продукция и реакционные свойства активных форм галогенов в
advertisement
ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6, № 3, 2010, стр. 73–90 МЕДИЦИНА УДК (616-002-092:612.015.1) ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ В МЕХАНИЗМАХ КАНЦЕРОГЕНЕЗА © 2010 г. О.М. Панасенко1,2, И.В. Горудко3, А.М. Ковалева1, С.А. Гусев1, академик РАМН В.И. Сергиенко1, член-корреспондент РАН Д.Г. Матишов4 Участие активных форм кислорода и азота в канцерогенезе достаточно хорошо известно и неоднократно обсуждалось в многочисленных обзорах. В то же время канцерогенная роль галоген-производных соединений, образующихся в реакциях с участием миелопероксидазы (МПО), до сих пор остается мало исследованной. Учитывая это, мы в данном обзоре рассмотрели вопросы, связанные с МПОзависимыми путями образования и превращения галогенсодержащих соединений. Проанализировали механизмы повреждения нуклеотидов и нуклеиновых кислот под действием этих веществ и оценили способность МПО-зависимых реакций проявлять канцерогенный эффект. Ключевые слова: миелопероксидаза, активные формы галогенов, галогенирующий стресс, канцерогенез. В 1863 году Рудольф Вирхов предположил, что хроническое воспаление поддерживает канцерогенез. С тех пор накаплены данные, подтверждающие это предположение. В настоящее время считается, что около 20% всех смертей от рака ассоциировано с хронической инфекцией и воспалением [1]. 1,234 Тем не менее 10 лет назад в своем фундаментальном обзоре D. Hanahan и R. Weinberg выделили шесть особенностей, которые характеризуют клетки злокачественных опухолей (необходимы клеткам для злокачественного роста): независимость от внешних сигналов, запускающих деление; нечувствительность к сигналам, ингибирующим деление; резистентность к апоптозу; неограниченный репликативный потенциал; способность индуцировать ангиогенез; приобретение способности к инвазии [2]. И хотя последние две особенности определяются гетеротипическими взаимодействиями с незлокачественными клетками, основной акцент в исследованиях в то время делался на генетические изменения в опухолевых клетках. Несмотря на зна1 НИИ физико-химической медицины Федерального медико-биологического агентства России, 119435, Москва, ул. Малая Пироговская, 1а; e-mail: oleg-panasenko@newmail.ru, ser_gus@mail.ru. 2 Российский государственный медицинский университет Росздрава, 117997, Москва, ул. Островитянова, 1. 3 Белорусский государственный университет, 220030, Беларусь, Минск, пр. Независимости, 2; e-mail: irinagorudko@ rambler.ru. 4 Южный научный центр Российской академии наук, 344006, Ростов-на-Дону, ул. Чехова, 41, e-mail: dmatishov@mail.ru. ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН чительные успехи в расшифровке молекулярных механизмов генетических изменений клеток опухолей, в последнее время становится все более очевидным, что развитие опухоли представляет собой сложный комплексный процесс, который включает несколько уровней взаимодействия плейотропных сигнальных механизмов. Полная реализация злокачественного потенциала трансформированных клеток невозможна без участия фибробластов, адипоцитов, кровеносных и лимфатических сосудов, а также без инфильтрации в опухоль лейкоцитов [3]. В связи с этим следует отметить, что представления Р. Вирхова остаются актуальными. Среди всех лейкоцитов макрофаги, дифференцированные из моноцитов, составляют значительную часть массы опухоли [4]. Накоплены сведения о том, что высокая плотность опухоль-ассоциированных макрофагов коррелирует с неблагоприятным прогнозом развития онкологических заболеваний [5]. Подобная корреляция, по-видимому, связана с тем, что макрофаги в опухоли принимают участие в индукции ангиогенеза, ремоделировании внеклеточного матрикса и стимуляции подвижности опухолевых клеток, что обеспечивает инвазивный рост и метастазирование опухоли. Однако инфильтрация лейкоцитов может не только способствовать прогрессии опухолевого роста. Показано, что различные длительные повреждения тканей (хронические инфекции [6, 7], физические и химические воздействия, аутоиммунные реакции и др.), сопровождающиеся лейкоцитарной инфильтрацией и приводящие к развитию хронического Том 6 №3 2010 74 О.М. ПАНАСЕНКО и др. Рис. 1. Хроническое воспаление, вызванное биологическими, химическими и физическими факторами, связано с увеличением риска заболевания раком и другими болезнями воспалительного процесса [8], увеличивают риск развития онкологических заболеваний (рис. 1). Кроме того, имеются экспериментальные данные, показывающие, что клетки с повреждением ДНК, вызванным вирусными или химическими канцерогенами, не формируют опухоль до тех пор, пока они не попадут под воздействие второго типа стимулов, которые включают хроническое воздействие воспалительных агентов [9]. Таким образом, одним из существенных аспектов канцерогенеза является хроническое воспаление. В настоящее время установлено, что активация клеток в очаге воспаления приводит к запуску работы прооксидантных ферментов (НАDPН-оксидаза, NO-синтаза, миелопероксидаза и др.). В результате действия этих ферментов в очаге появляются свободные радикалы, активные формы кислорода, азота и галогенов. Участие активных форм кислорода и азота в канцерогенезе достаточно хорошо известно и неоднократно обсуждалось в многочисленных обзорах (см., например, 10–14). В то же время канцерогенная роль галоген-производных соединений, образующихся в реакциях с участием миелопероксидазы (МПО), до сих пор остается мало исследо- ванной. В связи с этим в данном обзоре мы сосредоточили свое внимание на МПО-зависимых путях образования и превращения галогенсодержащих соединений, механизмах повреждения нуклеотидов и нуклеиновых кислот под действием этих веществ, способных проявлять в очагах воспаления канцерогенный эффект. ОБРАЗОВАНИЕ РЕАКЦИОННЫХ СОЕДИНЕНИЙ В ОЧАГАХ ВОСПАЛЕНИЯ Лейкоциты – фагоцитирующие клетки крови, являющиеся ключевым звеном иммунной защиты организма от различного рода патогенов (бактерий, грибов, вирусов и других микроорганизмов) [15, 16]. В норме лейкоциты находятся в спокойном, неактивном состоянии. Первым ответом на появление чужеродных микроорганизмов является стимуляция лейкоцитов, которая характеризуется проявлением нескольких видов их функциональной активности, в том числе изменением формы, адгезией, направленным движением в очаг повреждения, дегрануляцией и секрецией ферментов, усиленным потреблением кислорода (“кислородным взрывом”) [17]. “Кислородный взрыв”, сопровождающийся интен- ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ сификацией клеточного метаболизма, сопряжен с активацией ряда ферментных систем клетки, в частности мембраносвязанной NADPH-оксидазы, которая катализирует одноэлектронное восстановление молекулы кислорода до супероксидного анион-ра• дикала ( O 2– ): 2 O 2 + NADPH NADPH – NADP + + H + + 2 O 2– . • Последний сначала превращается в гидропероксидный радикал (НО•2): O 2– + H + " HO •2, • а затем спонтанно или при участии фермента супероксиддисмутазы дисмутирует с образованием пероксида водорода: 2НО•2 " H2O2 + O2. Наконец, H2O2 и O 2– в реакции с ионами металлов переменной валентности способны превращаться в чрезвычайно реакционный •ОН радикал: H2O2 + Fe2+ → •OH + OHˉ + Fe3+ (реакция Фентона [18]), Fe2+ • H2O2 + O 2– → •OH + OHˉ + О2 (реакция Хабера–Вайса [19]). • Перечисленные выше кислородсодержащие со• единения ( O 2– , НО•2, H2O2, •ОН), представляющие собой продукты частичного восстановления молекулы О2, получили название активных форм кислорода (АФК). АФК весьма реакционны (особенно это относится к •ОН-радикалу) и, по мнению ряда исследователей, являются важной составляющей противопатогенной функции лейкоцитов [20, 21]. Вместе с тем выраженный антимикробный эффект АФК, используемый природой для экстренного уничтожения патогенов в очагах воспаления и инфекции, таит в себе потенциальную опасность, поскольку неконтролируемая “утечка” реакционных АФК может явиться причиной повреждения жизненно важных молекул и надмолекулярных структур. В здоровом организме этого не происходит, поскольку чрезмерная продукция АФК сдерживается так называемыми антиоксидантами, которые препятствуют образованию реакционных окислителей, разрушают или перехватывают их [22, 23]. Однако истощение антиоксидантной системы при одновременном усилении продукции АФК может привести к так называемому окислительному стрессу. Согласно определению H. Sies [24], окислительный стресс – это создание таких условий, когда образование АФК в системе превосходит способность системы удалять или нейтрализовать эти реакционные соединения. Повреждение жизненно ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН 75 важных молекул, клеток и тканей, вызванное АФК, может послужить причиной развития онкологических и других заболеваний (рис. 1). В зависимости от механизма возникновения АФК окислительный стресс иногда подразделяют на метаболический, фотоокислительный, инициированный окружающей средой, лекарствами, продуктами питания и т.д. [25–27]. Одна из стадий активации лейкоцитов – дегрануляция – характеризуется слиянием цитоплазматических гранул с фагосомой, поступлением содержащихся в гранулах ферментов в фагосому и частичной секрецией этих ферментов во внеклеточное пространство [17, 20]. Среди прочих обращают на себя внимание два фермента. Первый – миелопероксидаза (МПО) – в основном содержится в азурофильных гранулах нейтрофилов млекопитающих и составляет 2–5% от общего клеточного белка, или 2–4 мкг в 106 клеток [15, 28]. Фермент также обнаружен в лизосомах моноцитов, но в заметно меньших количествах (0,9% по массе), постепенно исчезая по мере их перерождения в макрофаги [21, 29]. Второй – пероксидаза эозинофилов (ЭПО) – содержится в матриксе вторичных (специфических) гранул эозинофилов и составляет примерно 5% от общего белка этих гранул, или 15 мкг в 106 клеток [30, 31]. Оба фермента принадлежат к семейству гемсодержащих пероксидаз млекопитающих (донор: Н2О2-оксидоредуктаза, КФ 1.11.1.7), имеют 70% гомологичных последовательностей аминокислот [32] и очень похожи по функциональным и ферментативным свойствам [33, 34]. МПО, так же как и ЭПО, помимо пероксидазной активности обладает уникальной способностью катализировать окисление галогенидов (Clˉ, Brˉ, Iˉ) с образованием высокореакционных гипогалогенитов (ОHalˉ) [16, 33, 35–37]: Halˉ + Н2О2 → ОHalˉ +H2O, (1) + OHalˉ + H ↔ HOHal (Hal здесь и далее галоген). Хлорноватистая (HOCl), бромноватистая (HOBr) и иодноватистая (HOI) кислоты (их ионизированные формы называются соответственно гипохлорит, гипобромит и гипоиодит), благодаря своей повышенной реакционной способности обладают выраженными противопатогенными свойствами и составляют основу МПО-зависимой антимикробной системы нейтрофилов и моноцитов [15–17, 20]. По мнению ряда авторов [16, 20], эта система является самой эффективной из всех бактерицидных систем фагоцитов. К семейству гемсодержащих пероксидаз млекопитающих помимо МПО и ЭПО относятся также лактопероксидаза и тиреоидная пероксидаза. Пер- Том 6 №3 2010 76 О.М. ПАНАСЕНКО и др. вая содержится в железах внешней секреции, молоке, слюне, слезной жидкости и выполняет там главным образом бактерицидную функцию [38]. Вторая – в тироцитах, принимает непосредственное участие в синтезе тиреоидных гормонов [39]. В крови эти ферменты не определяются, а из галогенидов в физиологических условиях способны окислить только Iˉ. Учитывая это обстоятельство, их вряд ли можно отнести к потенциальным источникам галогенсодержащих реакционных соединений в живом организме. Поскольку гипогалогениты содержат кислород, то их иногда причисляют к АФК [21, 40]. Это вряд ли можно признать справедливым, поскольку в молекуле гипогалогенита окислителем является не кислород, как это имеет место в случае АФК, а атом галогена, который, принимая 2 электрона, превращается в галогенид: HOHal + 2e + H+ → Halˉ + H2O. Именно поэтому гипогалогениты являются сильными двухэлектронными окислителями, их окислительная способность уменьшается в ряду: HOCl > HOBr > HOI (окислительно-восстановительные потенциалы для пары HOHal/Hal–,H2O составляют соответственно 1,08, 0,93 и 0,57 В) [34]. Более того, реакционность гипогалогенитов проявляется не только в окислительно-восстановительных реакциях. Они весьма эффективно вступают в реакции присоединения, замещения, галогенирования и др., модифицируя различные функциональные группы жизненно важных молекул, в том числе и нуклеиновые кислоты [41–43]. Теперь уже известно, что подобные МПО- и ЭПО-зависимые реакции с участием галогенсодержащих реагентов, протекающие в живом организме, могут приводить к повреждению тканей и органов и тем самым стимулировать развитие онкологических и др. заболеваний [16, 44, 45]. Если это действительно так, то галогенсодержащие реакционные соединения наряду с АФК и активными формами азота (АФА) было бы правильно выделить в отдельную группу активных форм галогенов (АФГ). МИЕЛОПЕРОКСИДАЗА: ЛОКАЛИЗАЦИЯ, СТРУКТУРА, СВОЙСТВА, ФУНКЦИИ МПО – гемсодержащая пероксидаза, впервые изолирована в высокоочищенном состоянии из лейкоцитов в начале 40-х годов прошлого столетия [46]. МПО содержит 1148 аминокислотных остатков, 2 гема, 16 сахаров, 2 иона Ca2+, 2 иона Cl–, 4 сульфата, 6 ацетатов и 838 молекул воды [47]. При анализе аминокислотного состава МПО человека было показано, что содержание “основных” аминокислот (Arg, Lys, His) в тяжелой α-субъединице явно превалирует над “кислыми” (Asp и Glu) [48–50]. Именно поэтому фермент является поликатионным белком с изоэлектрической точкой pI > 10 [46]. Молекула МПО представляет собой гликозилированный гомодимер молекулярной массы около 145 кДа, который состоит из двух идентичных протомеров, включающих соединенные дисульфидными связями тяжелую α-субъединицу (59 кДа) и легкую β-субъединицу (13,5 кДа), состоящие из 466 и 108 аминокислотных остатков соответственно. Два протомера связаны дисульфидной связью между двумя Cys153 тяжелых субъединиц. Каждый из протомеров содержит производное протопорфирина-IX c Fe3+-ионом в центре, по одному связанному иону Ca2+ и Cl– и гликозилирован по Asn по крайней мере трижды [47]. Углеводные цепи представляют собой стандартные структуры (GlcNac)2-(Man)3 [47]. Содержание маннозы, глюкозы и N-ацетилглюкозамина составляет 1,3%, 0,6% и 0,6% соответственно [49]. Две гемовые группы располагаются в щели глубиной 20 Å и шириной 10 Å на расстоянии примерно 50 Å друг от друга [52]. Обе они функционально абсолютно идентичны [53]. Два протомера могут быть отделены друг от друга восстановлением соединяющей их дисульфидной связи с последующим алкилированием. При этом каждый протомер (α-β-пара) сохраняет ферментативную активность [15]. Гем ковалентно связан с апопротеином через две эфирные связи между карбоксильными группами Glu242 и Asp94 с одной стороны, и модифицированными метильными группами пиррольных колец А и С гема с другой, а также через ковалентную связь между атомом серы Met243 и β-углеродом винильной группы пиррольного кольца А гема. В результате такой необычной в сравнении с другими гемсодержащими белками связи гема с апопротеином гем приобретает изогнутую форму, что обусловливает сильный сдвиг полосы Соре в красную область (428 нм, ε = 91000 М–1см–1), а также сравнительно интенсивное поглощение в видимой области света, придающее ферменту характерный зеленый цвет [47]. Для сравнения, гемы ЭПО и лактопероксидазы связаны с апопротеином только через две эфирные связи [54, 55]. Эти гемы также слегка изогнуты, но в меньшей степени, чем в случае МПО, поэтому максимум поглощения их полосы Соре приходится на 412 нм [56]. Белки с гемом плоской ориентации, например в случае пероксидазы хрена или гемоглобина, имеют максимум поглощения при 403 нм [56]. Как было показано при мутации МПО путем замены критических аминокислотных остатков (Asp94, Glu242, Met243), субстратная специфичность, скорость реакций, а также двухэлектронное окисление хлорида соединением I ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ 77 Рис. 2. Схема функционирования миелопероксидазы напрямую зависят от связи гема с апопротеином в МПО [55, 57, 58]. МПО – весьма стойкий фермент. Так, инкубация при 70 °С в течение 10 мин инактивирует лишь 5–7 % фермента, при 80 °С – 6,4–14 %, и лишь при 90 °С МПО инактивируется полностью. МПО выдерживает 10-минутную обработку в 0,1 N NaOH или 0,1 N CH3COOH [48]. Механизм работы МПО схематично представлен на рисунке 2. В результате каталитического цикла ион железа в геме претерпевает последовательное окисление и восстановление. Ферриформа нативного фермента (МПО–Fe3+) быстро (2×107 М–1с–1 [59]) окисляется пероксидом водорода и превращаяется в соединение I (МПО•+–Fe4+=O) [35, 59]. Последнее представляет собой разновидность оксоферрил-порфирин-катион-радикала, где кислород присоединен двойной связью к иону железа в феррильном состоянии (реакция 1 на рис. 2) [35, 36]. Кроме H2O2 окислить активный центр нативной МПО до соединения I способны органические гидропероксиды [60] или HOCl в отсутствие хлорида [61]. Соединение I, имея двухэлектронный редокспотенциал 1,16 В [34], обладает высокой реакционной способностью и катализирует окисление ионов галогенов до гипогалогенитов с образованием нативной ферриформы фермента (реакция 2, рис. 2) [34–36]. Реакционная способность галогенов выступать в качестве субстрата МПО уменьшается в последовательности: Iˉ > Brˉ > Clˉ. Реакции 1 и 2 (рис. 2) принято называть циклом галогенирования, который описывается суммарным уравнением (1). рH-оптимум этой реакции лежит в кислой области ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН [62, 63], однако он сильно зависит от соотношения концентраций пероксида водорода и галогенида [35, 63]. Исследование рН-зависимости реакции 2 (рис. 2) показало, что восстановление соединения I галогенидами контролируется функциональной группой с рКа около 4,6, вероятнее всего, гистидином [33]. Снижение рН приводит к протонированию гистидина и увеличению связывания аниона галогена с соединением I. В присутствии доноров электрона AH2 (Tyr, аскорбат, урат, нитрит, катехоламины, гидропероксиды и множество ксенобиотиков ароматической природы) соединение I может восстанавливаться в соединение II (МПО–Fe4+−OН, в котором Fe имеет формальную валентность +4) и вызывать одноэлектронное окисление субстратов с образованием АН•радикалов (реакция 3, рис. 2) [34, 35, 41]. Соединение II каталитически неактивно в образовании гипогалогенитов, однако оно так же, как и соединение I, способно осуществлять одноэлектронное окисление субстратов (AH2). При этом регенерируется нативный фермент (реакции 4, рис. 2) [34, 35, 41]. Таким образом, реакции 1, 3 и 4 (см. рис. 2) представляют собой классический пероксидазный цикл. Стандартный редокс-потенциал пары соединение I/соединение II составляет 1,35 В, тогда как для пары соединение II/нативный фермент он равен 0,97 В [64]. Это значит, что при прочих равных условиях скорость реакции 4 должна быть заметно медленнее скорости реакции 3 (см. рис. 2) и в значительной степени зависеть от природы субстрата AH2. Субстраты AH2, легко вступающие в реакцию с соединением I, но слабо восстанавливающие Том 6 №3 2010 78 О.М. ПАНАСЕНКО и др. соединение II, являются эффективными ингибиторами продукции гипогалогенитов, поскольку переводят фермент в соединение II, не участвующее в цикле галогенирования [35]. Еще одна особенность МПО – это ее восстановление некоторыми органическими радикалами, синтезированными в пероксидазном цикле, с образованием ферро-МПО (МПО–Fe2+), которая, быстро присоединяя молекулу О2, превращается в соединение III (реакции 7 и 8 на рис. 2) [34, 35]. МПО–Fe2+ реагирует с пероксидом водорода, образуя соединение II (на рис. 2 не показано) [34]. Соединение II также может восстанавливать молекулу Н2О2 по реакции 9 (рис. 2), проявляя псевдокаталазную активность [34]. Наконец, было показано, что в отсутствие субстратов соединение I способно по реакции (2H2O2 → 2H2O + O2), аналогичной реакции 2 (рис. 2), осуществить двухэлектронное окисление H2O2, проявляя истинную каталазную активность (k = 2 · 106 М–1с–1) [65, 66]. Галогенирующую активность МПО может мо дулировать O2ˉ , поскольку является хорошим субстратом не только для нативной МПО, но и для соединений I, II и III. O2ˉ может по реакции 3 быстро переводить соединение I в соединение II (k3 = 5 · 106 М–1с–1), ингибируя галогенирующую активность фермента [67]. При аккумуляции соединения II O2ˉ реактивирует галогенирующую активность фермента, переводя его в нативное состояние (реакция 4 на рис. 2, в случае O2ˉ k4 = 5 · 106 М–1с–1 [67]). O2ˉ реагирует с нативным ферментом по реакции 5 (k5 = 2 · 106 М–1с–1) и переводит его в соединение III (МПО–Fe2+–O2), вновь ингибируя галогенирующую активность [68]. Наконец, по мере накопления соединения III оно реагирует с O2ˉ (k6 = 1 · 105 М–1с–1) с образованием соединения I (реакция 6 на рис. 2), каталитически активного в синтезе гипогалогенитов [68–70]. Если это действительно так, то МПО через соединение III и I может использовать O2ˉ в качестве субстрата для образования HOCl, HOBr или HOI. Таким образом, в зависимости от условий, главным образом от рН и соотношения концентраций Halˉ, H2O2, O2ˉ и AH2, МПО может выполнять не только галогенирующую функцию, но и функцию пероксидазы, каталазы, СОД и оксидазы. Однако, как отмечается в работе [35], при физиологических концентрациях потенциальных субстратов (Halˉ, H2O2 и АН2) основная часть H2O2 реализуется в цикле галогенирования, и лишь 5 % H2O2 участвует в цикле пероксидации. Методом твердофазного иммуноферментного анализа установлено, что содержание МПО в сыворотке здоровых людей составляет 174 мкг/л [71]. В экспериментах in vitro показано, что 2 · 106 сти• • • • • • • • мулированных нейтрофилов в 1 мл за 1 час продуцируют 80–90 нмоль HOCl/OCl– [72]. Как отмечают авторы работы [73], in vivo возможно образование гипохлорита в очагах активации нейтрофилов в весьма высоких концентрациях 50–200 мкМ. ОБРАЗОВАНИЕ АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ В ОРГАНИЗМЕ ЧЕЛОВЕКА Под активными формами галогенов (АФГ) мы будем понимать галогенсодержащие соединения, обладающие повышенной реакционной способностью и образующиеся в живом организме. Все АФГ эндогенного происхождения, обнаруживаемые в организме человека, можно условно разделить на две группы: первичные, возникающие непосредственно в результате ферментативных процессов, и вторичные, образующиеся в последующих реакциях первичных АФГ, в том числе с функциональными группами биологически важных соединений, и сохраняющие повышенную реакционность. В таблице 1 приведены первичные, а также наиболее важные вторичные АФГ. Таблица 1. Первичные и наиболее важные вторичные АФГ, а также источники их происхождения Источник Первичные АФГ АФГ Вторичные АФГ Хлорид, Clˉ HOCl [33, 72, 74] R-NHCl – монохлорамин R-NCl2 – дихлорамин R-NCl-C(O)-R1 – хлорамид Бромид, Brˉ HOBr [33] R-NHBr – монобромамин R-NBr2 – дибромамин R-NBr-C(O)-R1 – бромамид [75] [75, 76] [77] [78, 79] [78, 79] [77] ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ПЕРВИЧНЫХ АФГ С НУКЛЕОТИДАМИ И НУКЛЕИНОВЫМИ КИСЛОТАМИ Известно, что первичные АФГ не взаимодействуют с рибозой [80], поэтому наиболее вероятной мишенью для этих галогенирующих агентов в нуклеотидах может быть азот в азотистых основаниях. Ниже приведены структурные формулы азотистых оснований в нуклеотидах (R – фосфорилированный остаток рибозы). Видно, что азот в азотистых основаниях локализован как в кольце, так и вне его. Гипогалоидные кислоты с третичным азотом, в частности с 3-метилтимидином, не реагируют [81]. Остается полагать, что в реакцию может вступать либо первичный азот NH2-групп цитидина, гуанозина и аденозина, либо ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ Таблица 2. Константы скорости второго порядка реакции HOCl с мононуклеотидами, полимерами на их основе и ДНК (20 °С, рН 6,9) [80, 81] Нуклеотиды Цитидин монофосфат Уридин монофосфат Тимидин монофосфат Гуанозин монофосфат Аденозин монофосфат Полицитидин Полиуредин ДНК kHOCl, М–1c–1 В цикле Вне цикла – 5,5 · 103 4,3 · 103 2,1 · 104 – – 1,3 · 103 83 – – 2,4 6,4 308 – ~10 вторичный, локализованный в кольце уридина, тимидина и гуанозина. В таблице 2 приведены константы скорости бимолекулярных реакций HOCl с мононуклеотидами, полимерами на их основе и ДНК. Видно, что скорость взаимодействия HOCl с первичным N-атомом вне цикла значительно медленнее, нежели со вторичным азотом в цикле. Для гуанозинмонофосфата, содержащего оба типа N-атомов, были зарегистрированы быстрая и медленная кинетики убыли HOCl в соответствии с хлорированием внутрициклического N-атома и азота NH2-группы соответственно (табл. 2) [80]. И в том и в другом случае продуктом реакции был хлорамин. Константа скорости взаимодействия HOCl с полинуклеотидами (полицитидином и полиуредином) существенно не отличается от таковой для соответствующих мононуклеотидов (цитидина и уредина), а это свидетельствует о том, что полимеризация не играет заметной роли в реакционной способности N-атомов как в кольце, так и вне его (табл. 2). В то же время скорость реакции HOCl с ДНК существенно меньше, чем с большинством мононуклеотидов (табл. 2), несмотря на то что в ДНК присутствуют не только медленно реагирующие N-атомы NH2-групп, но и быстро реагирующие N-атомы кольца азотистых оснований. Данный феномен ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН 79 можно объяснить стерическими затруднениями проникновения HOCl между парами оснований в структуре ДНК. Установлено, что HOCl реагирует с термически денатурированной ДНК примерно в 10 раз быстрее, чем с нативной [81], что подтверждает высказанную гипотезу. Хлорамины, образующиеся при действии HOCl на нуклеотиды, обладают разной устойчивостью. Оказалось, что хлорамины NH2-группы цитидина, аденозина, гуанозина заметно более стойки по сравнению с хлораминами гетероцикла уридина и тимидина [82]. При нагревании, облучении УФ-светом или в присутствии ионов металлов переменной валентности все хлорамины нуклеотидов распадаются с образованием N-центрированных радикалов, как это показано на примере уридина [82]: В том случае, если HOCl добавлять к смеси нуклеотидов, то по способности образовывать N-центрированные радикалы они располагаются в следующей последовательности: цитидин > аденозин = гуанозин > уридин = тимидин. Эти данные находятся в полном противоречии со скоростью взаимодействия HOCl с нуклеотидами (табл. 2), а также устойчивостью хлораминов [82]. Однако они легко могут быть объяснены, если предположить, что Cl быстро передается с хлорамина гетероцикла тимидина, уридина или гуанозина на NH2-группу цитидина и аденозина. Это приводит к увеличению выхода более стабильных хлораминов цитидина и аденозина, которые затем распадаются с образованием N-центрированных радикалов [82]. Взаимодействие образовавшегося N-центрированного радикала с другой молекулой нуклеотида приводит к образованию С-центрированного радикала димера [82]. Том 6 №3 2010 80 О.М. ПАНАСЕНКО и др. Аналогичное явление обнаружено и при обработке полинуклеотидов или нуклеиновых кислот HOCl. Сначала образовывались хлорамины, которые затем распадались с образованием N-центрированных радикалов, что впоследствии приводило к возникновению межмолекулярных сшивок [83]. В реакции HOCl с нуклеотидами обнаруживались также продукты хлорирования С-атома ароматического кольца, а именно 5-хлорцитозин, 5-хлор(2'-дезокси)цитидин, 5-хлорурацил, 8-хлораденин, 8-хлор(2'-дезокси)аденозин, 8-хлор(2'дезокси)гуанозин [84–90]. В случае HOBr образуются аналогичные бромпроизводные соединения [91–94]. Однако количественные исследования показали, что данные галоген-производные продукты являются минорными, их выход, как правило, не превышает 1–2 % [87]. Тем не менее некоторые из них (в частности 5-хлор- и 5-бромурацил) были обнаружены в очагах воспаления [95] и атеросклеротических бляшках [96]. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ВТОРИЧНЫХ АФГ С НУКЛЕОТИДАМИ И НУКЛЕИНОВЫМИ КИСЛОТАМИ Важнейшими вторичными АФГ являются галогенамины (R-NHHal) и галогенамиды (R–NHal– C(O)–R1) (см. табл. 1), которые образуются при взаимодействии первичных АФГ (HOCl или HOBr) с большинством аминов и амидов соответственно, включая таурин, нуклеотиды, гликозаминогликаны, NH2-группы полярных головок фосфолипидов, α-аминогруппы аминокислот, остатки боковых цепей лизина и гистидина, пептидную связь. Галогенамины и галогенамиды при физиологических условиях претерпевают превращения по двум основным путям. Во-первых, это сравнительно нестойкие соединения и они распадаются по молекулярному или свободнорадикальному механизму с образованием продуктов различной химической природы. Во-вторых, они, сохраняя реакционную способность гипогалоидных кислот, вступают во вторичные реакции, в том числе с нуклеотидами и их производными. Например, хлорамины таурина и N-ацетил-лизина взаимодействуют с NADH с константами скорости реакции 2,8 и 19,5 М–1с–1 соответственно [97], а хлорамид цикло-(глицина)2 – с константой скорости 20,5 М–1с–1 [77]. Монофосфаты аденозина, цитидина и уридина с хлорамидом цикло-(глицина)2 практически не взаимодействуют [77]. В то же время сами хлорамины нуклеотидов, являясь вторичными АФГ, вступают во вторичные реакции с функциональными группами различных биологически важных соединений. Константы скорости некоторых реакций приведены в таблице 3. Видно, что хлорамины внутрициклического азота пиримидиновых оснований (тимидина и уридина) более реакционны по сравнению с хлораминами внециклических NH2-групп. УЧАСТИЕ АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ В ОКИСЛИТЕЛЬНОМ, КАРБОНИЛЬНОМ И НИТРУЮЩЕМ СТРЕССАХ В литературе существуют понятия окислительного, нитрующего и карбонильного стресса, развитие которых обусловлено появлением в организме критических концентраций соответственно активных форм кислорода, азота и карбонильных соединений [22, 98, 99]. АФГ, как это демонстрирует, в частности, рисунок 3, проявляют непосредствен- Таблица 3. Константы скорости второго порядка (М–1с–1) реакции хлораминов монофосфатов нуклеотидов с некоторыми биологически важными соединениями [42] Молекула-мишень Глутатион Цикло-(Gly)2 Gly-Gly-Gly Таурин NADH Аскорбат Хлорамины монофосфатов Тимидин Уридин Аденозин Цитидин Гуанозин Инозин 4,3·106 21,6 5,8·103 7,5·103 3,6·103 – 4,7·106 26,2 1,4·104 1,9·104 4,5·103 – 4,5·104 – – – 5,1 4,0 2,0·103 – не реагирует не реагирует не реагирует – – 45 – – – – – 106 – – – – ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ 81 Рис. 3. Участие активных форм галогенов в карбонильном, окислительном и нитрующем стрессах ное участие в каждом из перечисленных стрессов. Первичные АФГ – сильные окислители. При взаимодействии HOCl с O2ˉ или ионами металлов переменной валентности (Fe2+) образуется •ОН-радикал [100]. В реакции HOCl (или HOBr) с H2O2 – 1О2 [101], а с гидропероксидом (ROOH) – пероксильный и алкоксильный радикалы (ROO•/RO•) [102– 107]. Все эти соединения являются эффективными инициаторами свободнорадикальных реакций пероксидации липидов – важнейшего проявления окислительного стресса [108]. При взаимодействии HOCl с аминами образуются хлорамины, которые, как указано выше, распадаются с образованием альдегидов и других карбонильных соединений, что делает их непосредственными предшественниками карбонильного стресса. Наконец, в реакции HOCl с нитритом (см. рис. 3) в качестве короткоживущего интермедиата образуется хлористый нитрил (NO2Cl), который, распадаясь на радикалы •NO2 и •Cl, способен нитровать и хлорировать остатки тирозина и основания ДНК, разрушать антиоксиданты в составе липопротеинов крови и инициировать в них пероксидацию липидов, то есть реализовать свое участие в развитии окислительного и нитрующего стресса [109–111]. Масштабы развития МПО/ЭПО-зависимых реакций должны определяться количеством и активностью самого фермента, секретируемого во внеклеточное пространство, а также эффективностью естественных перехватчиков АФГ. Принимая данный факт во внимание, можно выделить три основных подхода в регуляции и сдерживании МПО/ ЭПО-зависимых реакций: 1. Регуляция секреции МПО/ЭПО во внеклеточное пространство на стадии дегрануляции лейкоцитов. 2. Регуляция ферментативной активности МПО/ ЭПО во внеклеточном пространстве. 3. Перехват и нейтрализация АФГ, синтезируемых при МПО/ЭПО-катализе. Известны случаи, когда секреция МПО при дегрануляции активированных нейтрофилов заметно зависит от условий их активации и присутствующих реагентов. Так, например, фактор некроза опухоли праймировал нейтрофилы, увеличивая при их последующей активации N-формил-метионин-лейцин-фенилаланином (ФМЛФ) (но не форбол-12-миристат-13-ацетатом (ФМА)) дегрануляцию МПО [112]. Глюкокортикоиды 6-α-метилпреднизолон и гидрокортизон, напротив, ингибировали дегрануляцию азурофильных гранул нейтрофилов и секрецию МПО после их стимуляции ФМЛФ или ФМА [113]. Специфический ингибитор тирозинкиназы – метил-2,5-дигидроксициннамат – также интенсивно ингибировал ответ нейтрофилов, в том числе и дегрануляцию МПО, при стимуляции клеток кристаллическим уратом или пирофосфатом [114]. Сывороточный амилоид А – белок острой фазы воспаления – ингибировал экзоцитоз МПО из ФМЛФ-стимулированных нейтрофилов [115]. В плазме крови присутствуют или могут образовываться различные регуляторы активности МПО. Так, например, показано, что “кислый” белок острой фазы – церулоплазмин (pI = 4,7) – образует комплексы с МПО (pI > 10), ингибируя при этом как хлорирующую, так и пероксидазную активности МПО [116, 117]. Важным модулятором активности МПО является O2ˉ [67, 69]. Хлорирующую активность МПО эффективно ингибирует Trp, являющийся субстратом пероксидазного цикла МПО. Однако скорость его окисления соединением I МПО намного быстрее, нежели соединением II (k состав- 6 ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 • СПОСОБЫ РЕГУЛЯЦИИ МПО/ЭПО-ЗАВИСИМЫХ РЕАКЦИЙ • №3 2010 82 О.М. ПАНАСЕНКО и др. ляет 4,5 · 105 и 6,9 М–1с–1 соответственно) [118]. Таким образом, в присутствии Trp МПО аккумулируется главным образом в виде соединения II, которое не участвует в цикле галогенирования (см. рис. 2) [119]. Важным регулятором активности МПО является рН среды, поскольку все реакции МПО-катализа рН-зависимы [62]. Показано, что при нейтральных рН в присутствии субстрата пероксидаз фермент катализирует главным образом пероксидазную реакцию, “не замечая” ионы галогена вплоть до концентрации 150 мМ. При кислых рН фермент переключается на галогенирующий цикл и катализирует в основном образование HOCl, “игнорируя” наличие в среде субстрата пероксидазного цикла [62]. Таким образом, в присутствии субстрата пероксидазы появление галогенирующей активности МПО возможно только при кислых рН. Это позволяет исключить образование первичных АФГ в биологических тканях в норме (рН 7,4) и существенно увеличить его в фагосомах, где рН составляет 4,7–6,0. В крови человека присутствуют высоко- и низкомолекулярные перехватчики АФГ, позволяющие предохранять собственные клетки и ткани в очагах воспаления от их химического воздействия. Среди белков можно выделить церулоплазмин, который эффективнее других перехватывает HOCl [120]. Из низкомолекулярных перехватчиков можно выделить глутатион, таурин, аскорбат, урат, которые содержатся в плазме и клетках в довольно больших концентрациях и имеют очень высокие константы скорости реакции с HOCl и HOBr [41, 42]. БИОМАРКЕРЫ МПО/ЭПО-ЗАВИСИМЫХ РЕАКЦИЙ Биомаркер – это молекула или функциональная группа, появление которой однозначно свидетельствует о протекании в исследуемой биологической системе изучаемого явления или процесса. Хороший биомаркер должен удовлетворять по крайней мере следующим требованиям: 1) специфичность к изучаемому явлению; 2) большая скорость образования; 3) маленькая скорость распада; 4) образование в организме в концентрации, достаточной для детекции; 5) доступная и чувствительная возможность детекции. Всем перечисленным условиям удовлетворяют 3-хлор- и 3-бромтирозин. Оба они образуются в организме исключительно при МПО/ЭПО-катализе, свидетельствуя о последствиях функционирования этих пероксидаз, обладают высокой стабильностью и могут быть выявлены методами хроматографии и масс-спектрометрии после протеолиза белков. Эти маркеры МПО/ЭПО-зависимых реакций были об- наружены при атеросклерозе [97], муковисцидозе [121], васкулитах [122], почечной недостаточности [123], астме [124] и других болезнях органов дыхания [125, 126]. Белки, модифицированные HOCl/HOBr, также могут быть обнаружены иммуноферментным методом с использованием моноклональных антител. Такие антитела не связываются с модифицированным альдегидами или ионами Cu2+ белком, который, как правило, появляется при окислительном стрессе, но очень специфичны и чувствительны к АФГ-модифицированным эпитопам. АФГ-модифицированные белки были обнаружены у человека в атеросклеротической бляшке аорты [127], а также в почках при их воспалении [128]. Специфическим маркером МПО/ЭПО-зависимых реакций являются хлор- и бромгидрины жирнокислотных цепей липидов. Эти соединения очень стабильны и могут накапливаться в организме в весьма ощутимых количествах, поскольку концентрация ненасыщенных связей алифатических цепей высока. Недостатком является низкая скорость образования хлоргидринов (k = 8,7 М–1с–1). Зато скорость образования бромгидринов гораздо выше (k = 1,2 · 104 М–1с–1). Недавно методом масс-спектрометрии в атеросклеротической бляшке человека удалось зарегистрировать 60-кратное увеличение хлоргидринов лизофосфатидилхолина [129]. Еще одним специфическим маркером МПО/ ЭПО-зависимых реакций являются α-хлоральдегиды алифатических цепей, образующиеся в реакции HOCl с плазмалогеном [130–132]. Эти соединения не обладают высокой стабильностью, но зато их очень низкие концентрации могут быть обнаружены чувствительным методом газовой хроматографии/масс-спектрометрии. В атеросклеротической бляшке аорты человека было зарегистрировано 1400-кратное увеличение 2-хлоргексадеканаля [133]. Роль маркера МПО/ЭПО-зависимой галогенирующей деструкции нуклеотидов и нуклеиновых кислот может выполнять 5-хлор- или 5-бромурацил. Повышение уровня обоих соединений было обнаружено в участках аорты человека, пораженных атеросклерозом [134]. МПО/ЭПО-ЗАВИСИМЫЕ РЕАКЦИИ В ПАТОГЕНЕЗЕ ЗАБОЛЕВАНИЙ ЧЕЛОВЕКА Приведенные выше результаты исследований свидетельствуют о том, что АФГ, образующиеся по МПО/ЭПО-зависимому пути при активации лейкоцитов, способны оказывать как позитивный эффект, проявляя в очагах воспаления антипатогенное действие, так и негативный, разрушая био- ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ 83 Рис. 4. Схема, демонстрирующая причастность МПО/ЭПО-зависимых реакций к возникновению и развитию различных заболеваний, характеризующихся воспалительными проявлениями ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 6* 84 О.М. ПАНАСЕНКО и др. логически важные молекулы, надмолекулярные структуры и запуская тем самым широкий спектр различных процессов, которые приводят к возникновению и прогрессированию различных заболеваний. В последние годы многочисленные исследования выявили причастность МПО/ЭПО-зависимых реакций к развитию многих социально-значимых заболеваний. На рисунке 4 схематически обозначены те заболевания человека, при которых установлено либо повышенное содержание и активность МПО/ ЭПО в крови или отдельных органах, либо отмечено появление в организме биомаркеров МПО/ЭПОзависимых реакций. Среди них следует отметить сердечно-сосудистые патологии (атеросклероз, инфаркт миокарда, инсульт, ишемическая болезнь, васкулит), заболевания центральной нервной системы (болезнь Альцгеймера, болезнь Паркинсона, ишемия головного мозга, рассеянный склероз), заболевания органов дыхания (астма, респираторная дисфункция) и целый ряд других патологий с выраженными воспалительными проявлениями (сепсис, муковисцидоз, диабетическая ангиопатия, ревматоидный артрит, почечная недостаточность и др.). Особого внимания заслуживают опухолевые заболевания. Экспериментально было показано, что стимуляция нейтрофилов при совместном культивировании с различными клетками приводит к генетическим повреждениям последних [134]. Добавление СОД, каталазы, низкомолекулярных антиоксидантов ингибирует этот эффект, подтверждая роль МПО-производных оксидантов (АФК и АФГ) в осуществлении повреждений клеточной ДНК [135]. Последние исследования in vivo показывают, что в опухолях по сравнению с нормальными тканями увеличена продукция МПО и маркеров окислительного стресса, что подтверждает гипотезу, согласно которой АФГ играют определенную роль в канцерогенезе [136]. В настоящее время получены данные о наличии хлорированных и бромированных оснований ДНК в воспалительных тканях, что свидетельствует о патофизиологическом значении МПО-зависимых реакций [137]. Галогенированные основания ДНК являются токсическими продуктами, эффективными мутагенами и индукторами обмена генетическим материалом между сестринскими хроматидами [138]. Кроме того, образование 5-хлор- и 5-бромцитозина приводит к увеличению сиквенс-специфических взаимодействий ДНК – белок и блокирует работу генов, задействованных в механизмах канцерогенеза [139]. Есть данные о том, что МПО принимает непосредственное участие в развитии рака легких при курении и асбестозе [140]. Результаты эпидемиологических исследований поддерживают гипотезу о том, что МПО напрямую участвует в канцерогенезе in vivo благодаря корреляционной зависимости между возникновением рака и наличием G-to-A замены (463G/A) в промотерной зоне МПО гена. Вариант аллели 463А гена МПО, которая ответственна за снижение экспрессии МПО, ассоциируется со снижением риска развития рака легких в нескольких независимых исследованиях [141]. При наличии этой аллели отмечается также снижение риска развития рака гортани, рака мочевого пузыря и гепатоблатомы [142–145]. Напротив, 463G аллель, которая ответственна за активацию транскрипции МПО, чаще встречается при острой промиелоцитарной лейкемии, показывая, что высокий уровень МПО ассоциирован с возрастанием риска развития данного типа лейкемии [146]. С другой стороны, есть данные о том, что при наследственном дефиците МПО в нейтрофилах, который наблюдается с частотой 1 на 2000–4000 человек [147], отмечается чрезвычайно высокая частота возникновения злокачественных опухолей [148, 149]. Следует, однако, отметить, что сведения о связи наследственного дефицита МПО с развитием опухолей еще достаточно противоречивы [150–157]. В этой связи следует отметить, что профилактика, предотвращение и борьба с проявлениями нежелательных последствий МПО/ЭПО-зависимых реакций требуют развития новых подходов к разработке чувствительных методов определения низких концентраций самих МПО и ЭПО, а также их биомаркеров. Перспективным представляется развитие исследований, направленных на регуляцию активности ферментативных систем, ответственных за образование АФГ в организме (МПО и ЭПО), с целью управления биохимическими и физиологическими процессами в очагах воспаления. Работа поддержана РФФИ (гранты 08-04-00532 и 10-04-90006). СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. Porta C., Larghi P., Rimoldi M., Totaro M.G., Allavena P., Mantovani A., Sica A. Cellular and molecular pathways linking inflammation and cancer // Immunobiology. 2009. Vol. 214. P. 761–777. 2. Hanahan D., Weinberg R.A. The hallmarks of cancer // Cell. 2000. Vol. 100. P. 57–70. 3. Condeelis J., Pollard J.W. Macrophages: Obligate Partners for Tumor Cell Migration, Invasion, and Metastasis // Cell. 2006. Vol. 124. P. 263–266. 4. Pollard J.W. Tumor-educated macrophages promote tumor progression and metastasis // Nat. Rev. Cancer. 2004. Vol. 4. P. 71–78. ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ 5. Bingle L., Brown N.J., Lewis C.E. The role of tumorassociated macrophages in tumor progression: implications for new anticancer therapies // J. Pathol. 2002. Vol. 196. P. 254–265. 6. Parkin D.M. Global cancer statistics in the year 2000 // Lancet Oncol. 2001. Vol. 2. P. 533–543. 7. Ohshima H., Tatemichi M., Sawa T. Chemical basis of inflammation-induced carcinogenesis // Arch. Biochem. Biophys. 2003. Vol. 417. P. 3–11. 8. Balkwill F., Charles K.A., Mantovani A. Smoldering and polarized inflammation in the initiation and promotion of malignant disease // Cancer Cell. 2005. Vol. 7. P. 211– 217. 9. Coussens L.M., Werb Z. Inflammation and cancer // Nature. 2002. Vol. 420. P. 860–867. 10.Valko M., Rhodes C.J., Moncol J., Izakovic M., Mazur M. Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stressinduced cancer // Chem. Biol. Interact. 2006. Vol. 160. P. 1–40. 11. Federico A., Morgillo F., Tuccillo C., Ciardiello F., Loguercio C. Chronic inflammation and oxidative stress in human carcinogenesis // Int. J. Cancer. 2007. Vol. 121. P. 2381–2386. 12.Azad N., Rojanasakul Y., Vallyathan V. Inflammation and lung cancer: roles of reactive oxygen/nitrogen species // J. Toxicol. Environ. Health. B Crit. Rev. 2008. Vol. 11. P. 1–15. 13.Hofseth L.J. Nitric oxide as a target of complementary and alternative medicines to prevent and treat inflammation and cancer // Cancer. Lett. 2008. Vol. 268. P. 10–30. 14.Toyokuni S. Molecular mechanisms of oxidative stress-induced carcinogenesis: from epidemiology to oxygenomics // IUBMB Life. 2008. Vol. 60. P. 441– 447. 15.Edwards S.W. Biochemistry and physiology of the neutrophil. Cambridge University Press. CambridgeNew York-Melbourn, 1994. 291 с. 16.Klebanoff S.J. Myeloperoxidase: friend and foe // J. Leukoc. Biol. 2005. Vol. 77. P. 598–625. 17.Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. Новосибирск: Наука, 1983. 343 с. 18.Fenton H.J.H. Oxidation of tartaric acid in the presence of iron // J. Chem. Soc. 1894. Vol. 65. P. 899–910. 19.Haber E., Weiss J. The catalytic decomposition of hydrogen peroxide by iron salts // Proc. R. Soc. Lond. A, 1934. Vol. 147. P. 332–351. 20.Земсков В.М. Фагоцитоз: физиологические и молекулярные аспекты // Успехи соврем. биол. 1984. Т. 98. C. 219–233. 21.Halliwell B., Gutteridge J.M.C. Free radical in biology and medicine. Oxford University Press, 1999. 22.Sies H. Oxidative stress: oxidants and antioxidants // Exp. Physiol. 1997. Vol. 82(2). P. 291–295. 23.Sies H., Stahl W., Sundquist A.R. Antioxidant functions of vitamins. Vitamins E and C, beta-carotene, and other carotenoids // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1992. Vol. 669. P. 7–20. 24.Sies H. Oxidative stress: Introductory remarks // In: Sies, H. (Ed.) Oxidative Stress. San Diego, New York, London: Academic Press, 1985. Р. 1–8. ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН 85 25.Sies H., Stahl W., Sevanian A. Nutritional, dietary and postprandial oxidative stress // J. Nutr. 2005. Vol. 135. P. 969–972. 26.Sies H., Stahl W. Nutritional protection against skin damage from sunlight // Ann. Rev. Nutr. 2004. Vol. 24. P. 173–200. 27.Sies H. Oxidative stress // In: Encyclopedia of Stress (Fink, G., ed.). San Diego, CA: Academic Press, 2000. Vol. 3. P. 102–105. 28.Schultz J., Kaminker K. Myeloperoxidase of the leucocyte of normal human blood. 1. Content and localization // Arch. Biochem. Biophys. 1962. Vol. 96. P. 465–467. 29.Deby-Dupont G., Deby C., Lamy M. Neutrophil myeloperoxidase revisited: it’s role in health and disease // Intensivmed. 1999. Vol. 36. P. 500–513. 30.Carlson M.G., Peterson C.G., Venge P. Human eosinophil peroxidase: purification and characterization // J. Immunol. 1985. Vol. 134. P. 1875–1879. 31.Giembycz M.A., Lindsay M.A. Pharmacology of the eosinophil // Pharmacol. Rev. 1999. Vol. 51. P. 213– 340. 32.Sakamaki K., Tomonaga M., Tsukui K., Nagata S. Molecular cloning and characterization of a chromosomal gene for human eosinophil peroxidase // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 16828–16836. 33.Furtmüller P.G., Burner U., Obinger C. Reaction of myeloperoxidase compound I with chloride, bromide, iodide, and thiocyanate // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 17923–17930. 34. Furtmüller P.G., Jantschko W., Zederbauer M., Jakopitsch C., Arnhold J., Obinger C. Kinetics of interconversion of redox intermediates of lactoperoxidase, eosinophil peroxidase and myeloperoxidase // Jpn. J. Infect. Dis. 2004. Vol. 57. P. S30–S31. 35.Kettle A.J., Winterbourn C.C. Myeloperoxidase: a key regulator of neutrophil oxidant production // Redox Report. 1997. Vol. 3. P. 3–15. 36.Арнхольд Ю. Свойства, функции и секреция миелопероксидазы человека // Биохимия. 2004. Т. 69. C. 8–15. 37.Jantschko W., Furtmüller P.G., Zederbauer M., Neugschwandtner K., Lehner I., Jakopitsch C., Arnhold J., Obinger C. Exploitation of the unusual thermodynamic properties of human myeloperoxidase in inhibitor design // Biochem. Pharmacol. 2005. Vol. 69. P. 1149–1157. 38.Kussendrager K. D., van Hooijdonk A.C. Lactoperoxidase: physico-chemical properties, occurrence, mechanism of action and applications // Br. J. Nutr. 2000. Vol. 84. Suppl 1. P. S19–25. 39.Ruf J., Carayon P. Structural and functional aspects of thyroid peroxidase // Arch. Biochem. Biophys. 2006. Vol. 445. P. 269–277. 40.Кулинский В.И. Активные формы кислорода и оксидативная модификация макромолекул: польза, вред и защита // Соросовский образовательный журнал. 1999. № 1. C. 2–7. 41.Панасенко О.М., Арнхольд Ю., Сергиенко В.И. Повреждение липидов мембран гипохлоритом // Биол. мембраны. 2002. T. 19. C. 403–434. Том 6 №3 2010 86 О.М. ПАНАСЕНКО и др. 42.Pattison D.I., Davies M.J. Reactions of myeloperoxidasederived oxidants with biological substrates: gaining chemical insight into human inflammatory diseases // Current Medicinal Chemistry. 2006. Vol. 13. P. 3271– 3290. 43.Malle E., Marsche G., Arnhold J., Davies M.J. Modification of low-density lipoprotein by myeloperoxidasederived oxidants and reagent hypochlorous acid // Biochim. et Biophys. Acta. 2006. Vol. 1761. P. 392–415. 44.Winterbourn C.C., Vissers M.C.M., Kettle A.J. Myeloperoxidase // Current Opinion in Hematology. 2000. Vol. 7. P. 53–58. 45. Hoy A., Leininger-Muller B., Kutter D., Siest G., Visvikis S. Growing significance of myeloperoxidase in noninfectious diseases // Clin. Chem. Lab. Med. 2002. Vol. 40. P. 2–8. 46.Agner K. Verdoperoxidase. A ferment isolated from leukocytes // Acta. Chem. Scand. 1941. Vol. A 2 (Suppl. 8). P. 1–62. 47.Fiedler T.J., Davey C.A., Fenna R.E. X-ray crystal structure and characterization of halide-binding sites of human myeloperoxidase at 1.8 Å resolution // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. P. 11964–11971. 48.Шафран М.Г. Миелопероксидаза нейтрофильных гранулоцитов // Успехи соврем. биол. 1981. Т. 92. C. 365–379. 49.Bakkenist A.R.J., Wever R., Vulsma T., Plat H., van Gelder B.F. Isolation procedure and some properties of myeloperoxidase from human leucocytes // Biochem. Biophys. Acta. 1978. Vol. 524. P. 45–54. 50.Schultz J., Schmukler H.W. Myeloperoxidase of the leucocyte of normal human blood. II. Isolation, spectrophotometry, and amino acid analysis // Biochemistry. 1964. Vol. 3. P. 1234–1238. 51.Blair-Johnson M., Fiedler T., Fenna R. Human myeloperoxidase: structure of a cyanide complex and its interaction with bromide and thiocyanate substrates at 1.9 Å resolution // Biochemistry. 2001. Vol. 40. P. 13990–13997. 52.Zeng J., Fenna R.E. X-ray crystal structure of canine myeloperoxidase at 3 Å resolution // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 226. P. 185–207. 53.Andrews P.C., Parnes C., Krinsky N.I. Comparison of myeloperoxidase and hemi-myeloperoxidase with respect to catalysis, regulation, and bactericidal activity // Arch. Biochem. Biophys. 1984. Vol. 228. P. 439–442. 54.Oxvig C., Thomsen A.R., Overgaard M.T., Sorensen E.S., Højrup P., Bjerrum M.J., Gleich G.J., Sottrup-Jensen L. Biochemical evidence for heme linkage through esters with Asp-93 and Glu- 241 in human eosinophil peroxidase. The ester with Asp-93 is only partially formed in vivo // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 274. P. 16953–16958. 55.Kooter I.M., Moguilevsky N., Bollen A., Sijtsema N.M., Otto C., Wever R. Site-directed mutagenesis of Met243, a residue of myeloperoxidase involved in binding of the prosthetic group // J. Biol. Inorg. Chem. 1997. Vol. 2. P. 191–197. 56.Metodiewa D., Dunford H.B. The reactions of horseradish peroxidase, lactoperoxidase, and myeloperoxidase with enzymatically generated superoxide // Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 272. P. 245–253. 57.Kooter I.M., Moguilevsky N., Bollen A., van der Veen L.A., Otto C., Dekker H.L., Wever R. The sulfonium ion linkage in myeloperoxidase. Direct spectroscopic detection by isotopic labeling and effect of mutation // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. P. 26794–26802. 58.Kooter I.M., Moguilevsky N., Bollen A., Sijtsema N.M., Otto C., Dekker H.L., Wever R. Characterization of the Asp94 and Glu242 mutants in myeloperoxidase, the residues linking the heme group via ester bonds // Eur. J. Biochem. 1999. Vol. 264. P. 211–217. 59.Marquez L.A., Huang J.T., Dunford H.B. Spectral and kinetic studies on the formation of myeloperoxidase compounds I and II: roles of hydrogen peroxide and superoxide // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 1447– 1454. 60.Furtmüller P.G., Burner U., Jantschko W., Regelsberger G., Obinger C. Two-electron reduction and oneelectron oxidation of organic hydroperoxides by human myeloperoxidase // FEBS Lett. 2000. Vol. 484. P. 139–143. 61.Furtmüller P.G., Burner U., Jantschko W., Regelsberger G., Obinger C. The reactivity of myeloperoxidase compound I formed with hypochlorous acid // Redox Rep. 2000. Vol. 5. P. 173–178. 62.Власова И.И., Арнхольд Ю., Осипов А.Н., Панасенко О.М. рН-зависимая регуляция активности миелопероксидазы // Биохимия. 2006. Т. 71. C. 825–837. 63.Spalteholz H., Panasenko O.M., Arnhold J. Formation of reactive halide species by myeloperoxidase and eosinophil peroxidase // Arch. Biochem. Biophys. 2006. Vol. 445. P. 225–234. 64.Furtmüller P.G., Arnhold J., Jantschko W., Pichler H., Obinger C. Redox properties of the couples compound I/ compound II and compound II/native enzyme // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. Vol. 301. P. 551–557. 65.Iwamoto H., Kobayashi T., Hasegawa E., Morita Y. Reaction of human myeloperoxidase with hydrogen peroxide and its true catalase activity // J. Biochem. (Tokyo). 1987. Vol. 101. P. 1407–1412. 66.Kettle A.J., Winterbourn C.C. A kinetic analysis of the catalase activity of myeloperoxidase // Biochemistry. 2001. Vol. 40. P. 10204–10212. 67.Kettle A.J., Anderson R.F., Hampton M.B., Winterbourn C.C. Reactions of superoxide with myeloperoxidase // Biochemistry. 2007. Vol. 46. P. 4888–4897. 68.Kettle A.J., Sangster D.F., Gebicki J.M., Winterbourn C.C. A pulse radiolysis investigation of the reactions of myeloperoxidase with superoxide and hydrogen peroxide // Biochim. Biophys. Acta. 1988. Vol. 956. P. 58–62. 69.Winterbourn C.C., Kettle A.J. Reactions of superoxide with myeloperoxidase and its products // Jpn. J. Infect. Dis. 2004. Vol. 57. P. S31–S33. 70.Cuperus R.A., Muijsers A.O., Wever R. The superoxide dismutase activity of myeloperoxidase; formation of compound III // Biochim. Biophys. Acta. 1986. Vol. 871. P. 78–84. ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ 71.Venge P., Foucard T., Henriksen J., Hakansson L., Kreuger A. Serum-levels of lactoferrin, lysozyme and myeloperoxidase in normal, infection-prone and leukemic children // Clin. Chim. Acta. 1984. Vol. 136. P. 121–130. 72.Weiss S.J., Klein R., Slivka A., Wei M. Chlorination of taurine by human neutrophils. Evidence for hypochlorous acid generation // J. Clin. Invest. 1982. Vol. 70. Р. 598– 607. 73.Fliss H., Menard M. Hypochlorous acid-induced mobilization of zinc from metalloproteins // Arch. Biochem. Biophys. 1991. Vol. 287. P. 175–179. 74.Harrison J.E., Schultz J. Studies on the chlorinating activity of myeloperoxidase // J. Biol. Chem. 1976. Vol. 251. Р. 1371–1374. 75.Zgliczyński J.M., Stelmaszyńska T., Domański J., Ostrowski W. Chloramines as intermediates of oxidation reaction of amino acids by myeloperoxidase // Biochim. Biophys. Acta. 1971. Vol. 235. P. 419–424. 76.Rees M.D., Pattison D.I., Davies M.J. Oxidation of heparan sulphate by hypochlorite: role of N-chloro derivatives and dichloramine-dependent fragmentation // Biochem. J. 2005. Vol. 391. P. 125–134. 77.Prütz W.A. Consecutive halogen transfer between various functional groups induced by reaction of hypohalous acids: NADH oxidation by halogenated amide groups // Arch. Biochem. Biophys. 1999. Vol. 371. P. 107–114. 78.Thomas E.L., Bozeman P.M., Jefferson M.M., King C.C. Oxidation of bromide by the human leukocyte enzymes myeloperoxidase and eosinophil peroxidase. Formation of bromamines // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. P. 2906– 2913. 79.Senthilmohan R., Kettle A.J. Bromination and chlorination reactions of myeloperoxidase at physiological concentrations of bromide and chloride // Arch. Biochem. Biophys. 2006. Vol. 445. P. 235–244. 80.Prütz W.A. Hypochlorous acid Interactions with thiols, nucleotides, DNA, and other biological substrates // Arch. Biochem. Biophys. 1996. Vol. 332. P. 110–120. 81.Prütz W.A. Interactions of hypochlorous acid with pyrimidine nucleotides, and secondary reactions of chlorinated pyrimidines with GSH, NADH, and other substrates // Arch. Biochem. Biophys. 1998. Vol. 349. P. 183–191. 82.Hawkins C.L., Davies M.J. Hypochlorite-induced damage to nucleosides: formation of chloramines and nitrogen-centered radicals // Chem. Res. Toxicol. 2001. Vol. 14. P. 1071–1081. 83.Hawkins C.L., Davies M.J. Hypochlorite-induced damage to DNA, RNA, and polynucleotides: formation of chloramines and nitrogen-centered radicals // Chem. Res. Toxicol. 2002. Vol. 15. P. 83–92. 84.Henderson J.P., Byun J., Heinecke J.W. Molecular chlorine generated by the myeloperoxidase-hydrogen peroxide-chloride system of phagocytes produces 5-chlorocytosine in bacterial RNA // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. P. 33440–33448. 85. Patton W., Bacon V., Duffield A. M., Halpern B., Hoyano Y., Pereira W., Lederberg J. Chlorination studies. I. The reaction of aqueous hypochlorous acid with cytosine // ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН 87 Biochem. Biophys. Res. Commun. 1972. Vol. 48. P. 880–884. 86.Henderson J.P., Byun J., Heinecke J.W. Chlorination of nucleobases, RNA and DNA by myeloperoxidase: a pathway for cytotoxicity and mutagenesis by activated phagocytes // Redox Rep. 1999. Vol. 4. P. 319–320. 87.Masuda M., Suzuki T., Friesen M.D., Ravanat J.L., Cadet J., Pignatelli B., Nishino H., Ohshima H. Chlorination of guanosine and other nucleosides by hypochlorous acid and myeloperoxidase of activated human neutrophils. Catalysis by nicotine and trimethylamine // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 40486–40496. 88.Chen H.J., Row S.W., Hong C.L. Detection and quantification of 5-chlorocytosine in DNA by stable isotope dilution and gas chromatography/negative ion chemical ionization/mass spectrometry // Chem. Res. Toxicol. 2002. Vol. 15. P. 262–268. 89.Jiang Q., Blount B.C., Ames B.N. 5-Chlorouracil, a marker of DNA damage from hypochlorous acid during inflammation. A gas chromatography-mass spectrometry assay // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 32834–32840. 90.Whiteman M., Jenner A., Halliwell B. Hypochlorous acid-induced base modifications in isolated calf thymus DNA // Chem. Res. Toxicol. 1997. Vol. 10. P. 1240– 1246. 91.Henderson J.P., Byun J., Williams M.V., Mueller D.M., McCormick M.L., Heinecke J.W. Production of brominating intermediates by myeloperoxidase. A transhalogenation pathway for generating mutagenic nucleobases during inflammation // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 7867–7875. 92.Shen Z., Mitra S.N., Wu W., Chen Y., Yang Y., Qin J., Hazen S.L. Eosinophil peroxidase catalyzes bromination of free nucleosides and double-stranded DNA // Biochemistry. 2001. Vol. 40. P. 2041–2051. 93.Henderson J.P., Byun J., Williams M.V., McCormick M.L., Parks W.C., Ridnour L.A., Heinecke J.W. Bromination of deoxycytidine by eosinophil peroxidase: a mechanism for mutagenesis by oxidative damage of nucleotide precursors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. Vol. 98. P. 1631–1636. 94.Byun J., Henderson J.P., Heinecke J.W. Identification and quantification of mutagenic halogenated cytosines by gas chromatography, fast atom bombardment, and electrospray ionization tandem mass spectrometry // Anal. Biochem. 2003. Vol. 317. P. 201–209. 95.Henderson J.P., Byun J., Takeshita J., Heinecke J.W. Phagocytes produce 5-chlorouracil and 5-bromouracil, two mutagenic products of myeloperoxidase, in human inflammatory tissue // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 23522–23528. 96.Takeshita J., Byun J., Nhan T.Q., Pritchard D.K., Pennathur S., Schwartz S.M., Chait A., Heinecke J.W. Myeloperoxidase generates 5-chlorouracil in human atherosclerotic tissue: a potential pathway for somatic mutagenesis by macrophages // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 3096–3104. 97.Hazen S.L., Heinecke J.W. 3-Chlorotyrosine, a specific marker of myeloperoxidase-catalyzed oxidation, is markedly elevated in low density lipoprotein isolated Том 6 №3 2010 88 О.М. ПАНАСЕНКО и др. from human atherosclerotic intima // J. Clin. Invest. 1997. Vol. 99. P. 2075–2081. 98.Halliwell B. Hypothesis: proteasomal dysfunction: a primary event in neurogeneration that leads to nitrative and oxidative stress and subsequent cell death // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2002 Vol. 962. P. 182–194. 99.Ланкин В.З., Тихазе А.К., Капелько В.И., Шепелькова Г.С., Шумаев К.Б., Панасенко О.М., Коновалова Г.Г., Беленков Ю.Н. Механизмы окислительной модификации липопротеидов низкой плотности при окислительном и карбонильном стрессе // Биохимия. 2007. Т. 72. C. 1330–1341. 100.Candeias L.P., Stratford M.R., Wardman P. Formation of hydroxyl radicals on reaction of hypochlorous acid with ferrocyanide, a model iron(II) complex // Free Radic. Res. 1994. Vol. 20. P. 241–249. 101.Kanofsky J.R. Singlet oxygen production by chloroperoxidase-hydrogen peroxide-halide systems // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259. P. 5596–5600. 102.Панасенко О.М., Осипов А.Н., Чеканов А.В., Арнхольд Ю., Сергиенко В.И. При взаимодействии гипохлорита с трет-бутилгидропероксидом образуется пероксильный радикал // Биохимия. 2002. Т. 67. C. 1061–1070. 103.Чеканов А.В., Панасенко О.М., Осипов А.Н., Арнхольд Ю., Казаринов К.Д., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И. Взаимодействие трет-бутилгидропероксида с гипохлоритом приводит к образованию перекисных радикалов. Исследование методом хемилюминесценции // Биофизика. 2002. Т. 47. C. 787–794. 104.Чеканов А.В., Панасенко О.М., Осипов А.Н., Матвеева Н.С., Казаринов К.Д., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И. Взаимодействие гипохлорита с гидропероксидом жирной кислоты приводит к образованию свободных радикалов // Биофизика. 2005. Т. 50. C. 13–19. 105.Панасенко О.М., Чеканов А.В., Арнхольд Ю., Сергиенко В.И., Осипов А.Н., Владимиров Ю.А. Образование свободных радикалов при распаде гидропероксида в присутствии миелопероксидазы или активированных нейтрофилов // Биохимия. 2005. Т. 70. C. 1209–1217. 106.Чеканов А.В., Осипов А.Н., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И., Панасенко О.М. Взаимодействие гипобромита с трет-бутилгидропероксидом. Роль в пероксидации фосфолипидных липосом // Биол. мембраны. 2006. Т. 23. C. 426–432. 107.Чеканов А.В., Осипов А.Н., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И., Панасенко О.М. Сравнительное исследование взаимодействия бромноватистой и хлорноватистой кислот с трет-бутилгидропероксидом методом спиновых ловушек // Биофизика. 2007. Т. 52. C. 5–13. 108.Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. 252 с. 109.Eiserich J.P., Cross C.E., Jones A.D., Halliwell B., van der Vliet A. Formation of nitrating and chlorinating species by reaction of nitrite with hypochlorous acid. A novel mechanism for nitric oxide-mediated protein modification // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 19199–19208. 110. Panasenko O.M., Briviba K., Klotz L.-O., Sies H. Oxidative modification and nitration of human low-density lipoproteins by the reaction of hypochlorous acid with nitrite // Arch. Biochem. and Biophys. 1997. Vol. 343. P. 254–259. 111. Chen H.J., Chen Y.M., Wang T.F., Wang K.S., Shiea J. 8-Nitroxanthine, an adduct derived from 2’-deoxyguanosine or DNA reaction with nitryl chloride // Chem. Res. Toxicol. 2001. Vol. 14. P. 536–546. 112. Bajaj M.S., Kew R.R., Webster R.O., Hyers T.M. Priming of human neutrophil functions by tumor necrosis factor: enhancement of superoxide anion generation, degranulation, and chemotaxis to chemoattractants C5a and F-Met-Leu-Phe // Inflammation. 1992. Vol. 16. P. 241–250. 113. Liu L., Wang Y. X., Zhou J., Long F., Sun H.W., Liu Y., Chen Y.Z., Jiang C.L. Rapid non-genomic inhibitory effects of glucocorticoids on human neutrophil degranulation // Inflamm. Res. 2005. Vol. 54. P. 37–41. 114. Burt H.M., Jackson J.K., Dryden P., Salari H. Crystalinduced protein tyrosine phosphorylation in neutrophils and the effect of a tyrosine kinase inhibitor on neutrophil responses // Mol. Pharmacol. 1993. Vol. 43. P. 30– 36. 115. Gatt M.E., Urieli-Shoval S., Preciado-Patt L., Fridkin M., Calco S., Azar Y., Matzner Y. Effect of serum amyloid A on selected in vitro functions of isolated human neutrophils // J. Lab. Clin. Med. 1998. Vol. 132. P. 414–420. 116. Sokolov A.V., Ageeva K.V., Pulina M.O., Cherkalina O.S., Samygina V.R., Vlasova I.I., Panasenko O.M., Zakharova E.T., Vasilyev V.B. Ceruloplasmin and myeloperoxidase in complex affect the enzymatic properties of each other // Free Rad. Res. 2008. Vol. 42. P. 989–998. 117. Панасенко О.М., Чеканов А.В., Власова И.И., Соколов А.В., Агеева К.В., Пулина М.О., Черкалина О.С., Васильев В.Б. Влияние церулоплазмина и лактоферрина на хлорирующую активность лейкоцитарной миелопероксидазы. Изучение методом хемилюминесценции // Биофизика. 2008. T. 53. C. 573–581. 118. Jantschko W., Furtmüller P.G., Allegra M., Livrea M.A., Jakopitsch C., Regelsberger G., Obinger C. Redox intermediates of plant and mammalian peroxidase: a comparative transient-kinetic study of their reactivity toward indole derivatives // Arch. Biochem. Biophys. 2002. Vol. 398. P. 12–22. 119. Galijasevic S., Abdulhamid I., Abu-Soud H.M. Potential role of tryptophan and chloride in the inhibition of human myeloperoxidase // Free Radic. Biol. Med. 2008. Vol. 44. P. 1570–1577. 120.Sharonov B.P., Govorova N.Ju., Lyzlova S.N. A comparative study of serum proteins ability to scavenge active oxygen species: O2‾ and OCl‾ // Biochem. Int. 1988. Vol. 17. P. 783–790. 121.Saude E.J., Lacy P., Musat-Marcu S., Mayes D.C., Bagu J., Man S.F., Sykes B.D., Moqbel R. NMR analy- ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010 ПРОДУКЦИЯ И РЕАКЦИОННЫЕ СВОЙСТВА АКТИВНЫХ ФОРМ ГАЛОГЕНОВ sis of neutrophil activation in sputum samples from patients with cystic fibrosis // Magn. Reson. Med. 2004. Vol. 52. P. 807–814. 122.Higashi N., Mita H., Taniguchi M., Turikisawa N., Higashi A., Ozawa Y., Tohma S., Arimura K., Akiyama K. Urinary eicosanoid and tyrosine derivative concentrations in patients with vasculitides // J. Allergy Clin. Immunol. 2004. Vol. 114. P. 1353–1358. 123.Himmelfarb J., McMenamin M.E., Loseto G., Heinecke J.W. Myeloperoxidase-catalyzed 3-chlorotyrosine formation in dialysis patients // Free Radic. Biol. Med. 2001. Vol. 31. P. 1163–1169. 124.Mita H., Higashi N., Taniguchi M., Higashi A., Kawagishi Y., Akiyama K. Urinary 3-bromotyrosine and 3-chlorotyrosine concentrations in asthmatic patients: lack of increase in 3-bromotyrosine concentration in urine and plasma proteins in aspirin-induced asthma after intravenous aspirin challenge // Clin. Exp. Allergy. 2004. Vol. 34. P. 931–938. 125.Lamb N.J., Gutteridge J.M., Baker C., Evans T.W., Quinlan G.J. Oxidative damage to proteins of bronchoalveolar lavage fluid in patients with acute respiratory distress syndrome: evidence for neutrophil-mediated hydroxylation, nitration, and chlorination // Crit. Care Med. 1999. Vol. 27. P. 1738–1744. 126.Buss I.H., Senthilmohan R., Darlow B.A., Mogridge N., Kettle A.J., Winterbourn C.C. 3-Chlorotyrosine as a marker of protein damage by myeloperoxidase in tracheal aspirates from preterm infants: association with adverse respiratory outcome / /Pediatr. Res. 2003. Vol. 53. P. 455–462. 127.Hazell L.J., Arnold L., Flowers D., Waeg G., Malle E., Stocker R. Presence of hypochlorite-modified proteins in human atherosclerotic lesions // J. Clin. Invest. 1996. Vol. 97. P. 1535–1544. 128.Malle E., Woenckhaus C., Waeg G., Esterbauer H., Grone E. F., Grone H.-J. Immunological evidence for hypochloritemodified proteins in human kidney // Am. J. Pathol. 1997. Vol. 150. P. 603–615. 129.Messner M.C., Albert C.J., McHowat J., Ford D.A. Identification of lysophosphatidylcholine–chlorohydrin in human atherosclerotic lesions // Lipids. 2008. Vol. 43. P. 243–249. 130.Albert C.J., Crowley J.R., Hsu F.F., Thukkani A.K., Ford D.A. Reactive chlorinating species produced by myeloperoxidase target the vinyl ether bond of plasmalogens. Identification of 2-chlorohexadecanal // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 23733–23741. 131.Albert C.J., Crowley J.R., Hsu F.F., Thukkani A.K., Ford D.A. Reactive brominating species produced by myeloperoxidase target the vinyl ether bond of plasmalogens. Disparate utilization of sodium halides in the production of alpha-chloro fatty ldehydes // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. P. 4694–4703. 132.Leßig J., Schiller J., Arnhold J., Fuchs B. Hypochlorous acid-mediated generation of glycerophosphocholine from unsaturated plasmalogen glycerophosphocholine lipids // J. Lipid Res. 2007. Vol. 48. P. 1316–1324. 133.Thukkani A.K., McHowat J., Hsu F.F., Brennan M.L., Hazen S.L., Ford D.A. Identification of alpha-chloro ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН 89 fatty aldehydes and unsaturated lysophosphatidylcholine molecular species in human atherosclerotic lesions // Circulation. 2003. Vol. 108. P. 3128–3133. 134.Takeshita J., Byun J., Nhan T.Q., Pritchard D.K., Pennathur S., Schwartz S.M., Chait A., Heinecke J.W. Myeloperoxidase generates 5-chlorouracil in human atherosclerotic tissue: a potential pathway for somatic mutagenesis by macrophages // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 3096–3104. 135.Weitzman S.A., Stossel T.P. Mutation caused by human phagocytes // Science. 1981. Vol. 212. P. 546–547. 136.Weitberg A.B., Weitzmann S.A., Clark E.P., Stossel T.P. Effects of antioxidants on oxidant-induced sister chromatid exchange formation // J. Clin. Invest. 1985. Vol. 75. P. 1835–1841. 137.Rainis T., Maor I., Lanir A., Shnizer S., Lavy A. Enhanced oxidative stress and leucocyte activation in neoplastic tissues of the colon // Dig. Dis. Sci. 2007. Vol. 52. P. 526–530. 138.Henderson J.P., Byun J., Takeshita J., Heinecke J.W. Phagocytes produce 5-chlorouracil and 5-bromouracil, two mutagenic products of myeloperoxidase, in human inflammatory tissue // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 23522–23528. 139.Morris S.M. The genetic toxicology of 5-fluoropyrimidines and 5-chlorouracil // Mutat. Res. 1993. Vol. 297. P. 39–51. 140.Valinluck V., Liu P.F., Kang J.I. Jr., Burdzy A., Sowers L.C. 5-Halogenated pyrimidine lesions within a CpG sequence context mimic 5-methylcytosine by enhancing the binding of the methyl- CpG-binding domain of methyl-CpG-binding protein 2 (MeCP2) // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33. P. 3057–3064. 141.Hunninghake G.W., Gadek J.E., Kawanami O., Ferrans V.J., Crystal R.G. Inflammatory and immune processes in the human lung in health and disease: evaluation by bronchoalveolar lavage // Am. J. Pathol. 1979. Vol. 97. P. 149–206. 142.Kiyohara C., Otsu A., Shirakawa T., Fukuda S., Hopkin J.M. Genetic polymorphisms and lung cancer susceptibility: a review // Lung Cancer. 2002. Vol. 37. P. 241–256. 143.Schabath M.B., Spitz M.R., Hong W.K., Delclos G.L., Reynolds W.F., Gunn G.B., Whitehead L.W., Wu X.F. A myeloperoxidase polymorphism associated with reduced risk of lung cancer // Lung Cancer.2002. Vol. 37. P. 35–40. 144.Cascorbi I., Henning S., Brockmoller J., Gephart J., Meisel C., Muller J.M., Loddenkemper R., Roots I. Substantially reduced risk of cancer of the aerodigestive tract in subjects with variant –463A of the myeloperoxidase gene // Cancer Res. 2000. Vol. 60. P. 644–649. 145.Hung R.J., Boffetta P., Brennan P., Malaveille C., Gelatti U., Placidi D., Carta A., Hautefeuille A., Porru S. Genetic polymorphisms of MPO, COMT, MnSOD, NQO1, interactions with environmental exposures and bladder cancer risk // Carcinogenesis. 2004. Vol. 25. P. 973–978. 146.Pakakasama S., Chen T.T., Frawley W., Muller C., Douglass E.C., Tomlinson G.E. Myeloperoxidase pro- Том 6 №3 2010 90 О.М. ПАНАСЕНКО и др. motor polymorphism and risk of hepatoblastoma // Int. J. Cancer. 2003. Vol. 106. P. 205–207. 147. Wang J.G., Mahmud S.A., Nguyen J., Slungaard A. Thiocyanatedependent induction of endothelial cell adhesion molecule expression by phagocyte peroxidases: a novel HOSCN-specific oxidant mechanism to amplify inflammation // J. Immunol. 2006. Vol. 177. P. 8714–8722. 148.Lanza F., Fietta A., Spisani S., Castoldi G.L., Traniello S. Does a relationship exist between neutrophil myeloperoxidase deficiency and the occurence of neoplasms? // J. Clin. Lab. Immunol. 1987. Vol. 22. P. 175–180. 149.Kitahara M., Eyre H.J., Simonian Y., Atkin C.L., Hasstedt S.J. Hereditary myeloperoxidase deficiency // Blood. 1981. Vol. 57. P. 888–893. 150.Parry M.F., Root R.K., Metcalf J.A., Delaney K.K., Kaplow L.S., Richar W.J. Myeloperoxidase deficiency // Ann. Intern. Med. 1981. Vol. 95. P. 293–301. 151.Lanza F., Giuliani A.L., Amelotti F., Spisani S., Traniello S., Castoldi G.L. Depressed neutrophil mediated tumor cell cytotoxicity in subjects affected by hereditary myeloperoxidase deficiency and secondary neoplasia // Hematologica. 1988. Vol. 73. P. 355–358. 152.Weiss S., Lo Buglio A.F. An oxygen dependent mechanism of neutrophil mediated cytotoxicity // Blood. 1980. Vol. 55. P. 1020–1024. 153.Abrams S.I., Brahmi Z. Compared mechanisms of tumor cytolysis by human natural killer cells and activated polymorphonuclear leukocytes // J. Immunol. 1984. Vol. 132. P. 3192–3196. 154.Clark R., Szot S. The myeloperoxidase-hydrogen peroxide-halide system as effector of neutrophil-mediated tumor cell cytotoxicity // J. Immunol. 1981. Vol. 126. P. 1295–1301. 155.Josephy P.D. The role of peroxidase-catalysed activation of aromatic amines in breast cancer // Mutagenesis. 1996. Vol. 11. P. 3–7. 156.London S.J., Lehman T.A., Taylor J.A. Myeloperoxidase genetic polymorphism and lung cancer risk // Cancer. Res. 1997. Vol. 57. P. 5001–5003. 157.Giri U., Sharma S.D., Abdulla M., Athar M. Evidence that in situ generated reactive oxygen species act as a potent stage I tumor promoter in mouse skin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. Vol. 209. P. 698–705. PRODUCTION AND PROPERTIES OF REACTIVE HALOGEN SPECIES IN CANCEROGENESIS O.M. Panasenko, I.V. Gorudko, A.M. Kovaleva, S.A. Gusev, academician of RAMS V.I. Sergienko, Corresponding Member of RAS D.G. Matishov Involvement of reactive oxygen and nitrogen species in cancerogenesis is well known and reviewed in a number of publications. However cancerogenic role of the reactive halogen species, produced in myeloperoxidase (MPO)-dependent reactions is still poorly understood. Considering this fact in this review we focused on the MPO-dependent mechanisms of the reactive halogen species production, mechanisms of nucleic acids damage by the products of the MPO-dependent pathway and their possible impact into cancerogenic processes. Key words: myeloperoxidase, reactive halogen species, halogenative stress, cancerogenesis. ВЕСТНИК ЮЖНОГО НАУЧНОГО ЦЕНТРА РАН Том 6 №3 2010
