - LINER BY DIMERS OF ALKYLKETHEN ............................................. 131
Sverdlik G.B., Koverninskiy I.N. RESEARCH OF SECONDARY FIBRILLAR RAW MATERIAL FOR
PRODUCTION THE TEST - LINER ................................................................................................................ 139
Esyakova O.А., Stepen R.A. THE INDICATION OF ATMOSPHERE POLLUTION OF KRASNOYARSK
BY MORPHOMETRIC AND CHEMICAL FIGURES OF NEEDLES SIBERIAN SPRUCE ......................... 143
Short reports
Fedoseeva L.M., Bindyuk M.A. INVESTIGATION OF TECHNOLOGICAL CHARACTERISTICS
OF LEAVES OF ARCTIUM LAPPA ................................................................................................................ 149
Kurzin A.V., Evdokimov A.N., Pavlova O.S., Antipina V.B. MONOESTERS OF XYLITOL AND TALL OIL
FATTY ACIDS ................................................................................................................................................... 151
Personalies
GENRIKH ALEXSANDROVITCH TOLSTIKOV IS THE ACADEMICIAN OF THE RUSSIAN ACADEMY
OF SCIENCES.................................................................................................................................................... 153
The Chronicle
ОАО A CLOTH – PLANT PAPER FACTORY 290 YEARS ........................................................................... 155
AUTOR INDEX №1 (2008) ............................................................................................................................... 157
161
Ishmuratov G.J., Yakovleva M.P., Vyidrina V.A., Tolstikov G.A. ENOLIZATION OF (–)-MENTHONE IN THE
DIRECTED SYNTHESIS NATURAL LOW-MOLECULAR BIOREGULATORS
The review of the works devoted to the synthesis of natural low-molecular bioregulators (pheromones, rodenticides, making oils of flowers and fruits, etc.) with use of products enolization of (-)-menthone in acid and basic conditions is presented.
Majorova L.P. ABOUT SOME FEATURES OF LIGNINE BIRCH WOOD DISSOLUTION WITH PRELIMINARY ADDED SULFUR IN IT
While investigating dissolution in water solution SO2, in sulfite pulping process solutions with рН 5,0 and 7,0, in
water and in buffer solutions a mathematical model has been received and the latter describes adequately process
of lignin dissolution with preliminary added sulfur in pulping solutions with increased values рН. Preliminary introduction of sulfur in lignin does not render essential influence on the subsequent pulping at рн 5 and 7.
Majorova L.P. DISSOLUTION OF DIOXANE LIGNIN OF BIRCH WOOD IN SULFITE PULPING SOLUTIONS WITH РН 5,0 AND 7,0
There are some changes in molecular-mass distributions while pulping dioxane birch wood lignin in sulphite
pulping process with рН 5,0 and 7,0. Dioxane lignin dissolution occurs in the form of rather low-molecular products. Processes of destruction prevailing in a solution.
Permyakova G.V., Loskutov S.R., Semenovich A.V. WATER/COLAMINE EXTRACTION OF CONIFERS BARK
New extraction way of conifers bark by using water/colamine mixture was proposed. The influence of water/colamine ratio in the mixture, extraction temperature and duration of extraction process on extractives yield and
extract type content was studied. It was found that given way provides higher extractives yield then traditional
methods of bark extraction.
Sudakova I.G., Kuznetsov B.N., Garyntseva N.V. STUDY OF THE PROCESS OF SUBERIN ISOLATION
FROM THE BIRCH BARK OUTER LAYER
Influence of NaOH concentration , temperature and time of hydrolysis process on the yield of suberinic products
from birch-bark outer layer has been stidied/ It was established that the yield of suberin goes through the maximum
at NaOH concentration 3–5%. But the yield keeps constant with the increase of hydrolysis temperature from 80
to150 °C and time of treatment from 60 to 150 min. The long-term hydrolysis (150 min) promotes a deep destruction of birch-bark suberin with ter formation of suberinic acids mixtures.
Kuznetsova S.A., Kuznetsov B.N., Veselova O.F., Kukina T.P., Kalacheva G.S., Skvortsovа G.P., Red’kina E.S.
STUDY OF COMPOSITION AND TOXIC-PHARMACOLOGICAL PROPERTIES OF BIRCH OUTER-BARK
HEXANE EXTRACT
The study of composition and biological activity of the hexane extract from birch outer-bark was accomplished.
The extract contains betulin, lupeol, betulin aldehyde, lupeol aldehyde, -sitosterol and other minor compounds.
It was established that the extract belong to the 4 th class of low-toxic substances and it have pronounced capillaro-protective properties.
Zlobin A.A., Zhukov N.A., Ovodova R.G. CHEMICAL DESCRIPTION OF THE WATER-SOLUBLE POLYSACCHARIDES FROM HEDGE ROSE ROSA RUGOSA THUNB CALLUS TISSUE
Water-soluble polysaccaride fractions RRKI and RRKII were isolated from the pericarp callus tissue of Hedge
Rose Rosa rugosa Thunb by consecutive extraction with water and 0,7 % aqueous solution of ammonium oxalate at
68 °C and were purified using gel filtration on the sefakril S-500 and ion-exchange chromatography on the DEAEcellulose. RRKI proved to be represented by reserve polysaccarides with the high content of the residues of galactose (up to 28,6%) and glucose (up to 44,2%). The fraction RRKII represents pectic polysaccarides. RRKII structure
includes the residues of galacturonic acids (45%), galactose (5,2%), arabinose (2,6%), glucose (1,8%) and rhamnose
(1,4%) as the main components. It contains the residues of mannose and xylose in the smaller quantities. Using the
chromatography-mass spectrometry method of methylated derivatives, the 1,4-linked residues of xylopyranose and
glucopyranose, 1,5-linked residues of arabinofuranose, 1,6-linked residues of mannopyranose and galactopyranose
were identified in the RRKII structure. There are the residues of glucopyranose and xylopyranose on the nonreducing ends of carbohydrate chains.
162
Deineka V.I., Khlebnikov V.A., Sorokopudov V.N., Anisimovich I.P. CHLOROGENIC ACID OF FRUITS AND
LEAVES OF SOME BERBERIDACEAE PLANTS
A method of reversed-phase HPLC is proposed for isocratic separation of chlorogenic acids isomers. Chlorogenic (5-CQA) acid content in fruits and leaves of some Berberidaceae plants has been determined.
Isaeva E.V., Logkina G.A., Ryazanova Т.V., Vyalkov A.I., Domrachev D.V., Tkachev А.V. GC-MS ANALYSES
RESEARCH OF FLYING COMPONENTS OF A VEGETATIVE PART OF A POPULUS BALSAMIFERA
In work results GC-MS analyses researches of structure of the flying components allocated from buds, runaways
and leaves of a poplar balsam, growing in by Krasnoyarsk region are resulted.
Isaeva E.V., Logkina G.A., Litovka J.А., Ryazanova Т.V. BIOLOGICAL ACTIVITY OF EXTRACTS AND
ETHER OILS OF BUDS OF A POPULUS BALSAMIFERA OF KRASNOYARSK REGION
In work results of research antifungal, antibacterial and immunomodelling activity of ether oil and etanol extract
from buds of a Populus balsamifera of Krasnoyarsk region.
Zhigzhitzhapova S.V., Rabshaeva A.N., Zvontcov I.V., Radnaeva L.D. CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OIL OF THYMUS BAICALENSIS SERG. FROM TRANSBAIKALIA REGION
Chemical composition of essential oils from Thymus baicalensis Serg. growing wild in steppe of Transbaicalia
(Buryat Republic, Russia) was determined by GC-MS. About 30 components were identified. The main constituents
were carvacrol (11,0–28,3%), p-cymol (18,5–27,8%), γ-terpinene (9,3–14,3%), borneol (12,4–13,3%).
Lamrini Mohammed, Kurkin V.A., Mizina P.G., Belyaeva M.V., Arutyunov Yu.I., Onuchak L.A. THE FLAVONOIDS AND TERPENOIDS FROM LAVANDULA SPICA L. FLOWERS
In the result of investigation of composition content of the essential oil from the lavender flowers (Lavandula
spica L., growing in Morocco, there was identified by means of the method of gas chromatography 58 substances,
among which the dominant components include 5 terpenoid compounds: hexyl-isobutyrate+camphor (9,17%), linalool (8,63%), linalyl acetate (7,35%), lavandulol + borneol (6,90%), geranyl acetate (6,51%), 1,8-cineol + limonen
(6,11%), α-copaen (6,06%), α-terpineol (5,98%), lavandulyl acetate (5,49%). In the essential oil of the lavender of
Russian production there were discovered and identified 2 predominate terpenoids - linalool (32,51%) and linalyl
acetate (28,06%). From the lavender flowers there were the first time two flavonoids identified as 7-0-ß-Dglucopyranoside of 5,7,41-trihydroxyflavon (cosmosiin) and 7-0-ß-D-glucopyranoside of 5,7,31,41tetrahydroxyflavon (cynaroside).
Pravdivtseva O.E., Kurkin V.A. STUDIES ON THE SUBSTANTIATION OF NEW APPROACHES TO THE
STANDARDIZATION OF RAW MATERIAL AND PREPARATIONS OF HYPERICUM PERFORATUM L.
The St.-John's wort herbs (Hypericum perforatum L. (Hypericaceae) is perspective raw material for obtaining
domestic antidepressive pharmaceuticals. From the of St. John's wort herbs was for the first time in Russian Federation 3,81-bisapigenin isolated. 3,81-quercetin was for the first time described for genus Hypericum L. There was developed the methodic of qualitative analysis of the St. John's wort herbs, which is based on TLC and of the using of
state standard sample of rutin and hyperoside. There was work out the procedure of the quantitative determination
of the total flavonoids and anthracenderivatives in the of St. John's wort herbs by the use the spectrophotometry
(calculated on rutin and hypericin respectively).
Olennikov D.N., Tankhaeva L.M. RESEARCH OF COLORIMETRIC REACTION OF INULUN WITH RESORCINOL DEPENDING ON CONDITIONS OF ITS REALIZATION
The optimum conditions of realization colorimetric reaction of inulin with resorcinol are determined. The influence of a reactionary mix composition, time of heating and temperature on intensity of optical density is shown. For
stabilization of an analytical signal the introduction of thiourea is offered. It is established, that preliminary extraction of elecampane roots by 95% ethanol promotes the maximal removal of free carbohydrates.
Olennikov D.N., Tankhaeva L.M., Tchehirova G.V., Petrov E.V. METHOD OF TOTAL POLYFRUCTANES
CONTENT DETERMINATION IN THE ELECAMPANE ROOTS (INULA HELENIUM L.)
The influence of a number of technological parameters on completeness of polyfructans extraction from elecampane roots is investigated. The technique of quantitative definition of polyfructans in recalculation on fructose is developed and is carried out it metrological analysis. The relative mistake of definition does not exceed 2%.
163
Lubsandorzhieva P.B. THE BIOLOGICAL ACTIVITY COMPOUNDS AND ANTIOXIDANT ACTIVITY OF
THE POLYEXTRACT FROM LOMATOGONIUM CARINTHIACUM (WULFEN) A. BR.
Antioxidant activity of the polyextract from the herb of Lomatogonium carinthiacum (Wulfen) A.Br. were evaluated in vitro. Lipophylic substances - carotenoids, xanthone and flavonoid aglycones may contribute to the summarized antioxidant activity of the polyextract.
Lubsandorzieva P.B., Azhunova T.A., Tsybanov K.Ts. PREPARATION OF THE DRY EXTRACT FROM A
FOUR – COMPONENT HERB TEA AND DETERMINING THE CONTENT OF BIOACTIVE SUBSTANCES
A dry polyextract is obtained from a 4-component herb tea containing sum of biologically active substances of
different polarity and having anti-inflammatory activity. It has been established that the extent of raw material powdering (0,5–2,0 mm granules), extragent for I and II extraction – 80% ethanol at the room temperature and at the
ratio raw material : extragent 1: (10–12) during 2 h; extragent for III and IV extraction – 40% ethanol at the 905 °C
during 1 h are the optimal conditions of extraction.
Sisoeva M.A., Habibrahmanova V.R., Gamaiourova V.S., Zaynetdinova E.F. DIVISION OF CHAGA WATER
EXTRACTS BY ETHYL ACETATE II. THE STRUCTURE OF LIPIDS, SEPARATED FROM CHAGA WATER
EXTRACT BY ETHYL ACETATE
There were explored the composition of lipids, extracted by ethyl acetate out of chaga water extract, from different samples of raw chaga. There were determined the different classes of neutral and polar lipids in free and bounded state extracted by ethyl acetate from chaga water extracts. There were defined the fat acids being the part of lipids. It was shown that neutral lipids differs, as by the structure of the fat acids, so by the structure of polar lipids in
chaga water extracts, received out of different samples of raw chaga.
Tlegenov R.T. SYNTHESIS OF N-DERIVATIVES OF THE ANABASINE
At the interaction anabasine with aromatic aldehydes at the presence formic acid were synthesized N-replaced
derivatives with yield 47–78%.Is shown, that derivatives of anabasine having possess antibacterial activity against
museum stains: Bac.subtilis v.mesentericus, Bac.subtilis v.niger, Bac.cereus v.mycoides, Bac.brevis, Pseudomonas
aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas marginata, Хаntomonas саmpestris, Escherichia coli at the
concentration 0,5-4,0 mg/ml in vitro.
Levchuk A.A., Gogotov A.F., Babkin V.A., Ostroukhova L.A., Baranov O.I., Batura I.I., Gendin D.V. VEGETATIVE PHENOLS AS ALTERNATIVE TO TECHNOGENIC PHENOLS FOR PRODUCE THERMOPOLYMERIZATION INHIBITORS AT PROCESSING LIQUID PRODUCTS OF PYROLYSIS OF OIL HYDROCARBONS
It is offered as potential highly effective inhibitor of industrial polymerization processes natural polyphenolic compound – dihydroquertecine (DHQ), allocated of сoniferous wood by selective extraction. It is shown high inhibiting
ability DHQ and its advantages above the phenolic compounds received at pyrogenic to processing of wood.
Sysoeva L.N., Burmistrova T.I., Trunova N.M. PRODUCT USING OF PEAT PROCESSING AS INDUCTOR
OF PLANT PROTECTION AGAINST PHYTOPATHOGENIC INFECTION
Antioxidant activity investigated inhibitory ability for phytopathogenic of product hydrolytic destruction of upper sphagnum peat low degree analysis. They have ability for induce defense of spring wheat from rots of room due
to Fusarium oxysporum Helminthosporium sativum.
Fedko I.V., Gostischeva M.V., Ismatova R.R. COMPARATIVE STUDY OF CHEMICAL COMPOSITION
AND BIOLOGICAL POTENCY OF PEAT IN DEPENDENCE ON A DEGREE OF ITS DECOMPOSING
The article is devoted to comparative chemical and pharmacological research of lower woody-grassy peat, transitive osoka peat and upper pine-pushnitsa peat of a deposit of Tomsk region.
Blinushova O.I., Dulkin D.A., Koverninskiy I.N. DEVELOPMENT OF THE THEORY OF THE MECHANISM
SIZE FASTNESSES THE TEST - LINER BY DIMERS OF ALKYLKETHEN
The theoretical bases of the mechanism of a size fastness the test - liner by the glues are considered on the basis of
dimer alkylkethen. Prevailing processes is the reaction of formation β-ketoester and cohesive fastening of dimer on
hydrophobic surfaces of a fibre and in hydrophobic interfiber contacts. The mechanism of a hydrophobic interaction in
aqueous fibrillar frame of mass promotes redistribution of hydrophobic and hydrophilic fields of a surface of a fibre in
the side of decrease of hydrophoby of a fibre and, how, consequence it grows a lobe of formation β-ketoester.
164
Sverdlik G.B., Koverninskiy I.N. RESEARCH OF SECONDARY FIBRILLAR RAW MATERIAL FOR PRODUCTION THE TEST - LINER
The quality of waste paper of the mark MS-5B, used for production the test - liner, and waste paper - waste
products of packaging for liquid foodstuff «tetra-pack» is investigated. The physico-chemical indexes of a fibre are
established. The comparison of indexes of quality of waste paper paper and cardboard with waste paper - waste
products tetra-pack, allows to approve, that the wastage tetra-pack is potential raw material for production of a highquality secondary fibre, and from it the test - liner.
Esyakova O.А., Stepen R.A. THE INDICATION OF ATMOSPHERE POLLUTION OF KRASNOYARSK BY
MORPHOMETRIC AND CHEMICAL FIGURES OF NEEDLES SIBERIAN SPRUCE
The pollution of atmosphere is reflected on sizes of needles Siberian spruce, and it allows to judge about environment condition by its morphometric figures. The rejection of clear content and structure of ethereal oil as one of
the metabolism’s products bears witness about it more reliable. The data taken show the possibility of estimation of
intensity of aerial sphere contamination by changeability of morphometric and chemical figures of needles.
Fedoseeva L.M., Bindyuk M.A. INVESTIGATION OF TECHNOLOGICAL CHARACTERISTICS OF
LEAVES OF ARCTIUM LAPPA
Investigations aimed at increasing the efficiency of the process of extraction and at improving the forecasting
and standardisation of the quality of Arctium extract allowed to establish the following technological characteristics
of leaves of Arctium lappa.
The bulk mass – 0,23 g/cm3, the coefficient of stock charge – 1,91 cm3/g, the ratio of stock displacement –
1,01 cm3/g, the absorption coefficient – 2,74 cm3/g, the rate of cell sap formation – 3,05 cm3/g, the ratio of volume
increase at dissolving of extractive substances – 0,54 cm3/g.
Kurzin A.V., Evdokimov A.N., Pavlova O.S., Antipina V.B. MONOESTERS OF XYLITOL AND TALL OIL
FATTY ACIDS
The monoesters of xylitol and tall oil fatty acids were synthesized by transesterification reaction of methyl esters.
The К2СО3–СН3ОН system was used as catalyst. The yield of xylitol monoesters is 84%. To control the reaction
progress and purifying of the monoesters, the TLC was used. Structure of synthesized esters was confirmed by 1H
NMR spectroscopy.
ОПЕЧАТКИ
В номере №2 (2007) печатной версии журнала «Химия растительного сырья», в статье «ИЗУЧЕНИЕ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО АММОНОЛИЗА СОСНОВОЙ КОРЫ, авторов И.П. Дейнеко, Н.Т.М. Нгует, И.В. Дейнеко, Л.И. Корнилова, по техническим причинам допущена сквозная опечатка. Почти во всех
случаях корка (наружная часть коры) названа «окорка» (процесс удаления
коры). Редакция приносит свои извинения авторам и читателям журнала.
В электронной версии журнала (chem.wood.ru) статья представлена в исправленном варианте.
Научное издание
ХИМИЯ
РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ
1 • 2008
Зарегистрировано Министерством РФ по делам печати,
телерадиовещания и средств массовых коммуникаций
Свидетельство о регистрации ПИ №77-16614 от 24.10.2003.
Литературный редактор : Л.И. Базина
Издательство Алтайского государственного университета,
656049, Барнаул, пр. Ленина, 61
Изд. лиц. ЛР 020261
Подписано в печать 02.02.2008. Формат 60  84/8. Бумага типографская. Печать офсетная.
Усл. печ. л. 18,6. Тираж 150 экз. Заказ
Цена свободная
Типография Алтайского государственного университета :
656049, Барнаул, ул. Димитрова, 66