ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ

СЫКТЫВКАРСКИЙ ЛЕСНОЙ ИНСТИТУТ
________________________________
КАФЕДРА ЛЕСНОГО ХОЗЯЙСТВА
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
Сборник описаний лабораторных работ
для подготовки дипломированного специалиста по направлению
656200 «Лесное хозяйство и ландшафтное строительство»
специальности 250201 «Лесное хозяйство»
СЫКТЫВКАР 2007
ФЕДЕРАЛЬНОЕ АГЕНТСТВО ПО ОБРАЗОВАНИЮ
СЫКТЫВКАРСКИЙ ЛЕСНОЙ ИНСТИТУТ – ФИЛИАЛ
ГОУ ВПО «САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ
ЛЕСОТЕХНИЧЕСКАЯ АКАДЕМИЯ ИМЕНИ С. М. КИРОВА»
КАФЕДРА ЛЕСНОГО ХОЗЯЙСТВА
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
Сборник описаний лабораторных работ
для подготовки дипломированного специалиста по направлению
656200 «Лесное хозяйство и ландшафтное строительство»
специальности 250201 «Лесное хозяйство»
СЫКТЫВКАР 2007
1
УДК 581.1
ББК 28.55
Ф48
Рассмотрен и рекомендован к печати кафедрой лесного хозяйства Сыктывкарского лесного института 10 ноября 2006 г. (протокол № 8).
Утвержден к печати методической комиссией сельскохозяйственного факультета
Сыктывкарского лесного института 24 ноября 2006 г. (протокол № 2).
Составители:
Т. К. Головко, профессор, доктор биологических наук;
Г. Н. Табаленкова, кандидат биологических наук, доцент
Ф48
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ : сб. описаний лабораторных работ для подготовки дипломированного специалиста по направлению 656200 «Лесное хозяйство и ландшафтное строительство» спец. 250201 «Лесное хозяйство» / сост. Т. К. Головко, Г. Н. Табаленкова ; СЛИ. – Сыктывкар, 2007. – 36 с.
УДК 581.1
ББК 28.55
Издание содержит тематику, задания и методику выполнения лабораторных работ по
учебной дисциплине «Физиология растений». Составлено в соответствии с Государственным
образовательным стандартом высшего профессионального образования по специальности
250201 «Лесное хозяйство». Способствует усвоению материала и закреплению знаний, организует самостоятельную работу студентов в процессе лабораторных занятий.
Для студентов специальности 250201 «Лесное хозяйство».
Темплан 2006/07 учеб. г. Изд. № 189.
 Т. К. Головко, Г. Н. Табаленкова, составление, 2007
 Сыктывкарский лесной институт – филиал
ГОУ ВПО «Санкт-Петербургская государственная
лесотехническая академия имени С. М. Кирова», 2007
2
ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ ........................................................................................................................................4
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 1 .....................................................................................................5
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 2 ...................................................................................................14
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 3 ...................................................................................................23
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 4 ...................................................................................................28
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 5 ...................................................................................................32
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 6 ...................................................................................................33
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ............................................................................................35
3
ВВЕДЕНИЕ
Основой жизни на планете Земля являются зеленые растения, которые
способны в процессе фотосинтеза запасать энергию солнечной радиации в органических веществах. Природа в течение многовековой эволюции создала на
Земле отрегулированный круговорот веществ и энергии, в котором растения
играют ведущую роль. Лесам принадлежит приоритет в накоплении биомассы
и продуцировании кислорода.
Физиология растений как наука о жизнедеятельности и внутренней организации физиологических процессов является наиболее развитой отраслью
экспериментальной ботаники. Она тесно связана с химией, физикой, биохимией, микробиологией, молекулярной биологией.
В результате изучения физиологии растений у студентов должно сформироваться представление о фундаментальных процессах жизнедеятельности растений: фотосинтез, дыхание, водный обмен, минеральное питание, рост и развитие, устойчивость к биотическим и абиотическим факторам. Выяснение
внутренней организации физиологических процессов, их значения в жизни растений является важной составной частью теоретической подготовки специалистов по лесному и лесопарковому хозяйству. Рост, развитие, фитогормоны, понятие об устойчивости, жизнеспособности, морозо- и солеустойчивости растительного организма в различных условиях среды, биохимическое превращение
веществ, покой и прорастание, основы микробиологии, методы диагностики и
повышения устойчивости растений к воздействию неблагоприятных факторов
среды.
На лабораторном практикуме по физиологии растений студентам будут
предложены работы, охватывающие основные разделы и содействующие более
глубокому усвоению курса, развитию навыков экспериментальной деятельности.
Курс лабораторных работ, представленных в сборнике описаний лабораторных работ является средством закрепления знаний, полученных на теоретических занятиях. Знания и умения, приобретаемые при выполнении работ,
должны соответствовать квалификационной характеристике выпускника специальности «Лесное хозяйство». Структура сборника, условия и особенности
выполнения лабораторных работ отражены в его содержании и описаниях конкретных лабораторных работ. Форма отчетности студента определяется формой
обучения и предполагает обязательную защиту каждой лабораторной работы по
ее завершении и защиту всех лабораторных работ в конце семестра (учебного
года).
4
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 1
10 часов
Тема: Физиология растительной клетки.
Цель работы: изучение химического состава растительной клетки, ознакомление с осмотическими явлениями в растительной клетке.
Задачи работы
1. Качественные реакции на белок.
2. Качественные реакции на углеводы.
3. Определение дубильных веществ.
4. Реакции на одревесневшую клеточную оболочку
5. Плазмолиз, деплазмолиз.
6. Характеристика проницаемости живой и мертвой цитоплазмы.
7. Сравнить вязкость цитоплазмы в зависимости от возраста листа и действия химических реагентов.
Задания
1. Определить химический состав растительной клетки.
2. Определить осмотические свойства растительной клетки.
Требование к отчету
Результаты лабораторных работ должны быть оформлены в специальных
тетрадях по следующему плану: 1) название темы; 2) название работы; 3) оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на основании полученных результатов. Результаты оформить в виде рисунка.
Работа 1. Качественные реакции на белки
Обеспечивающие средства: едкий натрий, 10 %-й раствор; сернокислая
медь, 1 %-й раствор; азотная кислота концентрированная; серная кислота концентрированная; уксусная кислота ледяная; аммиак, 25 %; раствор белка; пипетки с делением до 1 мл; воронки обыкновенные (маленькие); штатив для
пробирок; пробирки.
1. Биуретовая реакция. Биуретовая реакция обуславливается присутствием
в молекуле пептидной группы –СО–NH–, входящей в состав биурета, откуда и
произошло название самой реакции. Ее дают не только белки, но и полипептиды.
Ход работы. К исследуемому раствору (2–3 мл) приливают 1–2 мл 10 %-го
раствора щелочи и несколько капель 1 %-го раствора медного купороса. В присутствии белковых веществ жидкость окрашивается в фиолетовый цвет. Не следует приливать избытка медного купороса, т. к. в этом случае фиолетовая окраска будет замаскирована синей.
2. Ксантопротеиновая реакция. Большинство белков при нагревании их
с крепкой азотной кислотой дает желтое окрашивание. Желтый – по-гречески
«ксантос», откуда и произошло название ксантопротеиновой реакции. Эту ре5
акцию дают все белки, содержащие циклические аминокислоты (венилаланин,
тирозин, триптофан). Химизм реакции сводится к нитрованию бензольного
кольца с образованием нитросоединений желтого цвета. Этим же объясняется
появление желтого окрашивания при попадании концентрированной азотной
кислоты на кожу, шерсть и т. д.
Ход работы. К исследуемому раствору в пробирке приливают 1–2 мл концентрированной азотной кислоты. Проявление желтого осадка при нагревании
указывает на присутствие белка. После прибавления к раствору избытка аммиака желтый цвет осадка переходит в оранжевый.
3. Реакция Адамкевича. При действии на белок глиоксиловой кислоты в
присутствии концентрированной серной кислоты получается красно-фиолетовое
окрашивание раствора, связанное с присутствием в белке триптофана.
Ход работы. Наливают в пробирку несколько капель исследуемого раствора и прибавляют 1 мл концентрированной уксусной кислоты, которая всегда
содержит в качестве примеси глиоксиловую кислоту. Сильно наклоняют пробирку и осторожно по стенке вливают в нее 1 мл концентрированной серной
кислоты так, чтобы жидкости не смешались; при этом на границе двух жидкостей получается красно-фиолетовое кольцо, появление которого свидетельствует о присутствии в белке триптофана.
Работа 2. Качественные реакции на углеводы
Обеспечивающие средства: натрий едкий, 10 %-й раствор; медь сернокислая, 1 %-й раствор; сахар, 1 %-й раствор; реактив Фелинга; аммиак, 10 %-й
раствор; серебро азотнокислое, 2 %; соляная кислота; резорцин в растворе или в
кристаллах; йод, 1 %-й раствор в йодистом калии; крахмал, 1 %-й раствор; штатив деревянный с набором пробирок.
1. Реакция Троммера. Окислителем является гидрат окиси меди, восстанавливающийся в присутствии редуцирующих сахаров до гидрата закиси или
закиси меди.
Ход работы. К 2 мл исследуемого раствора приливают 1 мл 10 %-го раствора едкого натрия и по каплям 1 %-го раствора медного купороса до появления
мути голубого цвета. Затем смесь в пробирке нагревают до кипения. Появление
желтого (гидрат закиси меди) или красного (закись меди) осадка указывает на
присутствие в растворе сахара. При этом происходят следующие реакции:
1) CuSO4 + 2NaOH → Cu(OH)2 + Na2SO4;
O
//
2) 2Cu(OH)2 + CH2OH − C − H → 2CuOH + H2O + CH2OH −
−(CHOH)4 − COOH;
3) 2CuOH → Cu2O + H2O.
6
2. Реакция Фелинга. Окислителем также является гидрат окиси меди. Эта
реакция отличается от предыдущей тем, что к реагирующей смеси добавляется
сегнетовая соль для связывания избытка гидрата окиси меди. Сегнетовая соль
является двойной солью винной кислоты:
COONa
COONa
\
\
HCOH
HC − O \
/
|
Cu
HCOH + Cu(OH)2 → HC − O / + H2O
|
COOK
Ход работы. К 2 мл исследуемого раствора приливают 0,5 мл реактива
Фелинга и нагревают до кипения. При этом появляется красный осадок закиси
меди. При наличии в растворе небольшого количества сахара выпадает желтый
осадок гидрата закиси меди.
3. Реакция Селиванова. Применяется для обнаружения кетоз. Она особенно хорошо получается с фруктозой и полисахаридами, дающими при гидролизе
фруктозу (например, сахароза). Реакция Селиванова основана на образовании
оксиметилфурфурола, дающего с резорцином красное окрашивание.
Ход работы. К 1 мл исследуемого раствора приливают 1 мл концентрированной соляной кислоты и прибавляют несколько кристалликов резорцина.
Пробирку с жидкостью нагревают в течение 1–2 минут на кипящей водяной бане. В случае присутствия в растворе сахаров, содержащих кетогруппу, жидкость окрашивается в красный цвет.
4. Цветная реакция на крахмал. К 2 мл исследуемого раствора приливают одну каплю раствора йода в йодистом калии. При этом жидкость окрашивается в синий цвет.
Работа 3. Реакция на содержание дубильных веществ
Обеспечивающие средства: 1 %-й раствор хлорного железа; пробирки;
спиртовка; древесная кора; зеленые растения.
Ход работы
а) Из сочных частей растений выжимают 1–2 капли сока на предметное
стекло и наносят 1 каплю 1 %-го раствора хлорного железа. Появление зеленого и черного окрашивания свидетельствует о наличии дубильных веществ.
б) В пробирку помещают кусочки древесной коры, добавляют воды (все
содержимое занимает 1/2 объема пробирки) и кипятят. После непродолжительного кипячения сливают экстракт в сухую пробирку и добавляют 1–3 капли
1 %-го раствора хлорного железа. Содержимое пробирки окрашивается в зелено-черный цвет, что свидетельствует о наличии дубильных веществ.
7
Работа 4. Реакция на одревесневшую клеточную оболочку
Обеспечивающие средства: 2 %-й марганцевокислый калий; 25 %-й аммиак; 50 %-я соляная кислота; фильтровальная бумага; пробирки; спиртовка;
куски древесины лиственных пород.
Ход работы. Срезы растительной ткани помещают в сосуд с 2 %-м раствором марганцевокислого калия на 2–3 мин. По истечении времени извлекают
срезы и промывают 50 %-й соляной кислотой 1–2 мин, затем обсушивают и помещают в каплю 25 %-го аммиака на предметном стекле. Накрывают покровным стеклом и рассматривают под микроскопом. Одревесневшая оболочка
клетки окрашивается в красный цвет.
Эту же работу можно провести с кусками древесины лиственных пород.
На поверхность среза наносят 5–6 капель 10 %-го раствора марганцевокислого
калия. Через минуту удаляют их фильтрованной бумагой и высушенные места
смачивают 2–3 каплями концентрированной соляной кислотой. По истечении
двух минут удаляют фильтрованной бумагой кислоту и наносят 2–3 капли
25 %-го раствора аммиака. Появляется красная окраска.
Красное окрашивание обычно дает древесина лиственных пород, а у хвойных
эта реакция отсутствует (у хвойных возможна лишь бледно-коричневая окраска).
Если сопоставить двудольные растения и однодольные, то красное окрашивание одревесневших клеточных оболочек характерно для двудольных; однодольные дают бурую окраску.
Работа 5. Проницаемость живой и мертвой цитоплазмы
для веществ клеточного сока (вакуоли)
Обеспечивающие средства: 1) корнеплод красной свеклы; 2) 30 %-я уксусная кислота; 3) хлороформ в капельнице (с притертой пипеткой); 4) тарелка;
5) фарфоровая чашка; 6) скальпель; 7) пинцет; 8) штатив с пробиркой (4 шт.); 9)
стакан химический; 10) держалка для пробирок; 11) спиртовка; 12) спички.
Ход работы. Вырезать из очищенного корнеплода красной свеклы четыре
одинаковых брусочка длиной около 2 см и шириной 1 см (корнеплод должен
быть свежим, т. е. иметь хороший тургор, т. к. с подвядшим опыт не дает четких
результатов). Положить брусочки в фарфоровую чашку и многократно промыть
водопроводной водой до тех пор, пока не прекратиться выделение окрашенного
сока из перерезанных клеток, поместить брусочки в 4 пробирки и налить в две
пробирки воду (до 1/2 объема), в третью – воду и 5 капель хлороформа, в четвертую – 30 %-ю уксусную кислоту. Одну из пробирок с водой прокипятить в течение 1–2 мин, слить жидкость и залить брусочек холодной водой.
Наблюдать в течение 1–2 ч за изменением окраски жидкости в пробирках,
время от времени взбалтывая их содержимое. Результаты записать в форме таблицы.
Вариант опыта
Вода комнатной температуры
Кипячение
Вода + хлороформ
30 %-я уксусная кислота
Скорость окрашивания жидкости
8
Работа 6. Явление плазмолиза и деплазмолиза
Обеспечивающие средства: луковица синего лука или листья традесканции; 1M раствор сахарозы в капельнице; лезвие бритвы; скальпель; пинцет;
препаровальная игла; микроскоп; предметные и покровные стекла; стакан с кипяченой водопроводной водой; стеклянная палочка; кусочки фильтрованной
бумаги; спиртовка; спички.
Ход работы. Срезать бритвой кусочек эпидермиса, клетки которого содержат антоциан. Во избежание повреждения клеток эпидермиса желательно,
чтобы срез состоял из двух слоев клеток.
Поместить срез в каплю воды на предметное стекло, накрыть покровным
стеклом и рассмотреть в микроскоп клетки с окрашенным клеточным соком.
Заменить воду 1М раствором сахарозы, для чего на предметное стекло рядом с
покровным нанести большую каплю раствора и отсосать воду кусочком фильтрованной бумаги, прикладывая ее с другой стороны покровного стекла. Повторить этот прием 2–3 раза до полной замены воды раствором. Все время следить
в микроскоп за тем, что происходит в клетках.
Сделать схематические рисунки клеток в состоянии тургора, уголкового,
вогнутого и выпуклого плазмолиза, обозначив основные составные части клеток.
Ввести под покровное стекло 2–3 капли воды, отсасывая раствор фильтрованной бумагой, и немедленно приступить к наблюдению деплазмолиза клеток
(обратите внимание на скорость этого процесса по сравнению с плазмолизом).
После окончания деплазмолиза убить клетки, держа край предметного
стекла пинцетом и осторожно нагревая препарат на пламени спиртовки, не допуская испарения воды. Заменить воду на 1М раствора сахарозы и, рассматривая препарат в микроскоп, установить, происходит ли плазмолиз.
Работа 7. Определение вязкости цитоплазмы по времени плазмолиза
Обеспечивающие средства: веточки элодеи; луковица синего лука или
листья традесканции; 0,8 М раствор сахарозы в капельнице; лезвие бритвы;
препаровальная игла; пинцет; микроскоп; предметные и покровные стекла.
Промежуток времени от момента погружения клеток в гипертонический
раствор до появления выпуклого плазмолиза называют временем плазмолиза.
это время зависит от вязкости цитоплазмы: чем меньше вязкость, тем легче цитоплазма отстает от клеточной стенки и тем быстрее вогнутый плазмолиз переходит в выпуклый. Вязкость цитоплазмы зависит от степени дисперсности и
гидратации коллоидов, от содержания в клетке воды и ряда других факторов.
Цитоплазма растущих клеток и клеток, закончивших рост, имеет разную вязкость.
Для опыта используют молодые листочки элодеи, в которых можно различить четыре зоны: в основании расположена слабо окрашенная зона деления
клеток, выше находится зона растяжения, еще выше – зона дифференцировки и,
наконец, верхушка листа, которая состоит из клеток, закончивших свой рост и
имеющих интенсивно зеленую окраску.
9
Ход работы. Взять 2–3 молодых листочка из верхушечной части побега
элодеи (листья должны иметь зеленый кончик и бледно-зеленое основание), погрузить в каплю 0,8 М раствора сахарозы на предметном стекле и закрыть покровным стеклом. для сравнения в другую каплю раствора сахарозы поместить
срез эпидермиса синего лука или традесканции. Отметить время погружения
исследуемых объектов в раствор. Рассматривая препараты в микроскоп через
каждые 5 мин, определить время плазмолиза, причем у листа элодеи следует
наблюдать за клетками различных зон.
Записать результаты и сделать вывод о зависимости вязкости цитоплазмы
от возраста клетки.
Работа 8. Влияние ионов калия и кальция на вязкость цитоплазмы
Обеспечивающие средства: луковица синего лука или листья традесканции; растворы 1M КNO3 и 0,7 М Са(NO3)2 в капельницах (оба раствора должны
быть приготовлены из химически чистых солей на дистиллированной или, еще
лучше, бидистиллированной воде); лезвие бритвы; препаровальная игла; микроскоп; предметные и покровные стекла; карандаш по стеклу; вазелин; кусочки
фильтрованной бумаги.
Ионы минеральных солей способны влиять на свойства коллоидов цитоплазмы, изменяя ее вязкость, причем ионы одно- и двухвалентных металлов
проявляют противоположное действие. О вязкости цитоплазмы можно судить
по времени плазмолиза: при большой вязкости цитоплазма с трудом отстает от
клеточной стенки, сохраняя длительное время вогнутые поверхности (вогнутый
плазмолиз), если же вязкость цитоплазмы мала, то вогнутый плазмолиз быстро
переходит выпуклый.
Ход работы. Нанести на предметные стекла по капле растворов КNO3 и
Са(NO3)2 (сделать на стеклах соответствующие надписи). Поместить в растворы
по кусочку эпидермиса с окрашенным клеточным соком и закрыть покровными
стеклами. Во избежание испарения смазать края покровных стекол вазелином
(или время от времени вводить под покровные стекла новые капли растворов).
Записать время погружения срезов в растворы и сразу приступить к наблюдению под микроскопом, отмечая время наступления фаз плазмолиза (при этом не
следует принимать во внимание периферическую зону, т. к. там свойства цитоплазмы могут быть изменены вследствие раневого раздражения). Результаты
записать в таблицу.
Плазмолитик
Время погружения в раствор
Время наступления плазмолиза
уголкового
вогнутого
выпуклого
КNO3
Са(NO3)2
Зарисовать наиболее характерные клетки через 5–10 мин после погружения срезов в растворы. Сделать вывод о влиянии ионов калия и кальция на вязкость цитоплазмы.
10
Работа 9. Определение жизнеспособности семян методом окрашивания
(по Д. Н. Нелюбову)
Обеспечивающие средства: семена гороха, намоченные в воде 10–15 ч до
занятия; 0,1 %-й раствор индигокармина (1 г на 1 л дистиллированной воды);
чашки фарфоровые (2 шт.); стакан химический; стакан фаянсовый с влажными
опилками; тарелка; препаровальная игла; электроплитка; карандаш по стеклу.
Метод окрашивания семян для определения их всхожести основан на непроницаемости живой цитоплазмы для некоторых красок (индигокармин, кислый фуксин), тогда как мертвая цитоплазма легко прокрашивается. Бывают
случаи, когда зародыш мертвый, и, тем не менее, при погружении семени в раствор краски оно не окрашивается из-за того, что окружающие зародыш части
семени не пропускаю окраску. В связи с этим необходимо предварительно обнажить зародыш у семян с эндоспермом извлечь зародыш или разрезать семена
вдоль, а у семян без эндосперма удалить семенные покровы.
Подготовленные описанным способом семена выдерживают в растворе
краски от 1 до 3 ч (в зависимости от вида растения) и оцениваю жизнеспособность семян: семена с полностью окрашенными зародышами или с окрашенными корешками считают невсхожими, семена не окрашенные или частично
окрашенными семядолями относят к числу жизнеспособных.
Данный метод используют для быстрой оценки всхожести семян гороха,
фасоли, люпина, льна конопли, тыквенных.
Ход работы. Отсчитать, не выбирая, две порции 10 набухших семян гороха. Одну порцию поместить в стакан с водой и прокипятить в течение 5 мин
(контроль). Осторожно, не повреждая семядоля, очистить препаровальной иглой семена обеих порций от кожуры, поместить в фарфоровые чашки, залить
раствором индигокармина и выдержать 1 ч, после чего слить краску обратно в
бутылочку, а семена отмыть водой из избытка красителя.
Отметить окраску семян, убитых кипячением. В опытной порции подсчитать количество окрашенных, частично окрашенных и неокрашенных семян.
Для проверки всхожести высадить все 10 семян в стакан с влажными опилками,
поставить в темный шкаф и ежедневно поливать. Через несколько дней подсчитать количество проросших семян.
Результаты записать в таблицу.
Количество
Количество семян, шт.
Объект взятых семян, окрашенных окрашенных неокрапроросшт.
полностью
частично
шенных
ших
непроросших
Сопоставить результаты, полученные методом окрашивания и методом
проращивания.
11
Работа 10. Накопление метиленовой синей в клетках элодеи
Обеспечивающие средства: побеги элодеи длиной около 10 см; раствор
метиленовой синей 1: 50 000 (20 мг в 1 л водопроводной воды); 1М раствор
КNO3 в капельнице; пинцет; штатив с пробирками (2 шт.); микроскоп; предметные и покровные стекла; полоски фильтрованной бумаги.
В предыдущих работах было продемонстрировано важнейшее свойство
цитоплазмы – полупроницаемость, т. е. способность легко пропускать воду и
задерживать растворенные вещества. Однако цитоплазма не обладает идеальной полупроницаемостью: она пропускает не только воду, но и многие вещества, причем некоторые из них со значительной скоростью. К числу таких веществ относится метиленовая синяя, которая довольно быстро проникает в растительные клетки. Ткани некоторых растений способны накапливать большое
количество метиленовой синей вплоть до почти полного извлечения ее наружного раствора вследствие химического связывания краски содержащимся в
клетках дубильными веществами, причем нередко образуются небольшие синие кристаллы.
Ход работы. Заполнить две пробирки раствором метиленовой синей. Поместить в одну пробирку 2–3 побега элодеи, вторую оставить в качестве контроля. Через 2–3 ч (или через сутки) отметить изменение интенсивности окраски в сосуде с растениями по сравнению с контролем (рассматривать на светлом фоне). Поместить 1–2 интенсивно окрашенных листочка на предметное
стекло в каплю 1 М раствора KNO3 , накрыть покровным стеклом и через 15–20
мин рассмотреть в микроскоп при большом увеличении. Зарисовать плазмолизированную клетку.
Работа 11. Прижизненное окрашивание клеток нейтральным красным
Обеспечивающие средства: луковица обыкновенного лука, листья разных
растений; 0,02 %-й раствор нейтрального красного в капельнице; 1М раствор
КNO3 в капельнице; скальпель; лезвие бритвы; препаровальная игла; микроскоп; предметные и покровные стекла; стеклянная палочка; стаканчик с водичкой; кусочки фильтрованной бумаги; цветные карандаши.
Подобно метиленовой синей краска нейтральный красный способна проникать в живые клетки и накапливаться в них в больших количествах. При непродолжительном прибывании клеток в растворе нейтрального красного цитоплазма не отмирает, в чем можно убедиться, вызвав плазмолиз окрашенных
клеток (плазмолизироваться могут только живые клетки). Нейтральный красный – двухцветный индикатор: в кислой среде (рН < 6) он имеет малиновую
окраску, в щелочной – желтую.
Для понимая результатов данной работы необходимо иметь в виду, что в растворе рН около 7 нейтральный красный находится в форме недиссоциированных
молекул, хорошо растворимых в липидах мембран, тогда как в кислой среде
(рН < 6) это вещество диссоциирует на ионы, плохо растворимые в липидах.
12
Ход работы. Приготовить 2–3 среза эпидермиса чешуи обыкновенного лука или листьев каких либо других растений и поместить их на предметное стекло в большую каплю раствора нейтрального красного, не накрывая покровным
стеклом (при хорошем доступе воздуха окрашивание происходит быстрее). Через 10–15 мин (не более) отсосать раствор краски фильтрованной бумагой, перенести срезы в каплю воды, накрыть покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп. Заменить воду 1М раствором KNO3 и продолжать наблюдение при
большом увеличении. За рисовать плазмолизированную клетку, отметив, какая
часть окрашена красителем (клеточная стенка, цитоплазма или вакуоль) и в какой цвет (раскрасить цветным карандашом).
Работа 12. Влияние ионов калия и кальция на проницаемость цитоплазмы
Обеспечивающие средства: луковица обыкновенного лука; побеги элодеи; 0,02 %-й раствор нейтрального красного в капельнице; 1М раствор КNO3 в
капельнице; 0,7М раствор Са(NO3)2 в капельнице; 1М раствор сахарозы в капельнице; лезвие бритвы; препаровальная игла; микроскоп; предметные и покровные стекла; фарфоровые чашечки (2 шт.); карандаш по стеклу; кусочки
фильтрованной бумаги.
Ход работы. Налить раствор нейтрального красного в две фарфоровые
чашки, добавить в одну из них 1/10 объема 1М раствора КNO3, а в другую –
1/10 объема 0,7 М Са(NO3)2 (18 капель раствора краски и 2 капли раствора соответствующей соли). Сделать на чашках надписи карандашом по стеклу.
Поместить в растворы по три среза эпидермиса лука или по три листочка
элодеи. Через 5 мин вынуть по одному срезу (или листочку), обсушить фильтрованной бумагой, поместить на предметное стекло в каплю 1М раствора сахарозы и накрыть покровным стеклом. То же самое сделать с объектами, пролежавшими в растворе краски в течение 10–15 мин. Рассмотреть плазмолизированные клетки в микроскоп и сравнить скорость проникновения нейтрального
красного в вакуоли (по интенсивности окраски).
Сделать вывод о влиянии ионов на проницаемость цитоплазмы [2, 5, 10,
11, 13, 15, 18].
Контрольные вопросы
1. Назовите основные соединения, входящие в состав растительной клетки.
2. Назовите основные реакции на белковые соединения.
3. С каким химическим соединением связано старения растительной клетки?
4. Чему равна сосущая сила клеток, если тургорное давление равно осмотическому?
5. У какого растения осмотическое давление выше: у растущего в тенистом месте или
у растущего в степи?
6. Клетка с осмотическим давлением 5,0 атм. погружена в раствор с осмотическим
давлением 7,0 атм. Что произошло с клеткой?
7. Клетка полностью насыщена водой. Осмотическое давление клеточного сока равно
6,0 атм. Чему равна сосущая сила и тургорное давление этой клетки?
8. После погружения растительной ткани в 10 %-й раствор сахарозы концентрация ее
осталась без изменений. Как изменится концентрация 12 %-го раствора сахарозы, если в него
погружена аналогичная растительная ткань?
13
9. Объяснить причины возникающего иногда массового растрескивания плодов (у
огурца, дыни и др.), ягод и корнеплодов (у моркови, брюквы, свеклы и др.)?
10. Почему при перевозке на пароходах и баржах зерна, особенно бобовых культур,
попадание даже сравнительно небольшого количества воды в трюм может привести к катастрофическим последствиям для этой баржи или парохода?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 2
18 часов
Тема: Фотосинтез и дыхание растений.
Цель работы: рассмотреть CO2 газообмен растений; познакомиться с методами определения фотосинтеза, дыхания; показать роль ферментов в дыхательном процессе.
Задачи работы
1. Определение концентрации хлорофиллов.
2. Химические и физические свойства хлорофиллов.
3. Хроматография пигментов.
4. Фотосинсибилизирующая роль хлорофиллов.
5. Сравнение интенсивности дыхания у разных растений.
6. Обнаружение ферментов, участвующих в процессе дыхания.
Задания
1. Определение интенсивности фотосинтеза, свойств и количества пигментов в различных растениях.
2. Сравнение интенсивности дыхания у разных растений.
3. Обнаружение ферментов, участвующих в процессе дыхания.
Требование к отчету: Результаты лабораторных работ должны быть
оформлены в специальных тетрадях по следующему плану: 1) название темы;
2) название работы; 3) оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на
основании полученных результатов. Хроматограммы зарисовать.
Работа 13. Пигменты зеленого листа
Обеспечивающие средства: свежие или сушеные листья растений (крапива, примула, аспидистра, плющ); этиловый спирт; бензин; 20 %-й раствор
КОН в капельнице; 10 %-й НСl в капельнице; СаСО3; уксуснокислый цинк;
кварцевый песок или толченое стекло; ступка с пестиком (сухие); воронка;
стеклянная палочка; штатив с пробирками (5 шт.); стакан с водой; пипетка;
ножницы; скальпель; спиртовка; держалка для пробирок; вазелин; бумажный
фильтр; спички; цветные карандаши.
Ход работы. Свежие или сушеные листья измельчить ножницами, отбросив
крупные жилки и черешки, поместить в ступку, добавить на кончике ножа
СаСО3 (для нейтрализации кислот клеточного сока) и немного чистого кварцево14
го песка или толченого стекла. Тщательно растереть, приливая понемногу этиловый спирт, смазать носик ступки с наружной стороны вазелином и слить полученный темно-зеленый раствор по палочке в воронку с фильтром. Налить полученную вытяжку по 2–3 мл в четыре пробирки и провести следующие опыты.
а) Разделение пигментов по Краусу. Добавить к спиртовой вытяжке пигментов несколько больший объем бензина и 2–3 капли воды (чтобы спирт не
смешивался с бензином). Закрыть пробирку большим пальцем, несколько раз
сильно встряхнуть и дать отстояться. Если разделение пигментов будет недостаточно четким (оба слоя окрашены в зеленый цвет), то необходимо прилить
еще бензина и продолжать взбалтывание. Помутнение нижнего слоя (от избытка воды) можно устранить, добавляя немного спирта. Отметить окраску нижнего спиртового слоя и верхнего бензинового (сделать рисунок).
Сделать выводы о различной растворимости пигментов в спирте и бензине.
При этом нужно учесть, что ксантофилл, будучи двухосновым спиртом, почти
не растворим в бензине. В отношении каротина правильный вывод можно будет сделать, сопоставив результаты данного опыта и следующего.
б) Омыление хлорофилла щелочью. К 2–3 мл спиртовой вытяжки пигментов добавить 4–5 капель 20 %-го раствора щелочи и взболтать. Прилить в пробирку равный объем бензина, сильно встряхнуть и дать отстояться. Отметить
окраску спиртового и бензинного слоев (зарисовать).
В выводах записать реакцию омыления хлорофилла, в результате которой
происходит отщепление спиртов – метилового и фитола, а двухосновная кислота хлорофиллин дает соль:
COOCH3
COOK
/
/
C32H30ON4Mg
+ 2KOH = C32H30ON4Mg
\
\
COOC20H39
COOK
+ CH3OH + C20H39OH
Соли хлорофиллинов имеют зеленую окраску, но отличаются от хлорофилла нерастворимостью в бензине.
Указать, какие вещества растворены в спирте и какие в бензине, имея в виду, что желтые пигменты со щелочью не реагируют.
в) Получение феофитина и восстановление металлоорганической связи.
Взять две пробирки со спиртовой вытяжкой пигментов и добавить в них по 2–3
капли 10 %-й соляной кислоты. Получается буровато-оливковое вещество –
феофитин – продукт замещения магния в молекуле хлорофилла двумя атомами
водорода:
COOCH3
COOCH3
/
/
C32H30ON4Mg
+ 2НСl = C32H32ON4
+ MgCl2
\
\
COOС20Н39
COOC20H39
15
В одну из пробирок с феофитином внести на кончике ножа немного уксуснокислого цинка и довести раствор до кипения. Если окраска не измениться,
добавить еще уксуснокислого цинка и продолжать нагревание. Отметить изменение окраски благодаря восстановлению металлорганической связи (атом
цинка становится на то место, где раньше был магний). Написать уравнение реакции.
Работа 14. Разделение пигментов методом хроматографии на бумаге
Обеспечивающие средства: свежие листья каких-либо растений; ацетон;
петролейный эфир; СаСО3; кварцевый песок и толченое стекло; полоска фильтрованной бумаги для хроматографии («быстрой») размером 1,5×15 см; ступка с
пестиком; чистая сухая колба Бунзена с пробкой, в которую вставлен стеклянный фильтр; стеклянная палочка; насос Камовского; вазелин; стеклянные бюксы (2 шт.); стеклянный цилиндр или большая пробирка высотой 20–25 см с хорошо подобранной корковой пробкой с проволочным крючком; цветные карандаши.
Хроматографический метод разделения пигментов, впервые предложенный русским ученым М. С. Цветом, заключается в том, что раствор, содержащий смесь пигментов, пропускается через слой адсорбента. Разные пигменты,
обладая неодинаковой растворимостью в данном растворителе и разной адсорбируемостью, передвигаются с неодинаковой скоростью и располагаются на
адсорбенте в разных местах. Чем больше растворимость пигмента в растворителе и чем хуже он адсорбируется данным адсорбентом, тем быстрее он будет
передвигаться и тем дальше будет располагаться зона этого пигмента.
В настоящее время наиболее распространена хроматография на бумаге.
Ход работы. Измельченные свежие листья поместить в ступку, добавить
немного СаСО3 и кварцевого песка или толченого стекла и растереть, постепенно приливая ацетон (на 2–3 г материала около 25 мл ацетона). Полученный
раствор профильтровать через стеклянный фильтр в чистую сухую колбу Бунзена, отсасывая насосом (эту часть работы может делать дежурный, приготовляя вытяжку для всей группы).
Налить вытяжку в бюкс и погрузить в нее кончик полоски, вырезанной из
фильтрованной бумаги. Через несколько секунд, когда вытяжка поднимется на
бумаге на 1–1,5 см, высушить бумагу на воздухе и снова погрузить в раствор
пигментов на несколько секунд. Эту операцию повторять 5–7 раз до тех пор,
пока у верхней границы распространения пигментов на бумаге не образуется
темно зеленая полоска. После этого погрузить кончик бумажной полоски на несколько секунд в чистый ацетон, чтобы все пигменты поднялись на 1–1,5 см.
Высушить полоску до полного исчезновения запаха ацетона, поместить ее
в вертикальном положении в цилиндр, на дно которого налит петролейный
эфир. Поскольку нужно подвесить на крючок так, чтобы в растворитель был
погружен только неокрашенный конец и чтобы она не касалась стенок сосуда.
16
В связи с тем, что пигменты разрушаются на свету, разделение следует проводить в темноте или при слабом освещении.
Через 10–15 мин растворитель поднимается на 10–12 см. При этом пигменты располагаются в следующем порядке: внизу хлорофилл b, над ним хлорофилл a, затем ксантофилл и каротин, поднимающийся вместе с фронтом растворителя.
Зарисовать полученную хроматограму и сделать вывод о причинах разделения пигментов на бумаге.
Работа 15. Оптические свойства хлорофилла
Обеспечивающие средства: концентрированная спиртовая или ацетоновая вытяжка пигментов зеленого листа; раствор каротина (бензиновая вытяжка
корнеплодной моркови); раствор ксантофилла, полученный при разделении
пигментов по Краусу; спирт или ацетон; спектроскоп; настольная лампа; чугунный штатив с двумя лапками; штатив с пробирками (7 шт.); пипетки градуированные на 5–10 мл (2 шт.); кусок черной бумаги или черной материи;
цветные карандаши.
Основное свойство хлорофилла – его способность поглощать световую
энергию, причем свет поглощается хлорофиллом избирательно. В этом можно
убедиться, пропуская белый свет через раствор хлорофилла, а затем разлагать
его при помощи призмы. Отдельные участки спектра окажутся поглощенными,
и на их месте будут видны темные полосы. Полученный спектр называется
спектром поглощения.
Сопоставляя спектры поглощения растворов разной концентрации (или
одного и того же раствора, но при разной толщине слоя), можно установить
степень поглощения отдельных лучей: чем слабее поглощается данный участок
спектра, тем концентрированнее нужно взять раствор, чтобы добиться исчезновение этого участка в спектре поглощения. Наиболее сильно поглощаемые лучи
можно определить по полосам в спектре поглощения очень разбавленного раствора, тогда как наименее поглощаемые лучи проходят даже через довольно
концентрированный раствор.
Хлорофилл обладает и другим оптическим свойством – флюоресценцией,
возникающей при поглощении света. Это явление объясняется переходом молекул хлорофилла из возбужденного в нормальное состояние. Флюоресценция
– признак фотохимической активности хлорофилла.
Ход работы
I. Спектры поглощения пигментов. Направить спектроскоп на источник
света. Отрегулировать ширину щели на конце трубы спектроскопа так, чтобы
спектр получился четкий и достаточно яркий (при слишком широкой щели
спектр получается размытый, нечистый, при очень узкой щели освещенность
спектра недостаточна).
Налить исследуемый раствор в пробирку и закрепить ее в лапке штатива
перед щелью спектроскопа. Изучить спектры поглощения растворов хлорофил17
ла разной концентрации, разбавляя вытяжку из зеленого листа в отношениях
1:1, 1:3, 1:5, 1:15. Для сравнения рассмотреть спектр бензиновой вытяжки из
корнеплода моркови, содержащей каротин, и спиртовой раствор ксантофилла,
полученный при разделении пигментов по Краусу.
Зарисовать спектры по форме, приведенной в таблице, причем поглощенные участки закрасить черным, а видимые участки – цветными карандашами.
Растворы
Хлорофилла:
1:15
1:5
1:3
1:1
Не разведенный раствор:
каротина
ксантофилла
ф
с
г
з
ж
о
к
II. Флюоресценция хлорофилла. Рассмотреть вытяжку пигментов в отраженном свете, для чего поместить пробирку на черном фоне у окна или электролампы и рассмотреть со стороны, откуда падает свет. Отметить окраску раствора и записать вывод о способности хлорофилла к флюоресценции.
Работа 16. Определение фотосенсибилизирующего действия хлорофилла
Обеспечивающие средства: спиртовая вытяжка хлорофилла, этиловый
спирт, аскорбиновая кислота, метиловый красный, электролампа.
Ход работы. Опыт проводят следующим образом. В три пробирки вносят
по 5 мл спиртовой вытяжки хлорофилла, в четвертую – 5 мл этилового спирта.
В первую, вторую и четвертую пробирки добавляют по 50 мг кристаллической
аскорбиновой кислоты и хорошо встряхивают. Затем во все пробирки вносят по
каплям раствор метилового красного. Раствор метилового красного вносят каплями до тех пор, пока зеленая окраска в пробирках исчезнет, и содержимое
пробирок окрасится в коричнево-красный цвет. Первую пробирку помещают
темное место, а все остальные освещают электролампой (200–300 Вт), расположенной на расстоянии 15 см от пробирок. Через 20–25 минут наблюдают результаты опыта. Содержимое второй пробирки вновь приобретает зеленую окраску, а в остальных пробирках раствор остается коричнево-красным.
Объяснение. Хлорофилл во второй пробирке под действием света осуществляет фотосенсибилизированный перенос водорода от аскорбиновой кислоты
к метиловому красному. При этом метиловый красный необратимо восстанавливается в бесцветную форму. По этому раствор во второй пробирке вновь
приобретает зеленую окраску – окраску хлорофилла.
Первая пробирка находилась в темном месте, т. е. в отсутствие света; в третьей пробирке нет аскорбиновой кислоты (донора водорода); в четвертой пробирке
нет хлорофилла (фотосенсибилизатора). Поэтому окраска растворов этих пробирок остается красноватой, т. е. метиловый красный не восстанавливался.
18
Работа 17. Определение интенсивности по количеству
выделенного диоксида углерода (по Бойсен – Иенсену)
Обеспечивающие средства: проросшие и не проросшие семена, почки,
листья, стебли, цветки и другой растительный материал; 0,025 н. раствор
Ва(ОН) в бутыли, соединенной с бюреткой; 0,025 н. НСl в бюретке с приспособлением для титрования; фенолфталеин в капельнице; технические весы с
разновесом; одинаковые конические колбы на 250–300 мл с резиновыми пробками, в которые вставлены металлические крючки (3 шт.); куски марли
10×10 см (2 шт.); стакан с водой.
Для определения интенсивности дыхания по количеству выделенного диоксида углерода в замкнутый сосуд помещают навеску исследуемого материала
и определенное количество раствора щелочи. Выделяемый в процессе дыхания
диоксид углерода реагирует со щелочью, в результате чего концентрация раствора уменьшается:
Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 + Н2О
Через определенное время оставшуюся в сосуде щелочь титруют:
Ba(OH)2 + 2НСl = BaCl2 + 2H2O
Сравнивают полученную величину с результатом титрования такого же
количества исходного раствора щелочи. Последнее необходимо для определения исходной концентрации щелочи и одновременно для учета того небольшого количества СО2, которое содержалось в сосуде до опыта, а также поглощаемого щелочью во время открывания сосуда. Разность между результатами титрования содержимого контрольного и опытного сосудов прямо пропорциональна количеству выделенного при дыхании СО2.
Продолжительность экспозиции зависит от размера навески и от интенсивности дыхания исследуемого объекта. При очень короткой экспозиции разность
между результатами титрования контрольной и опытной колб будет недостоверной. Наоборот, если в колбе останется слишком мало барита, то может произойти неполное поглощение СО2. Желательно поэтому подобрать такую экспозицию, чтобы на связывание СО2 было израсходовано 20–50 % щелочи (если, например, на титровании барита в контрольной колбе прошло 10 мл НСl, то на
титрование раствора в опытной колбе должно пойти не более 8 и не менее 5 мл).
Ход работы. Поместить навеску исследуемого материала (5–10 г) в марлевый мешочек и прикрепить его к пробирке при помощи крючка, вставленного в
пробирку.
Провести пробную сборку установки, проверив, свободно ли проходит
мешочек с материалом через горло колбы и не опускается ли он слишком низко. Внести в колбу 2–3 капли фенолфталеина и на лить 10 мл раствора Ва(ОН)2.
Быстро опустить в колбу материал, слегка смочить пробку водой (для герме19
тичности) и плотно (вращательным движением) закрыть колбу пробкой. Записать время начала экспозиции.
Задача работы – сравнение интенсивности дыхания разных объектов. Для
этого нужно взять две колбы и поместить в них разные части одного и того же
растения, например листья и стебли, или проросшие и не проросшие семена и т. п.
В контрольную (пустую) колбу также налить 10 мл барита и 2–3 капли фенолфталеина и плотно закрыть пробкой. Колбы с объектами, содержащими
хлорофилл, необходимо на все время опыта поместить в темноту для исключения процесса фотосинтеза.
Время от времени колбы следует осторожно покачивать, чтобы разрушить
пленку ВаСО3, препятствующую полноте поглощения СО2, не допуская попадания ни одной капли раствора на мешочек с материалом.
Через 1–2 ч вынуть материал, быстро закрыть колбу пробкой и отметить
время окончания опыта. Оттитровать оставшуюся щелочь НСl до исчезновения
розового оттенка. Чтобы избежать уменьшения концентрации раствора барита
из-за поглощения СО2 воздуха, следует провести титрование, закрыв колбу резиновой пробкой с двумя отверстиями, одно из которых закрыто трубкой с натронной известью, другое – плотно вставленным концом бюретки. Контрольную колбу можно титровать через 20 мин после того, как налит раствор барита
(за это время колбу необходимо периодически взбалтывать).
Результат записать в таблицу.
Время
Расходы НСl, мл
ИнтенсивНаОбъем
Поправка
ность дыОбъвеска, Ва(ОН)2,
к титру
экспозихания,
ект
начало конец
контроль опыт
г
мл
НСl
ция, ч
мг/г·ч
Интенсивность дыхания вычисляют по формуле
Iд = (a – b) · K · 0,55/pt,
где а – результат титрования содержимого контрольной колбы; b – результат
титрования содержимого опытной колбы; K – поправка к титру НСl; 0,55 – количество мг СО2, эквивалентное 1 мл 0,025 н. НCl; p – навеска, г; t – экспозиция, ч.
Сделать вывод, сопоставить интенсивность дыхания разных объектов.
Работа 18. Определение активности дегидраз в семенах
Обеспечивающие средства: набухшие семена гороха или фасоли, метиленовая синь, растительное масло, конические колбы, пробирки, водяная баня.
Ход работы. Набухшие семена гороха освобождают от кожуры и помещают в две колбы (А и Б) по 10 семян в каждую. В колбу «А» добавляют 20 мл
воды и кипятят 5–10 минут. Затем сливают воду из колбы «А» и добавляют в
обе колбы по 15 мл раствора метиленовой синей (концентрация – 50 мг на литр
20
воды). Семена выдерживают в этом растворе 10–15 минут. По истечению времени раствор из колбы сливают и промывают семена водой. После промывки
семена остаются окрашенными в синий цвет. Окрашенные семена переносят в
пробирки и вновь заливают их водой. Для создания анаэробных условий, в пробирки вносят несколько капель подсолнечного масла. Слой масла на поверхности воды препятствует доступу кислорода воздуха к семенам. Подготовленные
таким образом пробирки помещают в стакан с водой, температуру которой
поддерживают в пределах 35–40 ºС. Наблюдая за пробирками, отмечают, что
семена из колбы «Б» постепенно теряют синюю окраску, а семена из колбы «А»
остаются окрашенными. Когда бо=льшая часть семян из колбы «Б» обесцветится, выливают воду из пробирок и вытряхивают семена в сухие стаканы. Через
некоторое время семена из колбы «Б» вновь приобретают синюю окраску, а семена из колбы «А» остаются без изменений.
Объяснение к работе. В клетках набухших семян первичные дегидрогеназы с участием коферментов (например, НАД) отнимают водород от окисляемого субстрата и передают флавиновым дегидрогеназам, например, дегидрогеназам, содержащим кофермент ФАД. При этом ФАД переходит в ФАД · Н2 форму. В пробирках в отсутствие О2 воздуха в клетках семян ФАД · Н2 передает
водород метиленовой сини. Метиленовая синь в окисленной форме имеет синюю окраску, а в восстановленной – бесцветная. Метиленовая синь, принимая
водород от ФАД · Н2, восстанавливается и теряет синюю окраску, что, в целом,
видно на семенах из колбы «Б». Когда обесцвеченные семена переносят в сухие
стаканы, водород от метиловой сини передается О2 воздуха, метиленовая синь
вновь окисляется, приобретая синюю окраску.
Семена из колбы «А» остаются окрашенными потому, что их клетки были
убиты кипячением.
Работа 19. Обнаружение полифенолоксидазы
Разрезать на части яблоко, грушу или клубни картофеля; из одних половинок выжать сок в пробирки, а другие оставить на столе. Через некоторое время
содержимое пробирок и поверхность срезов приобретают темно-коричневую окраску. Результаты опыта объясняются действие фермента полифенолоксидазы.
Работа 20. Определение пероксидазы
Обеспечивающие средства: картофель, 1 %-й раствор гидрохинона,
0,1 %-й перекиси водорода, пробирки.
Ход работы. Очищенный клубень картофеля натирают на терке и из кашицы через марлю отжимают сок в колбу. В две пробирки (А и Б) вносят по
5 мл 1 %-го раствора гидрохинона (гидрохинон можно приобрести в магазине
фототоваров). В пробирку «А» добавляют 1 мл 0,1 %-го раствора Н2О2 и 1 мл
картофельного сока. В пробирку «Б» добавляют 1 мл 0,1 %-го Н2О2. Обе пробирки переносят в штатив и наблюдают за изменением окраски раствора в них.
Через некоторое время раствор в пробирке «А» приобретает темную окраску.
Изменение окраски раствора в пробирке «А» объясняется действием фермента
пероксидазы. Пероксидаза образует комплексное соединение с Н2О2, в итоге
21
перекись активизируется и отнимает водород гидрохинона с образованием хинона, что придает темную окраску раствору.
Работа 21. Определение активности каталазы
Обеспечивающие средства: Проросшие семена, элодея, 3 %-го раствора
Н2О2, предметные стекла, микроскоп.
Ход работы. Роль каталазы в растениях разнообразна. Она не только обезвреживает Н2О2, но и снабжает кислородом клетки многослойной паренхимы
органов растений, если доступ О2 воздуха к этим клеткам затруднен.
1) В пробирку с проросшими семенами добавляют 5 мл 3 %-го раствора
Н2О2. Через некоторое время наблюдают выделение пузырьков газа. Аналогичный опыт ставят с семенами, предварительно убитыми кипячением. В этом
случае пузырьки газа не выделяются.
2) На предметное стекло помещают лист элодей, наносят на лист 3–4 капли
3 %-го раствора Н2О2 и наблюдают препарат под микроскопом. Аналогично
опыт проводят с листом предварительно убитым кипячением.
В живых клетках семян или листа элодеи наблюдают интенсивное выделение пузырьков газа. Это объясняется тем, что каталаза живых клеток разлагает
искусственно внесенную перекись водорода с выделением пузырьков газа (молекулярного кислорода) [2, 4, 5, 6, 7, 8, 14, 17, 18].
Контрольные вопросы
1. В чем физиологический смысл преимущественного образования крахмала (а не
других органических веществ) в зеленом листе на свету?
2. Почему углекислый газ, которого так мало в атмосфере (0,03 %), интенсивно поступает в лист?
3. Какие исследования позволили бы определить принадлежность растений к С3 или
С4 типу фотосинтеза?
4. Чем отличается спектральный состав света, который падает на листья от прошедшего через них?
5. Почему «кислотные» осадки вызывают побурение листьев?
6. Как проявляется отрицательное действие загрязнения воздуха на фотосинтез растений?
7. Какую роль играет кислород в процессах дыхания?
8. Почему высшие растения не могут длительное время находиться в среде бедной
кислородом, хотя и не погибают сразу после попадания в анаэробные условия?
9. Дыхательный коэффициент равен 0,7. Какие запасные вещества (углеводы, органические кислоты, белки, жиры) использовались при дыхании?
10. Почему после первых морозов становятся более сладкими и вкусными ягоды рябины, калины и некоторых других растений?
22
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 3
6 часов
Тема: Водный режим и водный баланс растений.
Цель работы: изучение водообмена зимующего побега; определение и
сравнительная характеристика интенсивности транспирации разных видов растений.
Задачи работы
1. Сравнить интенсивность транспирации разных видов растений.
2. Определить водообмен зимующего побега древесных растений.
3. Сравнить количество и размер устьиц у растений разных экологических групп.
Задание: определить интенсивность транспирации листьев разных растений.
Требование к отчету: результаты лабораторных работ должны быть
оформлены по следующему плану: 1) название темы; 2) название работы; 3)
оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на основании полученных
результатов.
Работа 22. Определение интенсивности транспирации листьев
Обеспечивающие средства: торзионные весы, секундомер, ножницы,
люксметр, миллиметровая бумага, пробочные сверла, стаканы, предметные и
покровные стекла, линейка.
Растительный материал. Листья светолюбивых растений (подорожник
большой, одуванчик лекарственный, мать-и-мачеха, берега, осина, культурные
растения). Листья тенелюбивых растений (кислица, вороний глаз, майник двулистный, папоротник лесной, пихта, ель).
Ход работы
1. Установить торзионные весы строго горизонтально по уровню при помощи двух винтов в подставке весов и проверить нулевую точку их шкалы.
2. Срезать листья или хвою (на укороченном междоузлии) и быстро взвесить. Вес листа – М1 (мг).
3. Через 10–15 мин повторить взвешивание (М2, мг). Разность отсчетов М1–
М2 дает представление о количестве испаренной воды в процессе транспирации. Продолжительность транспирации t.
4. В дальнейшем при отсутствии возмещения испаренной воды лист начинает завядать, что приводит к снижению интенсивности транспирации. Однако,
продолжая дальнейшие взвешивания листа через каждые 15 мин (М4, М5, ...,
Мi), можно установить скорость потери водного запаса листьев. Т1...Тi – периоды времени в часах, в течение которых наблюдалась потеря водного запаса листа.
23
5. Определить листовую поверхность S с помощью «палетки», т. е. на миллиметровой бумаге обрисовать лист и подсчитать площадь, которую он занимает (S, дм2) с точностью до 0,01 дм2 (поверхность хвои сосны определить исходя
из коэффициента 0,33 дм2/г).
6. Рассчитать интенсивность транспирации (ИТ, мг воды/дм2 · ч):
W1 − W2
= ИТ.
S ⋅t
7. Определите абсолютно сухой вес листьев или хвои. Для этого растительный материал положить в пакет, сделанный из кальки, и поместить в сушильный шкаф при t = 95 ºС на 6 часов, после чего вновь взвесить. Вес абсолютно сухого листа – М0.
8. Определить влажность исследуемого материала Е:
Е1 =
М1 − М 0
100 %;
М1
Е2 =
М2 − М0
100 %;
М2
Е3; Е4; …; Е.
9. Рассчитать интенсивность транспирации листа на абсолютно сухой вес
(I, мг воды/г · ч):
I1 =
M1 − M 2
;
M 0t
I2 =
M2 − M3
.
M 0t
10. Рассчитать скорость потери водного запаса (v, мг воды/г · ч):
V1 =
M3 − M4
M − Mi
; … Vi = i −1
.
M 0T
M 0T
11. Построить графики: 1) зависимость интенсивности транспирации и
скорости потери воды от времени (отложив по оси абсцисс временные интервалы, а по оси ординат – интенсивность транспирации или скорость потери водного запаса); 2) зависимость интенсивности транспирации и потери водного запаса от влажности материала (откладывая по оси абсцисс показатели влажности
растительного материала, а по оси ординат – интенсивность транспирации).
12. Сравнить ход транспирации для листьев разных видов растений и объяснить наблюдаемые различия.
Результаты измерений и расчетов занести в таблицу.
Изменение интенсивности транспирации и скорости потери запаса воды
Потери запаса
Вес ли- Интервалы Разность
ИТ,
ИТ, мг
Влажность,
воды v, мг
стьев, М, времени,
отсчетов,
мг/дм2·ч
г сух. веса·ч
Е, %
г сух. вес·ч
мг
Т, мин
Мi – 1 – Mt1
24
Работа 23. Водообмен зимующего побега
и определение водопроводимости древесины
Обеспечивающие средства: листья разных видов древесных растений,
торсионные весы, листы кальки и миллиметровой бумаги, секундомеры, сушильный шкаф.
Ход работы. Опыт проводится в два приема: а) постановка опыта; б) через
неделю наблюдение и учет результатов опыта.
При постановке опыта зимующих побегов одной из древесных пород в соответствии с вариантом опыта закрепляют в пробирке банки и помещают в
банке с определенным объемом воды, подкрашенной эозином (краситель, окрашивающий лигнифицированные клеточные оболочки в оранжево-красный
цвет); принимаются меры против испарения воды через пробирку, и вся установка взвешивается.
Через неделю производится вторичное взвешивание банки с побегами и измерение оставшейся в ней воды; определяется количество транспирированной побегом воды; количество воды в побегах, помещенных в разные варианты опыта.
Опыт с одной и той же древесной породой ставится совместно четырьмя
студентами (каждая такая группа ставит один из четырех вариантов опыта).
Варианты опыта:
а) прямое положение побега – побег помещен в раствор морфологически
нижним концом (контроль);
б) побег в перевернутом положении – побег помещается в раствор морфологически верхним концом. Для этого верхушку побега срезают под водой и
укрепляют побег в пробке в том месте, где его диаметр не меньше 5–6 мм, торцевой срез морфологически нижнего конца покрывают вазелином, чтобы предотвратить потерю воды с него. Опыт позволит выяснить, возможно ли движение воды от морфологически верхнего конца к морфологически нижнему, одинакова ли скорость движения воды (по сравнению с контрольным вариантом),
изменяются ли иные стороны водообмена побега;
в) снять с побега кольцо коры, заранее соразмерив место кольцевания так,
чтобы оно находилось под пробкой банки, но выше уровня раствора на 1–2 см.
Для этого на побеге сделать два параллельных круговых надреза коры на расстоянии 1 см один от другого, затем снять кору между надрезами. Выяснить,
возможно ли передвижение воды по древесине (путь по коре прерван) без заметного ущерба для водообмена;
г) на побеге лиственной породы частично снять перидерму в верхней трети
побега (соскоблить ножом пробковый слой коры на 8–10 см по длине на 1/3 окружности побега) для выяснения влияния повреждения на водообмен побега.
Последовательность проведения работы.
А. Постановка опыта.
1. Налить в банку мерным цилиндром 200 мл подкрашенной эозином воды V1.
2. Закрепить побег в пробке банки, используя вату.
3. Обновить срез побега под водой в кристаллизаторе, стараясь не намочить при этом транспирирующую часть побега. Резать наискось секатором, от25
ступая на 3–5 см от конца побега; срезав, подержать конец побега в воде. У
хвойных конец побега, помещаемый в банку очистить от хвои.
4. Возможно плотнее закрепить побег в банке, покрыть вату и пробку тонким слоем расплавленного парафина, не прижигая при этом побег горячим парафином. Конец побега, помещенный в раствор, должен быть погружен в него
на 2–3 см.
5. Отметить уровень жидкости в банке по нижнему мениску, прикрепив
этикетку на этот уровень с указанием фамилии и группы.
6. Взвесить банку с побегом в точностью до 0,1 г (М1).
7. Для учета испарения воды через пробку поставить две контрольные банки с тем же объемом раствора (V1 = 200 мл) без побега, плотно закрыв отверстие в пробке ватой, промазать ее парафином; отметить уровень воды в банке и
взвесить ее (m1).
8. Банку с побегом оставить на 7 суток (n) в условиях лаборатории, одинаковых для всех вариантов.
Б. Учет результатов опыта.
9. Осмотреть банку с побегом замеченные особенности (понижение уровня
раствора в банке, состояние хвои, окраску участка с удаленной корой и перидермой, ослизнение поверхности среза побега).
10. Взвесить контрольную банку m2, определить среднюю потерю воды через пробку:
m = m1 – m2.
11. Взвесить банку с побегом М2 и определить количество воды, транспирированное побегом М, введя поправку на потерю воды через пробку:
М = (М1 – М2) – m.
12. Вынуть побег вместе с пробкой из банки и мерным цилиндром измерить количество оставшейся в банке воды V2; определить количество поглощенной побегом воды за время опыта V:
V = V1 – V2.
13. Определить транспирирующую поверхность побега S, (дм2). Для этого
побеги лиственных пород глазомерно разбить на 3–4 участка, возможно более
равномерных по диаметру (отметить их границы зарубками), измерить высоту
каждого участка линейкой h и длину l окружности в середине участка полоской
миллиметровой бумаги. Принимая каждый участок за цилиндр, определить его
боковую поверхность (произведение длины окружности на высоту). Суммируя
полученные данные, определить общую транспирирующую поверхность побега:
S = h · l.
26
С побегов сосны снять хвою и вычислить ее транспирирующую поверхность, считая, что 1 г сырого веса хвои сосны имеет поверхность 0,33 дм2.
14. На основании полученных данных рассчитать:
а) интенсивность транспирации – количество воды, транспирированное
единицей транспирирующей поверхности побега в единицу времени:
l=
M
.
S ⋅n
б) отношение транспирированной воды (М) к поглощенной (V): иногда это
отношение называют коэффициентом жизнеспособности. Выяснить, в каком
случае это соотношение равно единице, меньше единицы, больше единицы.
15. Вынуть побег из пробки, обрезать его снизу на 2–3 см и рассмотреть
распределение краски на торцевом срезе побега.
16. Для расчета водопроводимости древесины W определить площадь поперечного сечения древесины. На срезе стебля, сделанном выше уровня раствора в банке на 0,5–1,0 см, пользуясь лупой, измерить радиус древесины и сердцевины R (от центра стебля до луба) и радиус сердцевины r. Площадь поперечного сечения древесины (S1, см2) вычислить по формуле
S1 = ¶(R2 – r2).
17. Рассчитать водопроводимость древесины:
W = V · 100/S · n.
18. Разрезать вдоль осевой побег и определить поднятие окрашенного раствора и процентах от общей его длины. Результаты опыта записать в таблице.
Объяснить результаты опыта.
Изменение показателей водообмена для разных видов растений
Вид Вариан- Водопроводи- Интенсивность Отношение транс- Высота подъема расмость побега, транспирации, пирированной во- твора в процентах от
растеты
мл/см2·сут г воды / дм2·ч ды к поглощенной общей длины побега
ния
опыта
Материалы и оборудование: 3–4-летние побеги сосны, липы, клена, дуба
длиной 50–70 см; банки на 500 мл с пробкой, в которой просверлено отверстие;
вата, скальпели, секаторы, кристаллизатор с водой; расплавленный парафин;
0,5 %-й водный раствор эозина; мерные цилиндры на 250 мл; весы с разновесами; вазелин; лейкопластырь; линейки полоски миллиметровой бумаги; лупы;
спиртовки; кюветы для сбора снятого с пробки парафина.
27
Работа 24. Анатомические особенности листьев
свето- и тенелюбивых растений
Обеспечивающие средства: Микроскоп, окуляр-микрометр, предметные
покровные стекла, стеклянные трубочки, ножницы, пинцет, препаровальные
иглы, стакан с водой, бритва. Листья светолюбивых и тенелюбивых растений.
Ход работы. Отбирают с 10–15 экземпляров каждого вида по 10 листьев
среднего яруса. Помещают между листами влажной бумаги или в чашки Петри.
В лаборатории получают поперечные срезы листовых пластинок, снимают кусочки эпидермиса. Готовят препараты. При помощи микроскопа и окулярмикрометра определяют толщину листовых пластинок, размеры устьиц и их
число [2, 5, 14, 16, 18].
Контрольные вопросы
1. У какого растения интенсивность транспирации выше: у отдельно растущего или в
густом посеве? Обоснуйте.
2. Изменится ли интенсивность «плача» растений, если: 1) почву полить теплой водой; 2) почву полить питательным раствором (например, Кнопа)?
3. Как объяснить «плач» березы при поранении ствола ранней весной и отсутствие
этого явления летом?
4. Как объяснить завядание листьев в жаркий день при достаточном количестве воды
в почве и прекращении водного дефицита ночью?
5. Что опаснее для растений: дневной или ночной водный дефицит?
6. В чем наиболее частая причина гибели пересаживаемых сеянцев деревьев?
7. Как проявляется ксероморфизм листьев и какими факторами он обусловлен?
8. Две повядшие ветки сирени поставлены в сосуд с водой. У одной из них сделали
срез стебля под водой. Какая клетка быстрее восстановит тургор? Объяснить.
9. Вода в растениях поднимается на десятки метров. За счет чего достигается прочность водяных нитей?
10. Можно ли доказать наличие водяных нитей в стволах деревьев?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 4
6 часов
Тема: Минеральное питание растений.
Цель работы: оценить влияние различных элементов минерального питания на рост растений.
Задачи работы
1. Определение минеральных элементов в золе различных растений.
2. Обнаружение нитратов в растениях.
3. Изучение влияния элементов минерального питания на рост
Задание: сравнить скорость роста растений на полной и неполной питательной среде; определить микрохимический состав золы различных растений.
28
Требование к отчету: результаты лабораторных работ должны быть
оформлены по следующему плану: 1) название темы; 2) название работы; 3)
оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на основании полученных
результатов. Кристаллы различных элементов зарисовать.
Работа 25. Микрохимический анализ золы
Обеспечивающие средства: зола растений, 10 %-й HСl, 1 %-й молибденовокислый аммоний в 1 %-й азотной кислоте, 1 %-й раствор серной кислоты,
10 %-й раствор аммиака, 1 %-й раствор фосфорнокислого натрия, 1 %-й раствор уксуснокислого свинца, 1 %-й раствор желтой кровяной соли.
Ход работы. В пробирку (одну десятую ее объема) вносят золу растений и
приливают примерно до половины пробирки раствор 10 %-й HСl. Смесь перемешивают стеклянной палочкой в течение минуты и отфильтровывают в чистую пробирку. Фильтр используют для определения фосфора, кальция, магния,
серы и железа. При подготовке к микрохимическому анализу следует особое
внимание обратить на чистоту химической посуды, предметных стекол и другого оборудования. Одним и тем же предметным стеклом или пипеткой нельзя
пользоваться при определении различных элементов.
Обнаружение фосфора. На предметное стекло наносят каплю фильтрата и
рядом с ней на расстоянии 1 см такое же количество 1 %-го раствора молибденовокислотного аммония в 1 %-го азотной кислоте. При помощи стеклянной
палочки соединяют два раствора и рассматривают под микроскопом краевою
зону соединительных капель. В поле зрения виды зеленовато-желтые кристаллы фосфорномолибденовокислого аммония.
Обнаружение кальция. Ход работы аналогичен обнаружению фосфора.
Реактивом на кальций служит 1 %-й раствор серной кислоты. В результате реакции выпадают игольчатые кристаллы гипса. Их рассматривают под микроскопом.
Обнаружение магния. На предметное стекло наносят каплю фильтрата и
смешивают ее с каплей 10 %-й раствора аммиака, т.е. фильтрат нейтрализуют
аммиаком. Затем нейтрализованный фильтрат соединяют с каплей 1 %-й раствора фосфорнокислого натрия. В процессе реакции выпадают кристаллы фосфорно-аммиачно-магнезиевной соли в виде квадратов, прямоугольников,
крыльев. В работе пользуются микроскопом.
Обнаружение серы. Ход работы аналогичен определению фосфора. Реактивом на серу служит 1 %-й раствор уксуснокислого свинца. В процессе реакции выпадают кристаллы сернокислого свинца в виде игл, ромбов и звезд. Для
обнаружения кристаллов пользуются микроскопом.
Обнаружение железа. Каплю фильтрата смешивают на предметном стекле с каплей 1 %-го раствора желтой кровяной соли. Выпадает осадок синего
цвета (берлинская лазурь).
Работа 26. Определение нитратов в органах растений
Обеспечивающие средства: листья, стебли, черешки, корни различных
растений, раствор дифениламина в серной кислоте.
29
Известно, что в аминокислотах азот находится в восстановленной форме.
Поглощенные корневой системой нитраты восстанавливаются организмом растения до NH3 и используются для синтеза аминокислот. Восстановление нитратов идет как в корнях, так и в листьях. Если в почве нитратов содержится и
корневая система поглощает их в большом количестве, то можно определить их
в различных органах растений.
Ход работы. Готовят два сосуда: один с почвой, другой с промытым чистым песком. В первый сосуд вносят Са(NO3)2 из расчета 2 г на 1 кг почвы. Субстрат увлажняют и высевают в оба сосуда семена злаковых. Через две недели
после появления всходов проводят пробу на нитраты следующим образом.
Для определения нитратного азота используют листья, стебли, черешки,
корни различных растений. При помощи пестика повреждают исследуемый материал, после чего наносят на поврежденные участки 1–2 капли раствора дифениламина в серной кислоте. О наличии нитратного азота судят по посинению
поврежденных участков листьев и корней.
Работа 27. Влияние минеральных элементов на рост плесневого гриба
Обеспечивающие средства: чистая культура гриба Aspergillus niger, сахар
тростниковый, NH4 NO3, MgSO4, NaH2PO4, KH2PO4, NaCl, KHSO4, FeSO4,
ZnSO4, лимонная кислота, мензурки, воронки, спиртовки, фильтры, вата.
Ход работы. Берется полная питательная смесь для культуры гриба
Aspergillus niger следующего состава: в 1 л раствора
Сахароза (C12H22O11).......................................50 г
Азотнокислый аммоний (NH4NO3)................3
Фосфорнокислый калий (KH2PO4).................1
Cернокислый магний (MgSO4 · 7H2O)...........1
Cернокислое железо (FeSO4 · 7H2O)..............следы
Кроме полного раствора берется несколько растворов с исключением того
или иного элемента.
Без фосфора
C12H22O11....................................50 г
NH4NO3......................................3
KH2PO4.......................................1
MgSO4 · 7H2O............................1
FeSO4 · 7H2O..............................следы
Без калия
C12H22O11....................................50 г
NH4NO3......................................3
NaH2PO4.....................................1
MgSO4 · 7H2O............................1
FeSO4 · 7H2O..............................следы
Без азота
C12H22O11....................................50 г
NaCl............................................2
30
KH2PO4.......................................1
MgSO4 · 7H2O............................1
FeSO4 · 7H2O..............................следы
Один сахар
Вода...........................................1000 мл
C12H22O11....................................50 г
Полная питательная смесь и как стимулятор роста микроэлемент:
C12H22O11....................................50 г
NH4NO3......................................3
KH2PO4.......................................1
MgSO4 · 7H2O............................1
FeSO4 · 7H2O..............................следы
ZnSO4..........................................0,01 г (или же 5 капель 1 %-го раствора на
1 л питательной смеси).
Приготовленные растворы разливаются в конические колбы одинаковой
емкости так, чтобы слой жидкости был 3–4 см.
Горлышки закрываются ватными пробками. Пробки не должны быть
слишком плотными, т. к. гриб очень чувствителен к недостатку аэрации. На
горла колб одеваются ярлычки из простой бумаги с указанием состава раствора.
Надписи делаются простым карандашом. Затем колбы с растворами стерилизуют. Вместо стерилизации к ним можно прибавить лимонную кислоту (из расчета 10 г на л).
Через 7–8 дней опыт ликвидируется, т. к. к этому времени гриб уже вполне
разовьется. При ликвидации прежде всего отмечается состояние культуры:
1) характер мицелия – сплошная пленка или островками, плотная или студенистая, складчатая или гладкая и т. п.;
2) спороношение – обильное или слабое, зрелые или незрелые спорангии и
т.п. [2, 5, 7, 12, 14, 18].
Контрольные вопросы
1. Какие элементы являются необходимыми (эссенциальными) для растений?
2. Почему завышение доз микроудобрений (медных, цинковых, молибденовых, кобальтовых) опасно для здоровья человека и окружающей среды?
3. С какой целью гранулируют минеральные удобрения: мочевину, суперфосфат, аммофос и другие?
4. Назовите критический и максимальный периоды в минеральном питании растений?
5. Как объяснить хлороз яблони при сильном известковании или на карбонатных почвах с высоким рН?
6. Можно ли по содержанию минеральных элементов в растительных тканях судить
об обеспеченности ими растений?
7. Из стареющих листьев растений оттекает более половины азота, фосфора и калия, а
содержание кальция меняется мало. Почему это происходит?
8. Что происходит с нитратами в растениях?
9. Какую роль играет ризосфера в минеральном питании древесных растений?
10. Какова роль клубеньковых бактерий в азотном питании бобовых растений?
31
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 5
6 часов
Тема: Рост и развитие растений.
Цель работы: познакомить с процессами, происходящими в семенах при
их прорастании; оценка влияния стимуляторов и ингибиторов на прорастание и
рост проростков.
Задачи работы
1. Определение активности амилаз в семенах в состоянии покоя и при их
прорастании.
2. Влияние гетероауксина и гиббереллина на рост корней различных растений.
Задания
1. Сравнить активность ферментов с прорастающих и покоящихся семенах.
2. Определить влияние фитогормонов на ростовые процессы растений.
Требование к отчету: результаты лабораторных работ должны быть
оформлены по следующему плану: 1) название темы; 2) название работы; 3)
оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на основании полученных
результатов.
Работа 28. Обнаружение амилазы в прорастающих семенах
Обеспечивающие средства: проросшие и сухие семена ячменя, пшеницы,
крахмальный агар, слабый раствор KI.
Ход работы. Несколько непроросших зерновок разрезать пополам, слегка
смочить водой и разложить на одной стороне пластинки из крахмального агара
в чашке Петри поверхностью разреза вниз, не вдавливая семена в пластинку. На
другую половинку агаровой пластинки поместить половинки проросших семян
того же растения (желательно оставить на некоторых проросших семенах корешки и приложить их к поверхности крахмального агара). Закрыть чашку
крышкой, чтобы крахмальный агар не подсыхал. Через час осторожно снять
семена и облить всю пластинку слабым раствором йода в KI.
Работа 29. Влияние гетероауксина на рост корней
Обеспечивающие средства: семена ячменя, пшеницы, гороха, 0,01 %-й
раствор гетероауксина, колба, чашки Петри (5 шт.), пипетки градуированные на
10 и 1 мл, бумага, линейка.
Ход работы. Взять 5 чашек Петри, налить в них растворы гетероауксина
разной концентрации:
1 чашка – 10 мл 0,01 %-го раствора гетероауксина,
2 чашка – 1 мл 0,01 %-го раствора гетероауксина и 9 мл воды,
3 чашка – 1 мл 0,01 %-го раствора из 2 чашки и 9 мл воды,
32
4 чашка – 1 мл 0,01 %-го раствора из 3 чашки и 9 мл воды,
5 чашка – 10 мл воды.
Поместить в каждую чашку по 10 по возможности одинаковых семян, закрыть крышками и поставить в теплое, темное место. Через 5–7 дней измерить
длину проростков всех корешков, занести в таблицу. Сделать вывод о влиянии
концентрации гетероауксина на рост корней [2, 5, 7, 14, 18].
Номер
чашки
1
2
3
4
5
Концентрация
гетероауксина, %
0,01
0,001
0,0001
0,00001
0
Длина корешка
Средняя длина Общая длина
каждого проростка
корешка
всех корешков
Контрольные вопросы
1. Какое действие семена оказали на крахмальный агар?
2. Почему проросшие и непроросшие семена оказали неодинаковые действие?
3. Какие процессы происходят в семенах при их прорастании?
4. Что происходит при созревании семян?
5. Что такое фитогормоны?
6. Почему при обрезке деревьев и кустарников они становятся гуще, т. е. количество
боковых ветвей увеличивается?
7. Какие физиологические изменения происходят в листьях при их опадении?
8. Одни проростки гороха обработали ИУК, другие – гиббереллином. У каких проростков рост в высоту пойдет интенсивнее?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 6
4 часа
Тема: Устойчивость растений к неблагоприятным условиям среды.
Цель работы: оценить влияние различных элементов минерального питания на рост растений.
Задачи работы: определение зимостойкости древесных растений.
Требование к отчету: результаты лабораторных работ должны быть
оформлены по следующему плану: 1) название темы; 2) название работы; 3)
оборудование, реактивы; 4) ход работы; 5) выводы на основании полученных
результатов.
Работа 30. Определение зимостойкости древесных растений
по П. А. Генкелю и Е. З. Окниной
Обеспечивающие средства: почки древесных растений разной зимостойкости (осина, ясень зеленый); микроскопы; предметы и покровные стекла, пинцеты, препаровальные иглы, бритвы; раствор Люголя; спиртовой раствор
33
а-нафтола; концентрированная Н2SO4; раствор Судана – III или Шарлаха; 1М
раствор сахарозы; раствор роданистого калия (9,7 г в 100 мл дистиллированной
воды); глицерин.
Ход работы
1. Реакция на крахмал. Тонкие срезы почек древесных растений поместить в раствор Люголя на часовом стекле на 5 мин. Рассмотреть срез под микроскопом. При наличии крахмала появляется сине-фиолетовая или черная окраска. Если окраска интенсивно черная, раствор Люголя следует разбавить. Содержание крахмала оценивают в баллах по 4- или 5-бальной системе. Необходимо учитывать окраску не одной клетки, а среднюю окраску в нескольких полях зрение на 3–4 срезах.
2. Реакция на сахара. Тонкие срезы почек древесных растений окрашивают на предметном стекле раствором а-нафтола. Добавить 1–2 капли концентрированной серной кислоты. Сахара окрашиваются в цвета от розового до темномалинового. Оценить количество сахаров в баллах.
3. Реакция на жиры и липоиды. Тонкие срезы почек помещают на 5 мин в
раствор Судана III или Шарлаха, затем переносят на предметное стекло в раствор глицерина и рассматривают в микроскоп. Жиры окрашиваются в яркокрасный или оранжевый цвет. Провести оценку содержания жиров в баллах.
4. Характер плазмолиза клеток. О покое можно судить по форме плазмолиза в 1М растворе сахарозы. Срезы почек помещают на часовом стекле в каплю
сахарозы и оставляют на 5 мин, затем рассматривают под микроскопом. В вегетирующих клетках появляется вогнутый плазмолиз, а в покоящихся – выпуклый.
5. Время наступления колпачкового плазмолиза. Время наступления
колпачкового плазмолиза является показателем набухаемости протоплазмы и
глубины покоя клеток. Чем более зимостоек вид, тем глубже у него покой и тем
больше надо времени для появления колпачкового плазмолиза.
Тонкие срезы почек древесных растений помещают в каплю раствора роданистого калия. В начале под микроскопом виден выпуклый плазмолиз, затем
под влиянием проникающих в мезоплазму ионов роданита (CNS–) происходит
набухание вне мезоплазмы с образованием колпачков.
Обычно в покоящихся клетках колпачковый плазмолиз наступает через
10–15 мин и более, а в вегетирующих – через 1–3 мин.
После проведения всего цикла исследований записать данные в таблицу.
Порода
Содержание в баллах
крахмал
сахара
жиры
Характер
плазмолиза
Время наступления
пачкового плазмолиза
Оценить глубину покоя и морозоустойчивость видов и описать характер
изменений у разных по морозоустойчивости видов при переходе от глубокого
покоя к вынужденному покою.
Контрольные вопросы
1. Назовите первичные механизмы повреждения растений морозом.
34
2. Что более опасно для растений: зимние морозы или поздние весенние заморозки,
почему?
3. Чем опасен избыток влаги для растений?
4. Почему суккуленты плохо переносят обезвоживание?
5. Засуха и засоление в какой-то степени сходно влияют на поглощение воды растениями. Почему?
6. Чем объяснить накопление свободных аминокислот при засухе?
7. Чем отличается морозоустойчивость от холодоустойчивости?
8. Почему белая акация вымерзает в Санкт-Петербурге, но хорошо зимует в Саратове,
несмотря на то, что морозы в Саратовской области бывают сильнее, чем в Ленинградской?
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК
1. Веретенников, А. В. Физиологические основы устойчивости древесных растений к
временному избытку влаги в почве [Текст] / А. В. Веретенников. – М. : Наука, 1968.
2. Веретенников, А. В. Физиология растений [Текст] / А. В. Веретенников. – Воронеж,
2002.
3. Генкель, П. А. Физиологии растений [Текст] / П. А. Генкель. – М. : Просвещение, 1975.
4. Головко, Т. К. Дыхание растений: физиологические аспекты [Текст] / Т. К. Головко.
– СПб. : Наука, 1999.
5. Головко, Т. К. Физиология растений [Текст] : метод. указания / Т. К. Головко, Г. Н.
Табаленкова. – Сыктывкар, 2000.
6. Горышина, Т. К. Фотосинтетических аппарат растений и условия среды [Текст] /
Т. К. Горышина. – Л., 1989.
7. Гэлстон, А. Жизнь зеленого растения [Текст] / А. Гэлстон, П. Девис, Р. Сэттер. – М.
: Мир, 1983.
8. Лархер, В. Экология растений [Текст] / В. Лархер. – М. : Мир, 1978.
9. Лебедев, С. И. Физиология растений [Текст] / С. И. Лебедев. – М. : Агропромиздат,
1988.
10. Леви, А. Структура и функция клетки [Текст] / А. Леви, Ф. Сикевец. – М., 1971.
11. Ленинджер, А. Биохимия [Текст] / А. Ленинджер. – М., 1974.
12. Лир, Х. Физиология древесных растений [Текст] / Х. Лир, Г. Польстер, Г. И. Фидлер. – М., 1974.
13. Маркаров, А. М. Физиология растений в опытах [Текст] : учеб. пособие для студентов биол. специальностей / А. М. Маркаров, Т. К. Головко, Г. А. Воробейков, В. Н. Бредихин.
– Сыктывкар, 1999.
14. Полевой, В. В. Физиология растений [Текст] / В. В. Полевой. – М. : Высш. шк., 1989.
15. Робертис де, Е. Биология клетки [Текст] / Е. де Робертис, В. Новинский, Ф. Саэс. –
М., 1973.
16. Смит, Х. Лес и атмосфера [Текст] / Х. Смит. – М. : Прогресс, 1985.
17. Тарчевский, И. А. Основы фотосинтеза [Текст] / И. А. Тарчевский. – М., 1977.
18. Якушкина, Н. И. Физиология растений [Текст] / Н. И. Якушкина. – М. : Просвещение, 1993.
35
Учебное издание
Составители ГОЛОВКО Тамара Константиновна, ТАБАЛЕНКОВА Галина Николаевна
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
Сборник описаний лабораторных работ
для подготовки дипломированного специалиста по направлению
656200 «Лесное хозяйство и ландшафтное строительство»
специальности 250201 «Лесное хозяйство
___________________________________________________________________________________________
Сыктывкарский лесной институт – филиал ГОУ ВПО «Санкт-Петербургская
государственная лесотехническая академия имени С. М. Кирова» (СЛИ)
167982, г. Сыктывкар, ул. Ленина, 39
institut@sfi.komi.com, www.sli.komi.com
___________________________________________________________________________________________
Подписано в печать 05.05.07. Формат 60 × 90 1/16. Усл. печ. л. 2,2. Тираж 19. Заказ №
.
___________________________________________________________________________________________
Редакционно-издательский отдел СЛИ.
Отпечатано в типографии СЛИ
36