МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ

МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ
ФЕДЕРАЦИИ
ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ
ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ
ВЫСШЕГО ПРОФЕССИОНАЛЬНОГО ОБРАЗОВАНИЯ
«БРАТСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ»
Костромина О.А.
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ.
Учебное пособие.
Лабораторный практикум.
г. Братск 2011
УДК
Физиология растений: Методические указания к выполнению
лабораторных работ / О.А.Костромина. – Братск: БрГУ, 2011. – с.
Содержит сведения об основных физиологических функциях
растительного организма и их проявлении у различных растений, а
также указания к выполнению лабораторных работ по
дисциплине «Физиология растений».
Предназначены для бакалавров направления подготовки 250100
«Лесное дело»
Рецензент
Рымарева Е.Н. к.б.н.,
научный сотрудник
СИФИБР СО РАН
ВВЕДЕНИЕ.
Учебное пособие для студентов лесопромышленного
факультета составлены в соответствии с программой курса
«Физиология растений» и преследуют цель углубить и закрепить
знания студентов, познакомить их с современными приемами и
методами исследования жизнедеятельности растений, привить
навыки научных исследований и нацелить на необходимость знать
и понимать основные жизненные процессы растений.
Лабораторный практикум поможет студентам приобрести не
только навыки постановки физиологических исследований, но и
научить
их
правильно
обрабатывать
и
оформлять
экспериментальные данные. Для этого в работах даются формы
таблиц для внесения результатов опыта, где это требуется,
результаты отображаются графически. Для закрепления
теоретических знаний и практических навыков в конце каждой
темы предлагается ряд контрольных вопросов.
Методические указания к оформлению лабораторных
работ.
При подготовке к занятию в лабораторную тетрадь вносится
номер и название предстоящей работы. Студент знакомится с
теоретическим обоснованием и кратко записывает цель, материалы
и ход работы. Результаты каждой работы оформляются на
отдельных листах отчета, при необходимости заполняются
таблицы и графики, делаются необходимые расчеты. В конце
работы делаются выводы с объяснением причин и раскрытием
механизмов полученных закономерностей.
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №1
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ
Работа 1.1. Движение цитоплазмы
Цель работы: ознакомиться с методами обнаружения
движения цитоплазмы и измерения его скорости.
Материалы и оборудование: микроскоп, настольная лампа,
термостат на 35°С и 40°С, предметные и покровные стекла,
секундомер, пинцет, препаровальная игла, фильтровальная бумага,
этанол. Растения: элодея, валлиснерия, хара или нителла, цветки
традесканции с опушенными тычиночными нитями.
Теоретическое обоснование
Жизнь всегда сопряжена с движением. В каждой живой
клетке происходит перемещение содержимого, известное под
названием движение цитоплазмы. Согласно наиболее
популярной в настоящее время точки зрения, в основе механизма
движения цитоплазмы лежат фазовые переходы участков
цитоплазмы из золя в гель и наоборот. Такие переходы, вероятно,
происходят в результате полимеризации и распада микротрубочек
и микрофиламентов, формирующих опорно-двигательную систему
клетки.
Движение цитоплазмы — характерная особенность живой
растительной клетки, показатель активности процессов ее
жизнедеятельности. Наиболее удобны для наблюдения за
перемещением клеточных органелл крупные клетки с большими
вакуолями. Различают движение цитоплазмы спонтанное,
постоянное и индуцированное внешними факторами —
изменением
освещенности,
температуры,
химическими
веществами, механическими воздействиями и т.п. Движение
цитоплазмы — один из наиболее чувствительных показателей
жизнеспособности клетки. Многие даже незначительные
воздействия останавливают или, наоборот, ускоряют его.
Движение цитоплазмы обеспечивает внутриклеточный и
межклеточный транспорт веществ, перемещение органелл внутри
клетки. Оно выполняет, вероятно, и другие, пока еще неизвестные,
функции. В его осуществлении участвуют элементы цитоскелета
— микрофиламенты. Источником энергии этого движения служит
АТФ. Все типы движения цитоплазмы имеют общую
молекулярную основу, где большую роль играет АТФ как
источник энергии для движения. Между движением цитоплазмы и
внутриклеточными процессами обмена веществ существует
глубокая взаимосвязь, поскольку изменение интенсивности
метаболизма
всегда
сопровождается
соответствующими
изменениями в перемещении внутриклеточных структур. На этом
основываются методы диагностики физиологического состояния
клетки по изменению характера движения цитоплазмы.
Движение цитоплазмы может быть первичным и
вторичным. Первичное движение наблюдается в нормальных
живых клетках при постоянстве условий внешней среды.
Вторичное, или индуцированное, движение вызывается резким
изменением ряда факторов (температура - термокинез, освещение фотокинез, химические вещества - хемокикез и др.). Н.Камия
(1962) приводит следующие типы движения: колебательное наиболее простое плавное движение цитоплазмы в одном
направлении; струйчатое (циркуляционное) — цитоплазма
движется тонкими струйками по меняющимся направлениям;
ротационное - более упорядоченное движение цитоплазмы по
периферии клетки подобно приводному ремню (характерно для
элодеи); фонтанирующее - цитоплазма в толстом центральном
тяже движется к вершине иди к основанию клетки, а пристенный
слой цитоплазмы перемещается в обратном направлении
Опыт 1: Движение цитоплазмы у разных объектов.
Задачи работы:
 Сравнить типы движения: цитоплазмы в клетках молодых
(из точки роста побегов) и стареющих листьев элодеи;
 Описать выявленные типы движения;
 Под действием дополнительного освещения пронаблюдать
за изменением характера движения.
Ход работы
1. Элодея. Отрывают лист вблизи верхушки побега и кладут
его в каплю воды, взятой из сосуда с элодеей. Объект накрывают
покровным стеклом и рассматривают сначала при малом, затем
при большом увеличении. Лист элодеи состоит только из двух
слоев клеток, и каждый слой легко просматривается под
микроскопом. Обрывание листа вызывает в его клетках движение
цитоплазмы, которое легко наблюдать по перемещению всех
хлоропластов в одном направлении вдоль клеточной стенки. Такое
движение называется ротационным. В двух соседних клетках оно
может происходить в разных направлениях — по часовой стрелке
и против нее. Наиболее интенсивное движение можно увидеть в
длинных узких клетках средней жилки листа. У растений,
находившихся перед исследованием при слабом освещении или в
темноте, движения хлоропластов обычно не наблюдается.
Неподвижные хлоропласты располагаются под клеточными
стенками параллельно поверхности листовой пластинки. Но если
препарат выдержать несколько минут, не снимая со столика
микроскопа, при освещении, то движение появляется.
Хлоропласты начинают двигаться сначала медленно, затем
быстрее и занимают положение вдоль боковых клеточных стенок,
расположенных перпендикулярно поверхности
пластинки
(парастрофное).
Движение цитоплазмы в клетках элодеи можно обнаружить
также по перемещению более мелких, чем хлоропласты, органелл
— мелких бесцветных «зернышек», взвешенных в цитоплазме. Их
перемещение легче всего обнаружить в краевых клетках листовой
пластинки, они легче просматриваются. В этих клетках
значительно меньше хлоропластов или они отсутствуют.
2. Валлиснерия. Такое же движение цитоплазмы, как и в
клетках элодеи, можно наблюдать в клетках листа водного
растения валлиснерии. Для этого от листовой пластинки острой
бритвой отрезают небольшой кусочек, стараясь как можно меньше
травмировать лист, помещают его в каплю воды и рассматривают
под микроскопом. Делать срезы с листа не рекомендуется, так как
клетки при этом сильно травмируются и движение в них
останавливается.
3. Нителла или хара. У всех харовых водорослей,
характеризующихся крупными клетками до 30—40 мм длиной,
обычно наблюдается очень быстрое движение цитоплазмы, но
хлоропласты в этих клетках неподвижны. Для наблюдения лучше
всего брать кусочек водоросли с цельной мутовкой во избежание
повреждения отдельных клеток. У нителлы каждая веточка
мутовки образована одной клеткой. У хары каждая веточка
образована пучком клеток, и только конец веточки заканчивается
единичной клеткой, в которой наблюдается движение цитоплазмы.
К целлюлозной оболочке непосредственно примыкает плотный и
неподвижный слой цитоплазмы, называемый эктоплазмой. В этом
слое фиксированы хроматофоры, которые по величине и форме
очень похожи на хлоропласты высших растений. Они образуют
один слой плотно примыкающих друг к другу продольных или
слегка косо расположенных рядов. Между слоем эктоплазмы и
вакуолью находится внутренний жидкий слой цитоплазмы, так
называемая эндоплазма. Слой эндоплазмы постоянно находится в
движении, течет. Его интенсивное движение можно обнаружить по
перемещению отдельных оторвавшихся хроматофоров, а также
ядер и других органелл. Вдоль всей длины клетки проходит узкая
светлая полоса, расположенная с некоторым наклоном к
продольной оси клетки. Эта полоса, так называемая
индифферентная зона, представляет собой вырост оболочки внутрь
клетки. Внедрившаяся в цитоплазму оболочка раздвигает слой
хроматофоров, благодаря чему и возникает светлая полоска. С
одной стороны от индифферентной зоны эндоплазма течет в одну
сторону, а с другой — в противоположную.
Движение цитоплазмы у нителлы и хары можно наблюдать
при малом увеличении микроскопа и даже под лупой.
4. Волоски тычиночных нитей традесканции. Из цветка или
из еще не раскрывшегося бутона осторожно вынимают одну
тычинку, отделяют от нее пыльник, а нить с волосками кладут на
предметное стекло в каплю воды и осторожно накрывают
покровным стеклом, стараясь не раздавить волоски. Препарат
рассматривают сначала при малом, потом при большом
увеличении микроскопа с объективом х 40. Каждый волосок
представляет собой цепочку клеток. Внутри всякой живой
неповрежденной клетки происходит постоянное движение
цитоплазмы, которое обнаруживается по перемещению мелких
органелл в одном направлении. Особенно хорошо это движение
видно в тяжах цитоплазмы, пересекающих в разных направлениях
крупную вакуоль. Часто можно наблюдать, как меняется
расположение самого этого тяжа цитоплазмы. В поврежденных
клетках движения нет, и цитоплазма представлена в виде сгустков.
Задание 1:
Сделать схематические рисунки клеток по всем
рассмотренным объектам и стрелками указать направление
движения цитоплазмы. Отметить, наблюдалось ли движение сразу
после приготовления препарата или оно менялось под действием
освещения.
Дополнительные указания:
Для выполнения работы лучше использовать элодею из
аквариума; если элодея взята из водоема, ее следует выдержать в
природной воде 2-3 дня при комнатной температуре. В осеннезимнее время перед опытом элодею следует дополнительно
освещать для обеспечения достаточного уровня фотосинтеза. Под
покровным стеклом с листом элодеи не должно быть пузырьков
воздуха. Избегать сильного давления покровного стекла на
препарат.
Опыт 2. Определение скорости движения цитоплазмы.
На одном из препаратов, используемых в предыдущей работе,
определяют скорость движения цитоплазмы: у элодеи и
валлиснерии — по перемещению хлоропластов, у нителлы и хары
— по движению отдельных частиц, перемещение которых легко
наблюдать вместе с током цитоплазмы. Определение ведется до и
после воздействия повышением температуры, светом, раствором
этанола. Выявить влияние света или температуры можно,
выдерживая препарат на ярком свету или в термостате при
температуре 35 и 40°С в течение 5, 10 и 15 мин.
Ход работы
Для определения скорости движения цитоплазмы используют
секундомер и окулярную линейку, помещенную в окуляр
микроскопа. С помощью секундомера отсчитывают время, в
течение которого хлоропласт или другая движущаяся частица
проходит расстояние между двумя выбранными делениями
окулярной линейки. Такие измерения в одной и той же клетке
проводят несколько раз. По ним рассчитывают среднюю величину
и среднюю скорость движения, которая выражается числом
делений окулярной линейки, пройденных движущейся частицей за
1 с. Если известна цена деления окулярной линейки при данном
увеличении микроскопа, то скорость движения можно найти,
поделив величину расстояния в микрометрах на число секунд, за
которые движущаяся частица проходит это расстояние (мкм/с).
Расстояние, которое проходит движущаяся частица, можно
определить и без окулярной линейки, оценивая его
приблизительно в долях диаметра поля зрения микроскопа.
Диаметр поля зрения при объективе х40 с окуляром х15 составляет
200 мкм, с окуляром хК15 — 270 мкм, с окуляром хК7 — 900 мкм.
Измерения производят в одних и тех же клетках до и после
воздействия на них внешних факторов, которые могут сначала
ускорять движение цитоплазмы, затем оно замедляется и даже
останавливается. Самым надежным способом стимуляции
движения цитоплазмы является освещение клеток. При этом
необходимо следить, чтобы освещение не приводило к перегреву
клеток. Выдерживание препарата в термостате при температуре
выше 40 °С, как правило, ведет к прекращению движения
цитоплазмы.
Задание 2:
Определить скорость движения цитоплазмы в выбранном
объекте до и после воздействия на него повышенной температуры
(или другого фактора).
Содержание отчета:
Ход работы, рисунки с подписями, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Что такое движение цитоплазмы?
2. Какие типы движения цитоплазмы существуют в
клетках растений?
3. Какое движение называется первичным?
4. Какое движение называется вторичным?
5. Какие механизмы обуславливают двигательную
активность цитоплазмы?
Работа 1.2.Свойства клеточных мембран
Цель работы: изучить функциональные особенности
мембран живых клеток, явление плазмолиза и деплазмолиза в
клетках различных растений.
Материалы и оборудование: микроскоп, предметные и
покровные стекла, стеклянная палочка, препаровальная игла,
скальпель или лезвие безопасной бритвы, пробирки, штатив для
пробирок, фильтровальная бумага, спиртовка или газовая горелка,
30%-ный раствор уксусной кислоты, 1М раствор сахарозы, 1М
раствор глюкозы, 1М раствор роданида калия, 1М раствор нитрата
калия, 0,7 М раствор нитрата кальция, 1М раствор карбамида.
Растения: корнеплод столовой свеклы, листья традесканции,
элодеи, луковица лука репчатого.
Теоретическое обоснование Наружная цитоплазматическая
мембрана клетки (плазмалемма) отделяет клетку от окружающей
среды, контролирует транспорт веществ в клетку и из клетки,
первая воспринимает информацию о внешней среде.
Внутриклеточные мембраны обеспечивают пространственную
упорядоченность многочисленных процессов, протекающих в
клетке.
Они
создают
изолированные
пространства
(компартменты), в которых одновременно могут протекать
противоположно направленные процессы. В мембраны встроено
большое
количество
мультиферментных
комплексов,
транспортных систем, рецепторных молекул, обеспечивающих
протекание основных жизненных процессов.
Важнейшее свойство клеточных мембран — избирательная
проницаемость, благодаря которой через них проходят молекулы
только некоторых веществ. Это свойство может изменяться в
зависимости от процессов, протекающих в клетке. Избирательная
проницаемость мембраны сохраняется до тех пор, пока клетка
остается живой. После ее гибели мембраны становятся полностью
проницаемыми.
Живая растительная клетка может рассматриваться как
осмотическая система, в которой роль осмогенов играют
содержащиеся в клеточном соке сахара, органические кислоты,
соли и др. а плазмалемма служит в качестве полупроницаемой
перепонки. Но в отличие от искусственных объектов (таких, как
клеточка Трау6е) реальные растительные клетки характеризуются
более сложной системой реагирования на воздействие
осмотических активных сред. В гипотонических растворах клетка
сосет воду до тех пор, пока эластичная клеточная оболочка в
результате растяжения не станет препятствовать дальнейшему
проникновению воды в протопласт. Клетка в этом случае
переходит в упругое, или тургесцентное, состояние.
При погружении клетки в гипертонический раствор
плазмолитика, т.е. вещества, для которого плазмалемма
практически непроницаема (сахароза, хлорид натрия и др.),
возникает обратный ток воды из клетки наружу, происходящий до
тех пор, пока сосущие силы клетки и внешнего раствора не
уравняются. Из клетки выходит в основном слабосвязанная вода
вакуолярного сока, поэтому объем вакуоли уменьшается и
давление ее на протопласт снижается. Цитоплазма сокращается
вслед за вакуолью, а клеточная оболочка лишь теряет напряженное
состояние, но не сокращается значительно, поэтому между ней и
протопластом возникает пространство, заполняемое внешним
раствором. Такое явление отставания протопласта от клеточной
стенки в гипертонических растворах плазмолитиков называется
плазмолизом. В зависимости от концентрации плазмолитика и
свойств протопласта (возраста, вязкости и др.) в клетках будет
происходить разная потеря воды и, соответственно, будут
наблюдаться различные формы (или, по времени, - стадии)
плазмолиза:
1.Уголковый - небольшое отставание протопласта по углам
клетки;
2.Вогнутый - значительное отставание протопласта во многих
местах с образованием вогнутых поверхностей;
3.Выпуклый - протопласт отходит от оболочки полностью и
принимает вид комочка;
4. Судорожный - резко выраженная форма вогнутого
плазмолиза,
наблюдающаяся
при
быстром
действии
концентрированного плазмолитика на клетку с вязкой
цитоплазмой.
В
сильно
концентрированных
растворах
протопласты, быстро сокращаясь в размерах, не отстают от
клеточной стенки, а тянут ее за собой, в результате чего в
оболочках образуются складки и клетки сжимаются. Это явление
называется циторризом. При замене гипертонического раствора
гипотоническим вода начинает поступать обратно в вакуоль,
тургор клетки восстанавливается, т.е. происходит деплазмолиз
клетки.
Явление плазмолиза и деплазмолиза используется в
физиологии растений для определения жизнеспособности клеток
тканей (плазмолизируются только живые клетки), изучения
вязкости цитоплазмы, клеточной проницаемости и др.
Избирательная проницаемость мембран обеспечивает
прохождение через них молекул воды, препятствует
проникновению растворенных в воде веществ и обусловливает
явление плазмолиза при действии на клетку гипертонического
раствора. Если же молекулы растворенного вещества через
мембрану проходят, но медленнее, чем молекулы воды, то
начавшийся плазмолиз потом исчезает. Деплазмолиз происходит в
результате постепенного проникновения растворенного вещества в
клетку, выравнивания концентраций снаружи и внутри, а также
поступления воды в клетку из наружного раствора по градиенту
концентрации.
Опыт 1. Сравнение проницаемости мембран живых и
мертвых клеток.
В вакуолях клеток корнеплода столовой свеклы содержится
бетацианин — пигмент, придающий ткани корнеплода окраску.
Тонопласты живых клеток непроницаемы для молекул этого
пигмента. После гибели клеток тонопласт теряет свойство
полупроницаемости,
становится
проницаемым,
молекулы
пигмента выходят из клеток и окрашивают воду.
Порядок выполнения работы
1. Корнеплод свеклы после удаления покровных тканей
разрезают на кубики (сторона кубика 5 мм) и тщательно
промывают водой, чтобы удалить пигмент, вышедший из
поврежденных клеток. Затем по одному кусочку опускают в три
пробирки.
2. В первую и вторую наливают по 5 мл воды, в третью — 5
мл 30 %-ного раствора уксусной кислоты.
3. Первую пробирку оставляют для контроля. Содержимое
второй кипятят 2—3 мин. Во второй и третьей пробирках, где
клетки были убиты кипячением или кислотой, вода окрашивается,
а в первой пробирке остается неокрашенной.
Задание: выявить различия в проницаемости мембран живых
и мертвых клеток и сделать вывод о причинах этих различий.
Опыт 2. Сравнение проницаемости клеточных мембран
для различных веществ. Стойкий и временный плазмолиз.
Порядок выполнения работы
1. На два предметных стекла наносят по капле раствора: на одно —
1 М раствор сахарозы, на другое — 1 М раствор карбамида. В
каждую каплю помещают по листу элодеи, накрывают покровным
стеклом и рассматривают под микроскопом сначала при малом
(объектив х8), потом при большом увеличении (объектив х40).
2. Находят участки листа, в которых хорошо видны
плазмолизированные клетки. Отмечают время начала плазмолиза
(начало наблюдения), зарисовывают плазмолизированные клетки и
оставляют препараты на 30—60 мин, затем вновь их
рассматривают.
В растворе сахарозы плазмолиз в клетках сохранился, а в растворе
карбамида произошел деплазмолиз. В растворе сахарозы
наблюдается стойкий плазмолиз, а в растворе карбамида —
временный. Причиной деплазмолиза в растворе карбамида
является проницаемость клеточных мембран для ее молекул. Так
как проницаемость для карбамида меньше, чем для воды, то вода
из клетки выходит быстрее, чем в нее входит мочевина. Это и
вызывает плазмолиз, который потом исчезает при увеличении в
клетке концентрации карбамида и поступлении воды.
Задание: описать работу, зарисовать плазмолизированные и
деплазмолизированные клетки и сформулировать выводы.
Опыт 3. Явление плазмолиза и деплазмолиза в
растительных клетках
Дополнительные указания:
Срез эпидермиса листа не должен быть толстым (2-3 слоя
живых окрашенных клеток). Не допускать высыхания препарата и
попадания воздуха под покровное стекло.
Порядок выполнения работы
.1. Подготовить микроскоп к работе.
2. На предметное стекло с каплей воды поместить срез
эпидермиса листа традесканции, лука или лист элодеи и накрыть
покровным стеклом. Рассмотреть объекты при малом увеличении.
Препарат лука можно предварительно окрасить, выдержав срез в
течение 3-5 мин в растворе нейтрального красного красителя и
промыв водой.
3. Рядом с покровным стеклом поместить кашпо 1 М
раствора сахарозы и с другой стороны отсосать воду
фильтровальной бумагой. Повторить этот прием 2-3 раза до
полной замены воды раствором плазмолитика, при этом неотрывно
следить за происходящим в клетках процессом плазмолиза под
микроскопом.
4. Провести повторно работу по п. 3, заменив сахарозу водой,
и добиться полного деплазмолиза.
5. Нагреть предметное стекло с препаратом над пламенем
спиртовки, чтобы убить клетки. Добавить раствор сахарозы и
определить состояние клеток под микроскопом.
Результаты работы:
Таблица 2. 1 Изменение состояния клеток в различных средах
Объект
Наличие
и
форма
плазмолиза
(зарисовать)
I Клетки (традесканция, .
злодея, лук) в воде и
после деплазмолиза
2. Плазмолизированные
клетки (в р-ре сахарозы)
3. Убитые клетки в р-ре
сахарозы
Опыт 4. Влияние ионов калия и кальция на форму
плазмолиза.
В ходе плазмолиза форма плазмолизированного протопласта
меняется. Вначале протопласт отстает от клеточной стенки лишь в
отдельных местах, чаще всего в уголках. Плазмолиз такой формы
называют уголковым. Затем протопласт продолжает отставать от
клеточных стенок, сохраняя связь с ними в отдельных местах,
поверхность протопласта между этими точками имеет вогнутую
форму. На этом этапе плазмолиз называется вогнутым.
Постепенно протопласт отрывается от клеточных стенок по всей
поверхности и принимает округлую форму. Такой плазмолиз носит
название выпуклого. А если у протопласта связь с клеточной
стенкой в отдельных местах сохраняется, то при дальнейшем
уменьшении объема в ходе плазмолиза протопласт приобретает
неправильную форму. Такой плазмолиз носит название
судорожного (рис. 1). Время, в течение которого вогнутый
плазмолиз переходит в выпуклый, позволяет оценивать степень
вязкости цитоплазмы.
Рис. 1. Формы плазмолиза:
I — уголковый; 2 — вогнутый; 3 — выпуклый; 4 —
судорожный; 5 — колпачковый (а — цитоплазма; б — вакуоль)
При сравнении вязкости цитоплазмы в растворах солей калия
и кальция можно отметить, что ионы калия, проникая в
цитоплазму, повышают ее гидрофильность, уменьшают вязкость и
способствуют ее быстрому отрыву от клеточной стенки. Поэтому в
растворах солей калия плазмолиз быстро принимает форму
выпуклого. Ионы кальция повышают вязкость цитоплазмы,
увеличивают силы сцепления ее с клеточной стенкой, и плазмолиз
принимает форму судорожного плазмолиза.
Ход работы
На одно предметное стекло наносят каплю 1М раствора
нитрата калия, на другое — 0,7 М раствора нитрата кальция. В обе
капли помещают по кусочку эпидермы лука, снятой с вогнутой
поверхности одной и той же чешуи луковицы, накрывают
покровными стеклами. Через 5—10 мин препараты рассматривают.
Задание: зарисовать формы плазмолиза, описать работу и
сделать выводы.
Опыт 5. Наблюдение колпачкового плазмолиза в
растворах нитрата калия и роданида калия.
При длительном нахождении клеток в растворе нитрата калия
(15 мин и более) цитоплазма набухает в удлиненных клетках, там,
где протопласт не касается клеточных стенок, образуются так
называемые колпачки цитоплазмы. Такой плазмолиз носит
название колпачкового (см. рис. 1). В еще большей степени
набухание происходит в растворах роданида калия, в которых
колпачки цитоплазмы образуются сразу же после начала
плазмолиза. Колпачковый плазмолиз может свидетельствовать о
разной проницаемости плазмалеммы и тонопласта для ионов
калия. Ионы калия, проникая через плазмалемму в цитоплазму,
вызывают ее набухание. В вакуоль через тонопласт они не
проходят. Объем плазмолированной вакуоли не увеличивается и
плазмолиз сохраняется.
Порядок выполнения работы
На предметное стекло наносят каплю 1М раствора роданида
калия, помешают в нее кусочек эпидермы чешуи репчатого лука,
накрывают покровным стеклом и сразу рассматривают под
микроскопом с объективом х40. Четкая картина колпачкового
плазмолиза наблюдается при использовании эпидермы чешуи
окрашенного лука или верхней эпидермы неокрашенного лука,
снятой с вогнутой поверхности чешуи луковицы и предварительно
окрашенной нейтральным красным.
Задание: сделать рисунок и сформулировать вывод о причине
появления колпачкового плазмолиза.
Содержание отчета: Ход работы, рисунки с подписями,
результаты, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Какой раствор называется гипотоническим, и какой
гипертоническим?
2. Что такое плазмолиз?
3. От чего зависит степень и скорость плазмолиза клеток?
4. Можно ли считать плазмолиз клетки защитной реакцией на
действие агрессивных осмотических сред? Почему?
5. Почему мертвые клетки не способны плазмолизироваться?
5. Как происходит деплазмолиз?
6. Как можно использовать явление плазмолиза для анализа
состояния растительной клетки?
7. У каких клеток есть избирательная проницаемость?
Работа 1.3. Определение изотонической концентрации
внешнего раствора методом измерения длины растительной
ткани (по Уршпрунгу)
Цель работы: Дать сравнительную характеристику степени
насыщенности водой различных растительных объектов (клубень
картофеля, морковь, свекла и др.) с помощью подбора
изотонической концентрации.
Задачи работы:
1. Установить зависимость длины полоски растительной ткан
и ее тургора от концентрации внешнего раствора хлорида натрия;
2. Определить изотоническую концентрацию хлорида натрия
выбранного растительного объекта;
3. Сравнить исследованные учебной группой растительные
объекты по установленным показателям (тургор, изотоническая
концентрация).
Материалы и оборудование: клубень картофеля, свекла,
морковь и др., дистиллированная вода, 1 М раствор NaCl,
пипетки, 7 чашек Петри, кухонный нож, фильтровальная бумага,
линейка.
Теоретическое обоснование. Если поместить кусочек
растительной ткани в гипертонические растворы плазмолитика, то
в ходе процессов плазмолиза и циторриза будет наблюдаться
уменьшение размеров клеток (потеря воды) и, соответственно,
размеров всей ткани в целом (снижение тургора). Причем
размеры будут уменьшаться в соответствии с увеличением
концентрации внешнего раствора. В гипотонических растворах
размеры ткани будут наоборот увеличиваться за счет поступающей
в нее воды. Раствор, в котором с течением времени размеры
растительной ткани не меняются, т.е. не происходит ни потери, ни
поглощения воды, соответствует изотоническому.
На измерении длины кусочков исследуемой растительной
ткани после их выдерживания в растворах плазмолитика известной
концентрации основан упрощенный метод определения
изотонического
(изопестического,
изоосмотического,
равновесного) раствора, а также основных осмотических
показателей растительной ткани, предложенный Уршпрунгом.
Этот метод пригоден только для крупных паренхиматозных
органов со слабо развитыми механическими тканями (клубни,
корнеплоды), но он достаточно прост, позволяет непосредственно
оценить степень насыщенности исследуемой ткани водой и
проследить за изменениями ее тургора.
Порядок выполнения работы:
1. Приготовить по 40 мл р-ров NaCl в концентрациях 0,0.1, 0.2, 0.4,
0.6, 0.8 и 1.0 М, смешивая в чашках Петри соответствующие
количества 1М р-ра соли и воды. Для этого сначала заполните
самостоятельно таблицу разведения (таблица 2.2):
Таблица 2.2
0
0,1 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0
C
NaCI
Н2О, мл
40
0
Р-NaС1,мл
0
40
2. Вырезать из клубня или корнеплода прямоугольную
пластинку толщиной 4-5 мм максимально возможной длины.
Разрезать ее на 7 полосок по 4-5 мм толщиной (соломкой) и с
точностью до 0.5 мм измерить длину каждой полоски. Данные
занести в таблицу.
3. Погрузить по одной полоске в приготовленные растворы
соли; после 30 мин выдерживания повторно измерить длину
полосок линейкой, поместив их на фильтровальную бумагу.
Данные занести в таблицу.
4. Полоски разложить на края чашек Петри так, чтобы они
наполовину свисали. По провисанию полосок сравнить в них
тургорное давление, обозначив его как "сильное", "среднее",
"слабое", "отсутствие". Данные занести в таблицу 2.3.
5. Определить изотоническую концентрацию, в которой не
наблюдается изменения длины полоски и ее тургора. Данные
занести в таблицу 2.4.
Дополнительные указания:
Для получения сравнимых результатов полоски должны быть
одинаковых размеров.
Готовить и измерять полоски следует быстро, не допуская
высыхания материала.
Необходимо следить, чтобы погружение полосок в растворы
было полным.
Результаты работы:
Таблица.2.3 Изменение длины полоски и тургора
Концентрация Исходная
Длина
Изменение Тургор
раствора, М
длина
полоски через длины
полоски
полости, мм 30 мин, мм
полоски, мм
0
0.1
0.2
0.4
0,6
0.8
1.0
Таблица 2.4. Изотонические концентрации для различных
растительных объектов
Объект
Изотоническая концентрация, М Примечания
Клубень картофеля
Морковь
Свекла
Содержание отчета: Ход работы, таблицы с результатами,
выводы.
Контрольные вопросы:
1. Объясните причины изменения размеров растительной ткани в
растворах плазмолитиков различной концентрации.
2. Можно ли отнять воду из полоски растительной ткани, если она
полностью потеряла тургор?
3. Как изменится изотоническая концентрация для картофельной
соломки, если предварительно ее выдержать в чистой воде?
Подсушить?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №2.
ВОДНЫЙ ОБМЕН РАСТЕНИЙ
Работа 2.1. Влияние концентрации раствора на
прорастание семян
Цель
работы.
Исследовать
действие
различных
концентраций NаСl на процессы набухания семян пшеницы и рост
проростков.
Задачи работы:
1. Оценить действие растворов соли на набухание и
всхожесть семян пшеницы.
2. Определить концентрации NаСl, достоверно действующие
на процессы роста корешков и побегов проросших семян
пшеницы.
Материалы и оборудование: семена пшеницы, чашки Петри
(5 шт.), фильтровальная бумага, линейка, раствор NаСl (1М),
калькулятор.
Теоретическое обоснование. Переход семян от состояния
покоя к вегетативному росту зародыша называют прорастанием.
Это сложный физиологический процесс, зависящий от многих
внешних и внутренних факторов. Среди внешних важнейшее
значение имеет наличие свободной воды, концентрация
растворенных в ней веществ, кислород и температура. Зрелые
семена в период покоя содержат недостаточные количества воды
(5-20 % массы), поэтому прорастание невозможно без
значительного
ее
поглощения.
Это
поглощение при
соприкосновении с влажным субстратом происходит в результате
повышения проницаемости семенных покровов для воды. Первый
этап поступления воды в сухие семена обусловлен набуханием
гидрофильных коллоидов, особенно белков, притягивающих воду
с силой до 100 МПа. В основе набухания лежит процесс
гидратации биополимеров - взаимодействие белков, углеводов и
жиров с водой, приводящее к уменьшению ее подвижности. В
результате развивается значительное давление набухания,
зависящее только от концентрации и химии биополимеров в
семени, взаимодействующих со свободной водой внешней среды.
По мере насыщения семени водой это давление уменьшается
почти до нуля. Дальнейшее поступление воды в клетки зародыша
происходит осмотически. Причем осмотическое давление
клеточного сока молодых проростков невелико и обычно не
превышает 1 МПа. Поэтому на данном этапе развития разность
между осмотическим давлением клеточного сока проростка и
почвенного раствора имеет важнейшее значение.
Порядок выполнения работы : Данная работа рассчитана на
два занятия.
Занятие 1.
1.Приготовить в пяти предварительно подписанных
карандашом по стеклу чашках Петри по 10 мл раствора NаСl в
концентрациях 0, 0.01, 0.05, 0.2, 1 М. Произвести посев семян
пшеницы на водную среду.
2. Проложить дно чашки Петри фильтровальной бумагой.
Поместить отобранные семена в чашки так, чтобы они были
равномерно распределены по дну и не были полностью погружены
в воду. Закрыть чашки крышками и поставить до следующего
занятия (на 7 дней) в теплое затененное место.
Занятие 2.
1. Определить % всхожести семян (количество проросших
семян поделить на общее количество семян (10 шт.) и умножить на
100%). Записать данные в табл. 3.1.
2. С помощью линейки измерить отдельно длину корешка
(самого длинного, если их несколько) и длину надземной части у
каждого из проросших семян. Рассчитать средние арифметические
длины побегов и корешков в каждом растворе соли. Записать
результаты измерений и расчетов для всех концентраций в табл.
3.2.
Результаты работы:
Таблица 3.1. Процент всхожести семян при действии
различных концентраций NaCl
с, М
0.00
Всхожесть, %
0.01
0.05
0.20
1.00
Таблица 3.2. Действие р-ра NаСl на рост побегов и корешков
проросших семян пшеницы
с,М
0.00
Длина побегов, мм
Длина корешков, мм
Результаты измерения Средняя Результаты
Средняя
измерения
0.01
0.05
0.20
1.00
Содержание отчета:
Ход работы, таблицы с результатами, расчеты, выводы.
Контрольные вопросы:
1. С чем связано неодинаковое прорастание семян в растворах
разной концентрации соли?
2. Как происходит набухание семян в воде?
3. Какова зависимость процесса набухания семян растений от
состава содержащихся в них запасных веществ?
4. Почему в крепких солевых растворах семена способны
набухать, но прорастания при этом не происходит?
Работа 2.2. Влияние внешних условий на устьичные
движения
Цель работы. Пронаблюдать за устьичными движениями под
микроскопом и установить связь степени открытости устьичной
щели с изменением тургора клеток-замыкателей в различных
условиях внешней среды.
Задачи работы:
1.
Пронаблюдать за движением устьиц в воде, растворах
сахарозы и глицерина;
2. Установить связь между изменением величины просвета
устьичной щели и процессами плазмолиза клеток-замыкателей;
3. Дать сравнительную характеристику скоростей процессов
плазмолиза и деплазмолиза в замыкающих клетках,
Материалы и оборудование: микроскоп, бритва, игла,
растворы сахарозы (I М) и глицерина (5 %) в капельницах, вода,
пипетка, покровные и предметные стекла, фильтровальная бумага,
листья растений (традесканции, амариллиса, гортензии или др.).
Дополнительные указания:
1. Срезы эпидермиса листьев не должны быть слишком
толстыми (толщиной не более чем в 2-3 клетки). Брать только
эпидермис нижней стороны листа.
2. Не допускать высыхания препарата, избытка среды,
попадания пузырьков воздуха под покровное стекло.
3. Наблюдения под микроскопом проводить сразу после
смены растворов.
Теоретическое обоснование. Процессы газообмена и
транспирации
высших
растений
осуществляются
преимущественно через устьица, которые представляют собой
высокоспециализированные образования в эпидермисе листа,
состоящие из двух бобовидных у кл. Двудольные или
гантелевидных у кл. Однодольные клеток-замыкателей и
устьичной щели между ними. Под устьичными движениями
понимаются зависимые от условий среды процессы открывания
или закрывания устьичных щелей, на основе которых происходит
регуляция интенсивности транспирации и газообмена. Из внешних
факторов, влияющих на устьичные движения, наибольшее
значение имеют условия водоснабжения растения и влажность
воздуха, а также свет и температура, из внутренних - концентрация
углекислого газа в межклетниках и баланс фитогормонов
(например, цитокинины способствуют открыванию устьиц, а
абсцизовая кислота - закрыванию). В основе механизма
открывания устьиц как однодольных, так и двудольных растений
лежит неравномерность растяжения утолщенных и более тонких
участков клеточной стенки замыкающих клеток. Эти клетки в
состоянии тургора раздвигаются друг относительно друга за счет
изгибания бобовидных клеток у двудольных или расхождения
гантелевидных клеток у однодольных и открывают устьичную
щель.
В зависимости от природы фактора, вызывающего
открывание или закрывание устьичных щелей, различают
следующие типы устьичных движений:
1. Гидропассивный - связан с механическим сдавливанием
замыкающих клеток соседними клетками эпидермиса в условиях
избыточного увлажнения (полный тургор клеток);
2. Гидроактивный - закрывание устьичных щелей при
недостатке воды в клетках-замыкателях (условия атмосферной или
почвенной засухи) или открывание при переходе замыкающих
клеток в тургесцентное состояние;
3. Фотоактивный - закрывание устьиц в темноте и
открывание на свету, связанное с увеличением сосущей силы и,
следовательно, тургора замыкающих клеток, накапливающих
углеводы в ходе фотосинтеза.
В лабораторных условиях можно вызвать движение устьиц
под воздействием гипертонических или гипотонических растворов
плазмолитиков. В данной работе предлагается исследование
устьичных движений в эпидермисе листа при различных условиях
среды.
Порядок выполнения работы
1. На предметное стекло нанести каплю воды. Аккуратно
сделать срез эпидермиса листа, быстро поместить его а каплю
воды и накрыть покровным стеклом. Рассмотреть устьица при
малом увеличении микроскопа,
2. Рядом с покровным стеклом поместить 2-3 капли раствора
сахарозы и с другой стороны покровного стекла, приложив
кусочек фильтровальной бумаги, удалить воду, постепенно
заменяя ее на раствор сахарозы. Одновременно наблюдать под
микроскопом изменения ширины устьичных щелей, отмечая время
происходящих изменений.
3. Заменить сахарозу на воду, отмечая время изменения
ширины устьичных щелей.
4. Убрать препарат, протереть предметное стекло, нанести на
него раствор глицерина. Поместить новый срез эпидермиса листа в
каплю глицерина, накрыть покровным стеклом и сразу приступить
к наблюдениям. Наблюдения за устьичными движениями
проводить в течение 10 минут, отмечая скорость происходящих
изменений.
5. Заменить глицерин на воду, продолжая наблюдения.
Результаты работы:
Сделать рисунки открытого и закрытого устьица эпидермиса
листа. Указать ориентировочное время открывания и закрывания
устьиц.
Содержание отчета:
Рисунки, графики открывания и закрывания устьиц, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Что представляют собой устьица однодольных и
двудольных растений? В чем заключаются сходства и
различия между ними?
2. Какие особенности строения клеток-замыкателей устьиц
обеспечивают открывание устьичных щелей при
увеличении тургора этих клеток?
3. Что произойдет с устьицами среза эпидермиса листа, если
его поместить в гипертонический раствор вещества, легко
проникающего через плазмалемму? Почему?
4. Почему при высокой атмосферной влажности происходит
открывание устьиц, а при избытке воды – закрывание?
Работа 2.3. Определение состояния устьиц методом
инфильтрации по Молишу.
Цель работы: Определить степень открытости устьиц в
условиях различного водоснабжения.
Материалы
и
оборудование:
Десятипятнадцатидневные
растения
подсолнечника,
герань.
Капельницы, этиловый спирт, бензол, ксилол.
Теоретическое обоснование:
Определение состояния устьиц методом инфильтрации
основано на способности жидкостей, смачивающих клеточные
стенки, проникать через открытые устьичные щели в
ближайшие межклетники, вытесняя из них воздух. При
инфильтрации межклетников соответствующие участки листа
становятся прозрачными.
В качестве инфильтрирующих растворов берут
органические жидкости, обладающие различной вязкостью и
неодинаковой способностью смачивать клеточные стенки и
поэтому по-разному проникающие через устьичные отверстия в
межклетники. Относительно легко проникает ксилол, труднее –
бензол, еще труднее – спирт. Разная способность этих
жидкостей проникать в устьичные щели позволяет определить
степень открытости устьиц.
Порядок выполнения работы:
1. Исследуют состояние устьиц у растений, находящихся
в условиях оптимального и недостаточного водоснабжения. На
соседние
участки
нижней
стороны
листа
наносим
последовательно спирт, бензол и ксилол.
2. Лист выдерживаем в горизонтальном положении до
полного исчезновения капель, которые либо испаряются, либо
проникают внутрь листа.
4. Потом лист рассматриваем в проходящем свете. Если
жидкость проникла в межклетники, то на листе будут видны
прозрачные пятна. Отмечает проникновение жидкости знаком
«+», отсутствие инфильтрации – знаком «-».
5. Делаем заключение о степени открытости устьиц,
исходя из того, что при инфильтрации только ксилолом устьица
открыты слабо, ксилолом и бензолом – средне, ксилолом,
бензолом и спиртом – сильно. Результаты опыта записываем в
таблицу3.3
Таблица 3.3
Условия опыта
Проникновение
этанол бензол
ксилол
Степень
раскрытия устьиц
Содержание отчета:
Ход работы, таблица с результатами, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Какие типы движения устьиц вам известны?
2. Каков их механизм?
3. Как влияют внешние и внутренние условия на степень
открытости устьиц?
Работа 2.4. Водообмен ветки сосны.
Цель работы. Изучить особенности основных процессов,
составляющих водообмен на примере ветки сосны (окольцованной
и не окольцованной).
Задачи работы:
1. Определить количество поглощенной и испаренной ветками
сосны воды;
2. Вычислить испаряющую поверхность хвои;
3. Определить соотношение испаренной воды к поглощенной;
4. Вычислить интенсивность транспирации;
5. Выявить: по какой части стебля осуществляется восходящий ток
воды.
Материалы и оборудование; 2 колбы на 250 мл, 2 ветки
сосны, 2 пробки или фольга, пластилин или парафин, весы с
разновесами, нож или скальпель, кристаллизатор, краситель
(эозин, метиленовая ста), мерный цилиндр.
Дополнительные указания:
1. Вода в колбах должна быть слегка подкрашена эозином или
метиленовым синим из расчета 30 мг/л.
2. Ветки сосны готовят за 1-2 дня до опыта. Для этого срезанные
двухгодичные ветки оставляют в целлофановом пакете при
комнатной температуре и на слабом свету.
3. Кольцевание ветки сосны следует проводить аккуратно до
древесины.
Теоретическое обоснование:
В растительных организмах вода. Составляющая 70-95%
сырой массы, выполняет целый ряд важнейших жизненных
функций. Она обеспечивает упругое состояние тканей и органов,
участвует в транспорте веществ по растению, является средой и
непосредственным участником многих метаболических реакций.
Поэтому изучение вопросов водного режима растительных
организмов представляет особый интерес в физиологии растений.
При характеристике водного режима растений принято
различать понятия водный баланс и водообмен. Под водным
балансом понимается соотношение скоростей поглощения и
испарения воды растением. В условиях водного дефицита
процессы расходования воды растением преобладают над
процессами поглощения, и водный баланс растения становится
отрицательным. Водообмен растений представляет собой
совокупность процессов поглощения воды корневой системой, ее
перераспределения между органами и тканями, утилизации в
биохимических реакциях и, наконец, испарения с поверхности
надземных органов.
Активная, идущая с затратой энергии АТФ, работа тканей
корня развивает гидростатическое давление, называемое
корневым давлением, и обеспечивает осмотическое поступление
воды до сосудов ксилемы и далее вверх по растению. Механизм
подъема воды по растению за счет корневого давления называется
нижним концевым двигателем, на долю которого приходится до
10% всего восходящего тока. Основной движущей силой тока
воды по ксилеме является градиент водного потенциала между
почвой и атмосферой, который реализуется в процессе
транспирации. В результате испарения воды в клетках листьев
снижается водный потенциал и соответственно возрастает их
сосущая сила, что обеспечивает подъем воды по ксилеме. Этот
механизм, не требующий затрат энергии АТФ, называется
верхним концевым двигателем.
Большая часть поглощенной растением воды (до 90 %)
тратится на транспирацию. Оставшаяся вода используется в
метаболических реакциях, для поддержания тургора клеток и
транспорта веществ по флоэме. Во флоэму вода поступает из
клеток листа и сосудов ксилемы по осмотическому градиенту,
возникающему вследствие накопления во флоэмном соке
продуктов фотосинтеза.
В лабораторных условиях можно количественно оценить
процессы, составляющие водообмен, по изменению в течение 1
недели массы установки, состоящей из колбы с водой и
помещенного в него 2-3-летнего побега сосны или другого
растения. Работа рассчитана на 2 занятия.
Этапы выполнения работы:
Занятие 1.
1. В две колбы налить по 200 мл подкрашенной воды.
2. У двух веток сосны длиной 15-20 см очистить нижнюю
часть стебля от хвои.
3. У одной ветки окольцевать стебель в той части, которая
будет находиться непосредственно под пробкой или фольгой.
Ширина кольца не должна превышать 1 см.
4. Налить водопроводную воду в кристаллизатор и у каждой
ветки после 1-2-минутного выдерживания под водой сделать косой
срез конца стебля.
5. Закрепить ветки в пробках и поместить в колбы так, чтобы
конец стебля находился над дном колбы на расстоянии 1 -2 см.
6. Плотно обмазать пластилином или залить расплавленным
мягким парафином горло колбы во избежание потерь воды за счет
испарения.
7. Установки взвесить и записать результаты в табл. 3,
используя приведенные ниже условные обозначения и формулы.
8. Оставить установки на 1 неделю при комнатной
температуре, не допуская попадания прямого солнечного света.
Занятие 2.
1. Повторно взвесить установки, результаты записать в табл. 3.4.
2. Освободить ветки от пластилина или парафина.
3. Измерить цилиндром объем оставшейся в колбе воды.
4. Оборвать и взвесить хвою у каждой из веток.
5. Осмотреть срезы и кольцо ветки.
6. Произвести количественные расчеты для характеристики
процессов водообмена, результаты занести в табл. 3.4
Условные обозначения и формулы для расчетов:
а - вес установки в начальный момент времени, г;
b - вес установки в конечный момент времени (через неделю), г;
с - количество испаренной воды, г: с = а - Ь;
d- количество использованной воды, г: d = 200 (мл, г) – х, где х количество оставшейся в колбе воды к концу опыта, мл или г;
f- количество воды, необходимое для полного насыщения ветки, г:
f == с - d;
S - общая площадь хвои, см2: S = 33 x m, где m - масса хвои (1 г
хвоя имеет площадь 33 см2);
I - интенсивность транспирации, г/см2 ч; I = d/(S x 1б8), 168 количество часов в неделю.
Результаты работы (изобразить схематично установки):
Таблица 3.4
Вариант
опыта
Неокольцова
нная ветка
Окольцован
ная ветка
а, г
b, г с, г d, г f., г
m, г S, см2
I
г/см2 -ч
с/d
Содержание отчета:
Схемы установок, расчеты, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Почему количество испаренной воды неодинаково в обоих
вариантах опыта?
2. По какой части стебля осуществляется восходящий ток воды?
3. Как изменится интенсивность транспирации ветки сосны, если
поместить установку в темноту? В прохладное помещение? Под
вентилятор?
4. Ветка ивы была срезана с дерева, поставлена в банку с водой и
закрыта колпаком. Будет ли наблюдаться гуттация у этой ветки?
5. Что представляет собой флоэмный сок?
6. Как кольцевание стебля действует на процессы водообмена
растений?
Работа 2.5 Определение интенсивности транспирации
весовым методом по уменьшению массы срезанных листьев
Цель работы. Дать сравнительную характеристику
измеренной интенсивности транспирации и относительной
транспирации листьев различных растений.
Задачи работы:
1. Измерить методом быстрого взвешивания интенсивность
транспирации листьев различных растений, дать сравнительную
характеристику;
2. Измерить интенсивность эвапорации;
3. Рассчитать величину относительной транспирации листьев
различных растений, проанализировать результаты.
Материалы и оборудование: листья комнатных растений
(герань, традесканция, плектрантус, колеус и др.), торзионные
весы, бумага и ножницы, чашка Петри.
Теоретическое обоснование
Транспирация (от лат. trans- через и spiro - выдыхаю) процесс испарения воды наземными частями растения. Основным
органом транспирации у высших растений является лист,
испаряющий воду преимущественно через устьица (устьичная
транспирация), а также через кутикулу (кутикулярная
транспирация, составляющая обычно 5-10% от всех потерь воды
растением). Непосредственного испарения воды из клеток листа не
происходит. Вначале вода по градиенту водного потенциала из
вакуолярного сока через цитоплазму достигает клеточной
оболочки, с которой испаряется в межклеточное пространство.
Далее пары воды по межклетникам мезофилла листа попадают в
устьичные полости и через устьичные щели испаряются в
атмосферу. Этот этап транспирации тонко регулируется процессом
открывания-закрывання устьиц, зависимым от условий
окружающей
среды
(влажность,
температура
воздуха,
освещенность и др.). Следовательно, транспирация является
физиологическим процессом, существенно отличающимся от
простого испарения воды с открытой поверхности (эвапорации).
Интенсивность транспирации - это количество воды,
испаренной единицей площади листа в единицу времени, обычно
измеряется в г/м2-ч. Отношение интенсивности транспирации к
интенсивности эвапорации (Iтр Iэкв) называют относительной
транспирацией, величина которой обычно меньше единицы и
используется для характеристики способности растения
регулировать процесс транспирации. В данной работе для
экспрессной и достаточно точной оценки интенсивности
транспирации предлагается метод быстрого взвешивания по Л. А.
Иванову, основанный на определении уменьшения массы
срезанного листа за счет испарения воды через определенный
интервал времени.
Этапы выполнения работы:
1. Подготовить торзионные весы к работе.
2. Оторвать листовую пластинку от черешка у выбранного
растения и немедленно взвесить. Положить лист на ровную
поверхность нижней стороной кверху на 5 мин. После экспозиции
сделать повторное взвешивание. Измеренные массы листьев
выразить в граммах (1 г = 1000 мг). Результаты взвешиваний
записать в табл. 3.4.
3. Для определения интенсивности эвапорации дважды с
интервалом в 30 мин взвесить чашку Петри, до краев наполненную
водой.
4. Определить площадь листа S весовым методом: вырезать из
бумаги трафарет листовой пластинки и квадратик в 1 см2 и обе
фигурки взвесить; S вычислить по формуле, см2 :
S = 1 mтр / mk
где, mтр и mk - массы трафарета листовой пластинки и
квадратика соответственно.
5. Вычислить площадь испаряющей поверхности чашки
Петри по формуле S = - π г2, где г - внутренний диаметр чашки.
6. Рассчитать интенсивности транспирации и эвапорации по
формуле:
I = Δ m x 10 000x60 / S t
где Δ m - количество испарившейся воды (с листа или чашки
Петри), 10 000 - коэффициент перевода 1 см2 в 1 лг, 60 коэффициент перевода минут в часы, S - площадь, см2 t - время
экспозиции, мин.
7. Рассчитать относительную транспирацию. Результаты
расчетов по всем исследованным растениям занести в табл. 3.5.
Таблица
растений
Объект
3.5.
t,
мин
Интенсивность
транспирации
Масса, г
Δ
m, г
1-е
2-е
взвеш. взвеш.
S,
см2
различных
Iтр
(эв),
г/м2
ч
Iтр
/Iэв
Герань
Традесканция
Чашка Петри
Содержание отчета:
Расчеты, таблица, выводы.
Контрольные вопросы:
1. Как будет меняться относительная транспирация листьев
с уменьшением влажности воздуха и почему?
2. Почему интенсивность устьичной транспирации при
благоприятных условиях водоснабжения растения приближается к
интенсивности эквапорации, несмотря на то, что общая площадь
устьичных отверстий обычно не превышает 1% площади листа?
3. Объясните, почему в условиях избыточного увлажнения
величина относительной транспирации падает практически до 0.
4. Нижнюю сторону молодого и зрелого листьев герани,
имевших одинаковую интенсивность транспирации, смазали
вазелином. У какого из этих листьев интенсивность транспирации
снизится значительнее и почему?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №3.
ФОТОСИНТЕЗ
Работа 3.1. Пигменты зеленого листа
Цель работы. Получить вытяжку пигментов зеленого листа и
изучить некоторые их свойства.
Задачи работы:
1. Отработать методику получения спиртовой вытяжки
пигментов листьев различных растений, подготовить вытяжку для
проведения дальнейших опытов;
2. Произвести разделение пигментов ксантофиллов и
хлорофиллов по Краусу;
3. Провести реакцию омыления хлорофиллов и оценить
растворимость солей хлорофиллиновой кислоты в бензине и
спирте;
4. Изучить
значение
металлорганической
связи
в
порфириновом кольце молекулы хлорофилла в обеспечении его
окраски, провести реакции феофитинизации и восстановления
металлорганической связи;
5. Провести разделение пигментов в вытяжке методом
бумажной хроматографии.
6. Провести обсуждение полученных результатов после
выполнения каждого из пяти этапов работы в соответствии с
задачами.
Материалы и оборудование: свежие листья различных
растений (герань, хлорофитум, колеус, традесканция и Др.).. 85%-й
этиловый спирт, бензин, 20%-й раствор КОН, 10%-Й НС1,
уксуснокислый цинк кристаллический, вода, кварцевый песок,
фарфоровая ступка, пестик, воронка, 5 пробирок, спиртовка,
фильтровальная бумага.
Дополнительные указания: Поскольку каждая из укатанных
выше задач представляет собой самостоятельную работу,
требуется обсуждение результатов после выполнения каждого
этапа действий.
Теоретическое обоснование
Пигменты, или окрашенные органические вещества
различной химической природы, способные избирательно
поглощать свет в видимой области солнечного спектра, являются
основным
светочувствительным
компонентом
в
фотосинтетическом
аппарате
(ФСА).
Фотосинтетические
пигменты входят в состав светособирающих комплексов (ССК) и
реакционных центров (РЦ) первой и второй фотосистемы (ФС-1 и
ФС-11), которые локализованы в тилакоидных мембранах
хлоропластов. В мембранах хлоропластов протекают световые
реакции фотосинтеза, в ходе которых происходит преобразование
энергии поглощенных пигментами квантов света в энергию
химических связей АТФ и НАДФН2. Накопленная в световой фазе
энергия используется в биохимических реакциях восстановления
С02 до углеводов, которые протекают в строме хлоропластов
(темновая фаза фотосинтеза).
Фотосинтетические пигменты относятся к трем классам
веществ: хлорофиллы, каротиноиды и фикобилины.
Хлорофиллы (зеленые пигменты растений) по химической
природе относятся к сложным эфирам дикарбоновой кислоты
хлорофиллина (МgN4OН30С32 (СООН)2) и двух спиртов - метанола
(СН5ОН) и фитола (С20Н39ОН). Основу молекулы хлорофилла
составляет Мg-порфириновый комплекс, состоящий из четырех
пиррольных колец, соединенных метановыми мостиками =СН-, и
центрального атома магния, соединенного с атомами азота
пиррольных колец. Кроме того, в ядре молекулы хлорофилла
имеется циклопентановое кольцо, содержащее карбонильную
группу.
Зеленая окраска хлорофиллов (и спектр поглощения в целом)
определяется прежде всего наличием двойных конъюгированных
связей в порфириновом кольце и металлорганической связью с
магнием. При замещении атома Мg на водород действием на
спиртовую вытяжку хлорофилла соляной кислотой образуется
феофитин,
имеющий
бурый
свет.
Восстановление
металлорганической связи в молекуле феофитина в результате
замещения водорода на какой-либо металл (например, цинк или
медь) снова возвращает металлозамещенному хлорофиллу
зеленую окраску.
Молекула
хлорофилла
поляризована,
т.е.
имеет
гидрофильный участок, представленный Мg-порфириновым
комплексом, и гидрофобный "хвост", образованный остатком
ненасыщенного спирта фитола (он растворим в липидах и служит
для закрепления или "заякоревания" молекулы хлорофилла в
билипидном
слое
фотосиитетимеской
мембраны).
Это
обусловливает хорошую растворимость хлорофиллов в
неполярных растворителях, например, бензине. Но для полного
извлечения хлорофиллов из листьев обычно используют этиловый
спирт или ацетон, содержащие небольшое количество воды,
необходимой для гидролиза хлорофилл-белковых комплексов в
мембранах хлоропластов. В воде хлорофиллы, как и все другие
фотосинтетические пигменты, нерастворимы,
Характерным свойством хлорофиллов как эфиров является их
способность к омылению. В присутствии щелочи (например, КОН
или NaОН) происходит отщепление спиртов и образуются соли
хлорофиллиновой кислоты, имеющие зеленую окраску, как и
хлорофиллы, но не растворимые в неполярных растворителях
(бензине).
В настоящее время известно около 10 видов хлорофиллов,
отличающихся системой сопряженных связей и заместителями (а
следовательно, и максимумами поглощения в синей и красной
областях спектра). У высших растений и водорослей основным
пигментом является хлорофилл "а", а в качестве сопровождающего
- хлорофилл "b". Бурые и диатомовые водоросли содержат
дополнительно хлорофилл "с", а красные - хлорофилл "d"'. У
фотосинтезируюших бактерий обнаружены аналоги хлорофиллов бактериохлорофиллы,
Каротинонды (желтые, красные и оранжевые пигменты) по
химической природе относятся к полиеновым соединениям.
Широко распространенными из каротиноидов являются: каротины
(например, 3-каротин; С40Н56) - непредельные углеводороды,
имеющие два симметрично расположенных иононовых кольца,
соединенных длинной углеводородной цепью, состоящей из 4
остатков изопрена; ксантофиллы (например, лютеин; С40 Н54 (ОН)2)
- окисленные производные каротинов, имеющие в каждом
иононовом кольце спиртовую группу. Ксантофиллы, как и
каротины, имеют максимумы поглощения света в сине-голубой
области спектра, но, будучи многоатомными спиртами, почти
нерастворимы в бензине.
Фикобилины (красные, голубые, синие пигменты) являются
тетрапирролами с открытой (разомкнутой) цепью, имеющей
систему конъюгированных двойных и одинарных связей.
Поглощают фикобилины (например, фикоэритрины, фикоцианины
и др.) в зеленой и желтой областях спектра солнечного света, они
обнаружены только у глубоководных водорослей и выполняют
функцию дополнительных пигментов в ССК.
В данной работе предполагается получение спиртовой
вытяжки смеси основных фотосинтетических пигментов
(хлорофиллов, каротиноидов) из листьев высших растений и ее
использование для дальнейшего разделения и изучения некоторых
свойств отдельных пигментов.
Этапы выполнения работы:
1. Измельчить 3-4 листа среднего размера выбранного
растения ножницами над ступкой. Добавить щепотку песка и 3-5
мл спирта.
Растереть материал пестиком до кашицеобразной массы и
добавить 10 мл спирта. Размешать материал пестиком и
отфильтровать вытяжку через бумажный фильтр в пробирку.
Бумажный фильтр оставить в воронке до подсыхания (для
выполнения задачи 5). Разделить вытяжку поровну в четырех
пробирках.
Результаты 1-го этапа: описать цвет получившейся
вытяжки, сделать вывод о растворимости пигментов в спирте.
2. Провести разделение пигментов по Краусу. Для этого в
первую из 4 пробирок с вытяжкой добавить несколько больший
объем бензина и 2-3 капли воды (чтобы спирт не смешивался с
бензином). Закрыть пробирку, несколько раз энергично встряхнуть
и дать отстояться.,
Результаты 2-го этапа: отметить окраску верхнего и
нижнего слоев (бензин легче спирта); обсудить растворимость
пигментов в различных растворителях и причину разделения
пигментов по фракциям
3. Провести омыление хлорофилла щелочью. Для этого во
вторую пробирку с вытяжкой пигментов добавить 5 капель 20%-го
раствора КОН, взболтать и прилить равный объем бензина. Смесь
энергично встряхнуть и :дать отстояться.
Результаты 3-го этапа: отметить окраску бензинового и
спиртового слоев, указать, какие вещества растворены в бензине и
спирте, дописать уравнение реакции омыления хлорофилла.
4. Получение феофитина и восстановление металл
органической связи. В третью пробирку с вытяжкой пигментов
добавить 3 капли 10%-й соляной кислоты. Отметить окраску после
полной феофитинизации. Провести ту же реакцию в последней
пробирке. Затем внести в нее несколько кристаллов
уксуснокислого цинка и довести раствор до кипения над
спиртовкой (операцию проводить осторожно, не допуская
выплескивания раствора из пробирки). Отметить изменение
окраски, сравнить с предыдущей пробиркой.
Результаты 4-го этапа: дописать уравнение реакции
феофитинизации и восстановления металлорганической связи.
Объяснить причины изменения окраски в последних двух
пробирках.
5, Внимательно осмотреть фильтровальную бумагу,
использованную для приготовления вытяжки пигментов на первом
этапе.
Результаты 5-го этапа: отметить, какие пигменты после
разгонки на бумаге расположены ближе к краю фильтровальной
бумаги, а какие дальше. Сделать вывод о причинах разделения
пигментов на бумаге.
Содержание отчета:
Результаты и выводы по всем 5 этапам работы с формулами
реакций и выводами.
Контрольные вопросы:
1. Какие пигменты зеленого листа называются основными, а какие
вспомогательными и почему?
2. Как различаются фотосинтетические пигменты по
растворимости в органических растворителях?
3. Какие из пигментов листа наиболее устойчивы после гибели его
клеток?
4. Какие особенности химического строения хлорофилла
обеспечивают его спектр поглощения?
5. Как можно доказать, что хлорофиллы являются сложными
эфирами?
6. Перечислите функции, которые фотосинтетические пигменты
выполняют в жизни зеленого растения?
Работа 3.2. Фотосенсибилизируюшее действие хлорофилла
в окислительно-восстановительных реакциях
Цель работы. Изучить фотосенсибилизирующее действие
вытяжки хлорофилла на окислительно-восстановительные реакции
в модельной системе.
Задачи работы:
1. Исследовать работу модельной системы со всеми компонентами
на свету,
2. Исследовать работу модельной системы в темноте;
3. Исследовать работу модельной системы при отсутствии донора
(аскорбиновая кислота);
4. Исследовать работу модельной системы при отсутствии фото
сенсибилизатора (хлорофилла).
Материалы и оборудование: листья герани для получения
спиртовой вытяжки хлорофилла, спирт, кварцевый песок,
аскорбиновая кислота кристаллическая, 0,04%-й раствор
метиленового красного в этаноле, ступка с пестиком, воронка,
фильтровальная бумага, 4 пробирки в штативе, черная бумага,
настольная лампа на 200-300 Вт, карандаш по стеклу.
Теоретическое обоснование
Процесс передачи энергии поглощенного пигментами света
на окислительно-восстановительные превращения других веществ
называется
фотосенсибилизацней
Хлорофилл
в
фотосинтетическом
аппарате
клетки
играет
роль
фотосенсибилизатора системы реакций переноса электронов и
протонов от донора к акцептору, запуская первичный акт
запасания солнечной энергии - разделение зарядов в реакционных
центрах фотосистем. В ходе световых реакций фотосинтеза
энергия фотовоэбужденного хлорофилла передается на процессы
фотоокисления воды (донор) с последующим переносом
электронов и протонов на конечный акцептор – НАДФ+ или другие
окисленные продукты.
Сходное
действие
суспензии
хлорофилла
можно
продемонстрировать
на
модельной
системе,
впервые
предложенной АА-Красновским. Если в эту систему поместить
донор электронов (аскорбиновую кислоту) и акцептор
электронов (метиленовый красный краситель), то на свету
происходит необратимое восстановление красителя (М) до
бесцветной формы (МН2), а аскорбиновая кислота (АН2)
окисляется в дегидроаскорбиновую (А) согласно схеме:
АН2 + М => А + МН2
В данной работе для демонстрации восстановления
метиленового красного красителя как фотосенсибилизированную
хлорофиллом химическую реакцию проводятся контрольные
опыты с включением света, аскорбиновой кислоты или
хлорофилла, что воспроизводит опыт, известный как «реакция
Красновского».
Этапы выполнения работы:
1. Приготовить спиртовую вытяжку хлорофилла.
2. В первые 3 пробирки налить по 5 мл вытяжки хлорофилла,
а в 4-ю - 5 мл этилового спирта.
3. Внести в 1-ю, 2-ю и 4-ю пробирки кристаллическую
аскорбиновую кислоту до насыщения (избыток реактива осядет на
дно). Добавить во все пробирки по каплям раствор метиленового
красного до перехода окраски в красно-бурую (в 4-й пробирке - до
ярко-красной) и хорошо их встряхнуть.
4.Вторую пробирку обернуть черной светонепроницаемой
бумагой.
5. Выставить все пробирки, кроме второй, на свет настольной
лампы и через 15-20 мин отметить изменения окраски в каждой из
них Результаты записать в табл. 3.1.
№
1.
2.
3.
4.
Результаты работы:
Таблица 3.1. Изменение окраски суспензии на свету
Условия работы
Окраска
Хл.
Спирт АН2
Свет В
начале В конце
опыта
опыта
+
_
+
+
Краснобурая
+
_
+
_
Краснобурая
+
_
_
+
Краснобурая
_
+
+
+
Яркорозовая
Содержание отчета:
Таблица. Выводы.
Контрольные вопросы:
1. Почему концентрированные растворы хлорофилла на
рассеянном свету имеют темно-красный цвет?
2. Какую роль играет хлорофилл в первичных фотосинтетических
реакциях?
3. Что означает фотосенсибилизирующее действие хлорофилла
каков его механизм?
4. Зависит ли реакция Красновского от температуры и почему?
Работа
3.3.
Обнаружение
фотосинтеза
методом
крахмальной пробы Сакса
Цель работы. Доказать с помощью пробы Сакса образование
крахмала в листьях на свету.
Задачи работы:
1. Сравнить открытую и закрытую экраном части листа с
использованием пробы Сакса;
2. Обсудить необходимые условия для нормального
протекания процесса фотосинтеза, использованные при постановке
опыта.
Материалы и оборудование: растение герани (выдержанное
2-3 дня в темноте для обескрахмаливання листьев), раствор I2 в КI,
этиловый спирт, сода в бюксе, 20%-й раствор НСI, экран с
вырезанной фигурой, скрепки, стаканчик с водой, настольная
лампа для освещения листьев в опыте, стеклянный колпак,
пробирка, спиртовка, держатель.
Дополнительные указания:
1. Для получения хороших результатов растение (герань)
должно быть хорошо полито и выдержано в темноте 2-3 дня. За это
время имеющийся в листьях крахмал превратится в сахара, часть
которых будет использована на дыхание растения.
2. Нагревание пробирки с водой, и особенно со спиртом,
требует особой осторожности, т. к. при бурном кипении может
произойти выплескивание и возгорание спирта.
Теоретическое обоснование: В процессе фотосинтеза
происходит поглощение и преобразование энергии света
пигментными системами хлоропластов, находящихся в зеленом
листе. Лист как орган фотосинтеза сложен по своей организации.
Поглощение углекислого газа листом осуществляется только при
открытых устьицах, когда клетки листа достаточно насыщены
водой. Одновременно с этим лист осуществляет транспирацию.
Этому способствует губчатая ткань с системой межклетников и
рыхлорасположенных
хлорофиллсодержаших
клеток.
Ассимиляционной тканью является, преимущественно, палисадная
ткань, где активно синтезируются и накапливаются конечные
продукты фотосинтеза, в первую очередь, - углеводный
биополимер крахмал. Проводящая система листа обеспечивает
отток ассимилятов в другие части растения. Экспериментальным
доказательством того, что лист является основным органом
фотосинтеза, может служить опыт, предложенный немецким
ботаником-физиологом растений Юлиусом фон Саксом,
позволяющий выявить наличие образующегося на свету, при
оптимальных условиях водоснабжения и содержания углекислого
газа, крахмала в предварительно обескрахмаленных листьях
цветкового растения. Этот опыт получил название «пробы
Сакса». Суть опыта заключается в том, что при наложении на лист
светонепроницаемого экрана с вырезанной на нем какой-либо
фигурой крахмал при освещении образуется только в этой
открытой части трафарета, что можно выявить с помощью йодной
реакции (в присутствии йода крахмал приобретает синефнолетовую окраску). К. А. Тимирязев назвал это явление
"фотографией в природе".
Этапы выполнения работы:
1. От герани отрезать лист средних размеров с черешком и тут
же поместить черешком вниз в стаканчик с водой. Из плотной
бумаги (желательна черная фотографическая бумага) сделать
двусторонний экран размером с лист и вырезать а нем какую-либо
сквозную фигуру. Накрыть этим экраном лист, по краям
зафиксировать скрепками. Можно также вместо экрана приложить
к листу не очень темный, но контрастный негатив.
2. Поместить стаканчик с листом под стеклянный колпак. Под
колпаком необходимо создать избыток углекислого газа в
результате взаимодействия соды с соляной кислотой (в чашку
Петри с соляной кислотой подсыпать чайную ложку соды).
Осветить лист электролампами, расположив их на расстоянии 2030 см от передней стенки стеклянного колпака. Оставить систему
на свету на 40-50 мин.
3. После световой экспозиции лист освободить от экрана,
свернутгь в трубочку, поместить в пробирку черешком вверх и
залить водой так, чтобы полностью погрузить листовую
пластинку. Далее пробирку закрепить в держателе и прокипятить
на спиртовке в течение 1-3 мин для того, чтобы разрушить клетки
и облегчить извлечение хлорофилла из листа. Затем следует слить
воду и осторожно прокипятитъ лист в течение 2-3 мин в спирте до
полного извлечения хлорофилла из листа. Спирт слить в
отдельную емкость. Размягчить лист, добавив в пробирку воду.
Осторожно за черешок вытащить его из пробирки и расправить в
чашке Петри с раствором йода.
4.Через 5-10 мин вытащить лист из йода, промыть водой,
обсушить фильтровальной бумагой и внимательно осмотреть.
Содержание отчета: Зарисовать опытную установку,
записать результаты осмотра листа, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. Будет ли одинакова интенсивность окрашивания в йоде
открытой части листа при ее освещении красным и зеленым
светом? Почему?
2. Благоприятны ли избыточно высокие концентрации углекислого
газа для фотосинтеза?
1. Как можно доказать, что лист является основным органом
фотосинтеза?
2. Растение было освещено сначала желтым, а затем синим светом
той же интенсивности, В каком случае должно наблюдаться более
интенсивное поглощение углекислого газа листьями и почему?
3. Назовите основные условия, необходимые для процесса
образования крахмала в листьях. Ответ обоснуйте.
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №4.
ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ
Работа 4.1. Обнаружение дегидрогеназ в растениях
Цель работы: Дать характеристику работы дегидрогеназ в
различных растительных объектах.
Задачи работы:
1. Проследить за изменением окраски метиленовой сини в
живых и мертвых клетках семян гороха и клубне картофеля.
2. Сравнить уровень активности дегидрогеназ (по скорости
обесцвечивания метиленовой сини) в семенах гороха и клубне
картофеля.
Материалы и оборудование: наклюнувшиеся семена гороха,
клубень картофеля, р-р метиленовой сини (50 мг/л) в колбочке,
дистиллированная вода, электроплитка, водяная баня, скальпель,
термометр, 2 колбы на 200 мл, 2 фарфоровые чашки, 4 пробирки с
резиновыми пробками, держателя для пробирок, спиртовка,
карандаш по стеклу.
Дополнительные указания:
1. Для выполнения работы семена гороха замочить за 2 дня,
использовать только наклюнувшиеся семена.
2. Кусочки из клубня картофеля вырезать непосредственно
перед постановкой опыта, размеры
кусочков должны
соответствовать размерам семядолей гороха.
Теоретическое обоснование
Дыхание - система окислительно-восстановительных реакций,
в ходе которых в аэробных условиях происходи разложение
сложных органических соединений (белков, жиров, углеводов) до
углекислого газа и воды, сопровождающееся синтезом АТФ,
необходимой для всех процессов жизнедеятельности организма.
Согласно теории биологического окисления, в процессе дыхании
происходит поэтапное окисление субстратов способом переноса
электронов и протонов от донора к акцептору (но не в результате
присоединения кислорода к окисляемому субстрату, как это
происходит при горении). Условно, процесс дыхание разбивают на
два этапа:
1) активация водорода (электрона) субстрата и перенос его на
промежуточный
акцептор
в
бескислородных
условиях
(анаэробный процесс);
2) перенос электронов и протонов от промежуточных
акцепторов (коферменты НАДН2, ФАДН2, НАДФН2) на конечный
(кислород), или активация кислорода (аэробный процесс).
Основными ферментами, катализирующими процессы
переноса протонов и электронов от донора к акцептору, являются
дегидрогеназы (ферменты из класса оксидоредуктаз). В
настоящее время известно более 150 видов дегидрогеназ,
подразделяющихся на аэробные дегидрогеназы (работают в
присутствие кислорода) и анаэробные.
Для демонстрации механизма работы дегидрогеназ в процессе
дыхания можно использовать модельный лабораторный
эксперимент, в котором в качестве донора протонов служат
органические вещества в составе растительного материала, а
акцептором - метиленовая синь, которая при восстановлении
переходит в бесцветную лейкоформу:
R-Н2 + М → R + М-Н2
R-Н2 - субстрат; М - метиленовая синь; R - окисленный
субстрат; М-Н2 - лейкоформа
В аэробных условиях при соприкосновении восстановленной
лейкоформы метиленового красителя с кислородом происходит ее
самопроизвольное окисление до исходной формы и синефиолетовое окрашивание красителя восстанавливается;
2М-Н2 + О2 = М + 2Н 2О. В данной реакции дегидрогевазы не
участвуют.
Этапы выполнения работы:
1. Очистить от кожуры 10 наклюнувшихся семян гороха,
разделить их на семядоли и поместить и фарфоровую чашку.
2. Вырезать из клубня картофеля 10 одинаковых кусочков и
поместить во вторую фарфоровую чашку
3. В первую пробирку поместить 5 кусочков клубня
картофеля, во вторую - 10 семядолей гороха. В обе пробирки
налить воды и в течение 3 мин прокипятить над пламенем
спиртовки для дезактивации дегидрогеназ. (Эту операцию можно
провести в колбах на электроплитке). Затем воду из пробирок
слить и остудить материал до комнатной температуры.
4. В третью и четвертую пробирки поместить оставшийся
растительный материал. Во все четыре пробирки налить раствор
метиленовой сини и оставить на 10 мин.
5. Затем раствор красителя аккуратно слить из пробирок в
колбочку. Тщательно промыть материал в пробирках под краном.
6. Промытый растительный материал залить до краев
пробирок дистиллированной водой и закрыть пробками (во
избежание контакта с кислородом воздуха). Затем, поставить
пробирки в водяную баню при температуре 25-30°С и следить за
изменением окраски (обесцвечиванием окрашенного материала) в
течение 15-20 мин.
7. Аккуратно слить из пробирок вою воду и высыпать
растительный материал в фарфоровые чашки. Наблюдать за
восстановлением синего окрашивания под действием кислорода
воздуха.
8. Результаты наблюдений занести в таблицу 4.1.
Результаты работы:
Таблица 4.1. Обнаружение действия дегидрогеиаз по
изменению окраски растительного материала
Вариант опыта Окраска материала
после
после
при
выдерживания выдерживания выдерживании
в красителе
в водяной бане на воздухе
картофель
(кипячение)
горох
(кяпячение)
картофель (без
кипячения}
горох
(без
кипячения)
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. В чем состоит суть биологической теории окисления?
2. Какую роль в процессе дыхания играют дегидрогеназы?
3. От каких факторов зависит активность работы
дегидрогеназ?
4. Почему в данной работе используются наклюнувшиеся
семена гороха, я не сухие?
5. Будет ли происходить обесцвечивание окраски красителя в
присутствии растительного материала, если вместо метиленовой
сини использовать нейтральный красный краситель? Почему?
Работа 4.2. Обнаружение пероксидазы в соке клубня
картофеля
Цель работы: Изучить каталитическую роль ферментов на
примере работы пероксидазы в соке клубня картофеля.
Задачи работы:
1. Провести обнаружение пероксидазы в соке клубня
картофеля и определить условия ее работы.
2. Исследовать необходимые условия для протекания реакции
окисления гидрохинона в хинон,
Материалы и оборудование: клубень картофеля, 1%-ный р-р
гидрохинона, 3%-ный р-р перекиси водорода, вода, нож, терка,
марля, воронка, 4 пробирки в штативе, пипетки на 1 и 5 мл,
коническая колба на 50 мл, спиртовка, держатель для пробирок.
Дополнительные указания:
1. Гидрохинон при взаимодействии с кислородом воздуха
быстро окисляется, поэтому необходимо пользоваться только
свежим раствором.
2. Получение картофельного сока следует производить в
последнюю очередь, когда пробирки с реактивами уже готовы к
работе. Это связано с тем, что содержащаяся в соке
полифенолоксидаза в аэробных условиях быстро окисляет
полифенолы картофеля, в результате чего картофельный сок
приобретает маскирующую бурую окраску.
Теоретическое обоснование
К пероксидазам относят большую группу ферментов из
класса оксидоредуктаз, катализируюших в растениях окисление
различных полифенолов, аминов, жирных кислот и др. и
использующих в качестве конечного акцептора электронов и
протонов перекись водорода или органические перекиси.
Пероксидазы играют важную роль в дыхании растений,
катализируя окисление дыхательных хромогенов в дыхательные
пигменты, а также пероксидазы пероксисом участвуют в
фотодыхании.
Обнаружение пероксидаз в соке клубня картофеля основано
на изменении окраски с буровато-красной до темно-вишневой при
окислении гидрохинона в хинон по схеме:
Этапы выполнения работы:
1.В каждую из четырех пробирок внести по 5 мл р-ра гидрохинона.
Затем, в первую, вторую и четвертую пробирки добавить по I мл рра перекиси водорода. Пробирки пронумеровать и оставить в
штативе.
2. Почистить ножом клубень картофеля и натереть над марлей с
помощью крупной терки некоторое количество картофельной
мезги. Марлю свернуть и отжать картофельный сок в коническую
колбочку через воронку.
3. Отлить в отдельную емкость 5-6 мл сока и в течение 2 мин
прокипятить над пламенем спиртовки для дезактивации
пероксидазы.
4. В первую и третью пробирки добавить по I мл не кипяченого
картофельного сока. А в четвертую пробирку
1 мл
прокипяченного картофельного сока.
5. Через 10-15 минут отметить изменение окраски во всех
пробирках. Результаты занести в таблицу 4.2.
6. Вторую пробирку (без картофельного сока) нагреть над
пламенем спиртовки и отметить изменение окраски.
Результаты работы:
Таблица 4.2. Изменение окраски смеси в пробирках при
различных условиях проведения опыта
№
Состав смеси в пробирках
Окраска раствора в
пробирках
Картоф. сок
Н2 О2 гидрохинон
1.
+
+
+
2.
+
+
3.
+
+
4.
+ (кипяч.)
+
+
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. Какие классы ферментов участвуют в реакциях дыхания? Какую
работу они выполняют?
2. Какие условия необходимы для ускорения биохимической
реакции? Что необходимо для изменения направления
биохимической реакции?
3. Почему данный опыт приводится именно при изучении
раздела "Дыхание растений"?
4. Какое значение имеет пероксидаза в обмене веществ растения?
Работа 4.3. Получение шкалы гидролиза крахмала
амилазой при различных температурах
Цель работы: Определить зависимость скорости гидролиза
крахмала амилазой от температуры.
Задачи работы:
1. Определить скорость гидролиза крахмала амилазой при
комнатной температуре (18-20°С), при 35°С и 45°С
2. Дать количественную оценку зависимости активности
амилазы от температуры.
Материалы и оборудование: солодовая вытяжка в
стаканчике, 1%-иый крахмальный клейстер, слабый р-р 1 в К1,
вода, водяная баня, штативы с 24 пробирками, 3 пипетки на 5 мл, 3
пипетки па I мл, термометр, часы с секундной стрелкой.
Дополнительные указания:
1. Солодовую вытяжку следует готовить непосредственно
перед занятием. Для этого 10 г солода поместить в колбу и залить
50 мл теплой воды (35-40°С), хорошо взболтать и дать отстояться в
течение 30-40 мин. После этого смесь, содержащую активную
амилазу, профильтровать через фильтровальную бумагу.
2. После добавления солодовой вытяжки к крахмальному
клейстеру сразу начинается процесс гидролиза. Поэтому перед
началом опыта необходимо подготовить все оборудование: налить
р-р йода в пробирки, приготовить пипетки, довести водяную баню
до нужной температуры, подготовить часы для точного отсчета
времени.
3. После знакомства с этапами выполнения работы четко
распределить обязанности между членами бригады (по 3-4 чел.).
Целесообразно, чтобы каждая бригада выполняла работу не со
всеми тремя температурными диапазонами, а только с одним.
4. Поскольку интенсивность окрашивания крахмального
клейстера в растворе Йода по мере гидролиза будет постепенно
снижаться, результаты опыта можно оценить по многобальной
системе (например, по 12-балльной). Причем, оценивание
проводить по всем трем опытам (для трех температурных
диапазонов) сразу, присвоив наиболее интенсивной окраске 12
баллов (окрашивание в первых трех пробирках для времени 0), а
отсутствие окрашивания обозначить за 0 (последние пробирки со
светло-желтой окраской йода).
Теоретическое обоснование
Субстратами для клеточного дыхания в растительных клетках
могут служить многие восстановленные органические соединения
(прежде всего углеводы), химически устойчивые и потому
запасаюшиеся впрок. Основным резервным углеводом растений
является крахмал, состоящий на 25% из линейной цепи глюкозы,
называемой амилозой, и на 75% - из разветвленной цепи, или
амнлоиектина. Образуется крахмал в хлоропластах и амилопластах
и откладывается в клетках в виде крахмальных, зерен. В реакции
дыхательного обмена включается не сам крахмал непосредственно,
а его мономер - глюкоза, которая образуется в процессе его
гидролиза.
Гидролизуется крахмал под действием фермента амилазы
через
ряд
промежуточных
продуктов
с
постепенно
уменьшающейся
молекулярной
массой,
называемых
декстринами. Проследить за процессом гидролиза крахмала
можно с помощью раствора йода, который окрашивает крахмал в
синий свет, амилодекстрин - в фиолетовый, эритродекстрин - в
красный, ахродекстрии - в оранжевый, а с мальтодекстрином и
глюкозой окрашивания не дает.
В данной работе приводится метод определения активности
амилазы, получаемой из измельченных зерен пшеницы (солод), по
скорости появления промежуточных декстринов при различных
температурах.
Этапы выполнения работы:
1. В трех штативах расставить по 7 пробирок и налить, в
каждую по 5 мл р-ра йода (каждая из трех бригад работает со
своим набором пробирок).
2. В три пробирки налить по 5 мл крахмального клейстера.
Первую пробирку (для первой бригады) оставить при комнатной
температуре (поставить в один из штативов с семью йодными
пробирками). Вторую (для второй бригады) поместить в водяную
баню, нагретую до 35°С. или в колбу с водой нужной температуры.
Третью (для третьей бригады) поместить в водяную баню,
нагретую до 45°С.
3. Когда пробирки с крахмальным клейстером прогреются,
добавить в каждую по 1 мл солодовой вытяжки, сразу засечь время
начала опыта, пробирки быстро взболтать и немедленно взять
пипетками из этих пробирок по 0.5 мл смеси. Взятые пробы внести
в первые пробирки с р-ром Йода в каждом из трех штативов.
Получившуюся смесь взболтать. Пипетки немедленно сполоснуть.
4. Строго через две минуты после начала опыта взять вторую
порцию крахмального клейстера с солодом (по 0.5 мл) из
опытных пробирок и немедленно перелить но вторую тройку
пробирок с р-ром йода. Пробирки взболтать, пипетки вымыть и
приготовиться для взятия проб для третьего временного интервала
от начала опыта.
5. Повторить операций п.4 для всех временных интервалов,
указанных в таблице 4.3. В зависимости от активности фермента
временной интервал между взятием проб может быть изменен по
совету преподавателя.
6. Оценить результаты всех трех опытов по многобалльной
системе, как приведено в п.4 дополнительных указаний, записать в
таблицу 4.3.
7. По данным таблицы 5.3 построить на одной оси координат
графики протекания гидролиза во времени для всех трех
температур. По оси X отложить время в минутах, по оси V
величины баллов.
8. Для характеристики активности фермента амилазы при
каждой температуре определить время полугидролиза крахмала.
Для этого от среднего значения на оси V (для 12-бальной системы
- это 6) провести перпендикуляр до точки пересечения с каждым из
трех графиков протекания гидролиза во времени. От этой точки
провести перпендикуляр на ось X. Записать определенное таким
образом время полугидролиза ниже графика.
9. Построить график зависимости времени полугидролиза
от температуры, отложив на оси X исследованный температурный
диапазон от 20 до 450С.
Результаты работы:
Таблица 4.3. Изменение
интенсивности окрашивания
крахмального клейстера в йоде в ходе гидролиза
Температура Интенсивность окрашивания, баллы
°С
0
2
4
6
8
10
мин мин мин мин мин мин
20
35
45
12
мин
14
мин
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, по таблице сделать графики, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. С чем связали изменения активности амилазы при
изменении температуры?
2. Какое отношение процесс гидролиза крахмала имеет к
дыханию растений? Можно ли амилазу считать дыхательным
ферментом?
3. Какие вещества могут служить в качестве субстратов
дыхания? Как можно установить, какое вещество используется
данным растением в качестве основного субстрата дыхания?
4. Для чего растениям требуется запасать энергию
фотосинтеза в виде углеводов (крахмала)?
Работа 4.4. Определение интенсивности дыхания по
количеству выделенного углекислого газа (по БойсенИенсену).
Цель работы: Освоить методику и провести определение
интенсивность дыхания листьев различных растений.
Задачи работы:
1. Методом титрования определить, количество углекислого
газа, выделившегося в процессе дыхания растительного материала
в колбе.
2. После проведения опыта рассчитать интенсивность
дыхания предложенного растения.
3. Дать сравнительную характеристику интенсивности
дыхания различных растений (по данным других бригад).
Материалы и оборудование: листья комнатных растений
(традесканция, герань, хлорофитум и др.) или проросшие семена
гороха (пшеницы), 0.1 н р ры Ва(ОН)2 и НCl, фенолфталеин, весы,
бюретка для титрования, 2 одинаковые колбы на 250 мл,
резиновые пробки, кусок марли, нитки.
Дополнительные указания:
1. Все операции по открыванию и закрыванию колб,
выниманию из них растительного материала, добавлению барита и
другие производить быстро и осторожно, не допуская нагревания
колб теплом рук, исключая газообмен между атмосферным
воздухом и содержимым колб.
2. Пользоваться только свежеприготовленным баритом,
Время контакты барита с атмосферным воздухом должно быть
сведено до минимума (емкости с баритом открывать только при
переливании раствора).
4. Титровать содержимое колбы соляной кислотой следует
аккуратно, по каплям, постоянно взбалтывая колбу и не допуская
перетитровки, поскольку разница в объемах соляной кислоты,
пошедшей на титрование в опытной и контрольной колбах, может
быть очень мала (до десятых долей мл).
Теоретическое обоснование
Процесс дыхания растений в его внешнем проявлении можно
рассматривать как один из способов газообмена растительного
организма с окружающей средой, в ходе которого из воздуха
поглощается кислород, а выделяется углекислый газ и вода. У
растений отсутствуют дыхательные движения, поэтому
поглощение и выделение газов происходит пассивным путем
(преимущественно через устьица), по градиенту парциального
давления газа в межклетниках тканей растения и окружающим
воздухом.
Учет скорости поглощения кислорода или выделения
углекислого газа можно использовать для определения
интенсивности дыхания растения. Интенсивность дыхания
можно выразить как количество выделенного углекислого газа
на единицу массы растительного материала в единицу времени
(мл/г-ч).
Интенсивность дыхания конкретного растения не является
постоянной величиной, она меняется в широких пределах в
зависимости от множества факторов. Самой высокой
интенсивностью дыхания отличаются молодые растения и
прорастающие семена. Наиболее активно у зрелого растения
дышат репродуктивные органы, затем листья, слабее - стебли и
корни. При неблагоприятных условиях среды (стрессовые
температуры, дефицит или избыток влаги, низкая или чрезмерно
высокая освещенность) интенсивность эффективного дыхания (т.е.
поставляющего энергию в виде АТФ) снижается. Поэтому
определение интенсивности дыхания является важным приемом
для диагностики физиологического состояния растения в целом.
В данной работе предлагается один из наиболее простых и
широко используемых методов расчета интенсивности дыхания.
Опыт проводится в замкнутом объеме воздуха (колбе), в которой
выделяемый навеской растительного материала углекислый газ
поглощается раствором щелочи известной концентрации:
Ва(ОН) 2 + СО 2; = ВаСО3 + Н 2О
При этом часть щелочи нейтрализуется, а остаток ее титруют
соляной кислотой:
Ва(ОН) 2 +2 НСl = ВаСl 2 + 2 Н 2О
Сравнивая объем соляной кислоты, пошедшей на титрование
оставшейся щелочи в опыте, с объемом НС1 - в контроле (без
навески растительного материала), определяют количество
выделившегося в ходе дыхания углекислого газа.
Этапы выполнения работы:
1.
Взвесить на весах 5 г свежесрезанных листьев без
черешков предложенного растения или наклюнувшихся семени.
Завернуть навеску в марлю н перевязать ниткой,
2. Добавить в первую (опытную) колбу 2-3
капли
фенолфталеина и налить 10 мл барита. После этого быстро
поместить в колбу приготовленный растительный материал (нитка
должна свисать через край колбы) и плотно закрыть колбу
пробкой. Материал в марле не должен касаться дна колбы с
баритом. Отметить время начала опыта и поставить колбу в темное
место на 1 час.
3. Ту же операцию как в п.2 провести с контрольной колбой
(без растительного материала) и также оставить н темном месте на
1 час. Каждые 15-20 мин обе колбы необходимо осторожно
взбалтывать.
4. Из опытной колбы осторожно вытащить марлю с
навеской. Оттитровать оставшийся барит, аккуратно приливая
соляную кислоту до исчезновения малиновой окраски индикатора.
Отметить объем соляной кислоты, пошедшие на титрование. То же
проделать и с контрольной колбой. Результаты занести в таблицу
4.4.
5. Рассчитать интенсивность дыхания предложенного
растения по формуле:
I d = (B – A) 2,2 / mt
где B и А - результат титрования в контрольной и опытной
колбе соответственно, мл;
2.2 - количество мг СО3. эквивалентное 1 мл 0,1 н НСl;
m-навеска, г;
t - время экспозиции, ч.
Занести результаты расчетов по всем исследованным
растениям (а также результаты других бригад) в таблицу 5.4.
6. В обсуждении дать сравнительную характеристику
интенсивности дыхания исследованных растений.
Результаты работы:
Таблица 4.4. Интенсивность дыхания различных растений
Объект
Герань
Традесканция
Колеус
t
m
эксп., навеска,
ч
г
Расход НС1, мл
Опыт Контроль
Интенсивность
дыхания, I d
мг/г-ч
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. В какой колбе (опытной или контрольной) на титрование
барита пойдет больше соляной кислоты и почему?
2. Что такое интенсивность дыхания и какими методами ее
можно измерить?
3. От каких факторов прежде всего зависит интенсивность
дыхания? Ответ обоснуйте.
4. Какие анатомические особенности листьев обеспечивают
дыхательный газообмен растения?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №5.
МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ РАСТЕНИЙ.
Работа 5.1. Микрохимический анализ золы растений
Цель работы: Провести определение качественного состава
золы растения с использованием микрохимического метода.
Задачи работы:
1. Приготовить солянокислую вытяжку из золы растения;
2. Провести качественную реакцию на обнаружение иона Са2+;
3. Провести качественную реакцию на обнаружение иона Мg 2+;
4. Провести качественную реакцию на обнаружение фосфора;
5. Провести качественную реакцию на обнаружение иона Fе 3+;
6. Провести качественную реакцию на обнаружение серы.
Материалы и оборудование: зола древесная, 10%-ный р-р
NaCl, 1% H2SO 4, 10%- ный р-р NH3 , 1% - ный р-р Na2HPO4 , 1% ный р-р (NH4 ) 2Mo O 4 В 1% -ной HNO3 ,1%-иый р-р-желтой
кровяной соля в капельнице, 10%-ный ацетат свинца,
дистиллированная вода, микроскоп, 2 пробирки, воровка,
фильтровальная бумага, 4 предметных стекла, спиртовка,
стеклянная палочка.
Теоретическое обоснование
В настоящее время в живых клетках растении обнаружено
более 70-ти элементов периодической системы Д.И.Менделеева,
но только 25 из них встречаются в растениях постоянно и имеют в
достаточной степени установленное физиологическое действие.
Около 95% от всей массы растения доставляют 4 элемента углерод, кислород, водород и азот. Эти элементы составляют все
органы и ткани растения, поэтому их называют органогенами.
При сжигании растительного материала они улетучиваются в виде
разнообразных соединений. Оставшаяся несгораемая часть (около
5%) приходится на так называемые зольные элементы (зола).
Если содержание зольного элемента в тканях составляет не менее
0,001% от сухого веса, то его, по классификации В,И.Вернадского,
относят к макроэлементам (фосфор, сера., кальций, калий,
натрий, магний, железо, кремний, алюминий и др.)- Если менее
0,001% - к микроэлементам (марганец, медь, цинк, бор, хлор,
кобальт, молибден и др.).
В данной работе предлагается метод обнаружения в золе
растений некоторых макроэлементов с помощью качественных
химических реакций. Принцип метода основан на том, что для
каждого элемента подобран химический реактив, который
образует с соответствующим ионом продукт реакции, имеющий
особую форму кристаллов или характерный цвет. Поскольку эти
кристаллы имеют малые размеры, их форму и окраску выявляют
при помощи микроскопа.
Этапы выполнения работы:
1. Для получения солянокислой вытяжки насыпать около 3
3
см золы в пробирку и залить ее примерно четырехкратным
объемом 10%-ной НСl. Полученную суспензию отфильтровать в
другую пробирку для получения прозрачного фильтрата,
2. Провести на предметных стеклах качественные реакции на
Са2+ Мg2+, Fе3+, фосфор и серу в соответствии с пунктами,
указанными в результатах работы. Для этого тупым концом
стеклянной папочки нанести на предметное стекло каплю вытяжки
золы и на расстоянии 4-5 мм от нее каплю соответствующего
реактива. Затем заостренным концом стеклянной палочки
соединять капли дугообразным каналом. В месте соединения
произойдет реакция, причем по краям канала будет наблюдаться
быстрая кристаллизация продуктов реакции.
3. Рассмотреть в микроскоп на малом увеличении и
схематично зарисовать образующиеся кристаллы.
Дополнительные указания:
1. Реактивы на качественные реакции наносить на предметное
стекло строго в указанной последовательности.
2. Стеклянные палочки после нанесения каждого реактива
необходимо вымыть и вытереть фильтровальной бумагой.
3. Для более быстрого получения кристаллов после
проведения реакции предметные стекла следует слегка нагреть над
пламенем спиртовки. Во избежание разрушения кристаллов
предметные стекла ни в коем случае не перегревать.
Результаты работы
1. Обнаружение ионов кальция
Реактивом на Са:2+ служит 1%-ный р-р H2SO4, при этом СаСl2,
содержащийся в вытяжке, реагирует с серной кислотой по
уравнению: СаСl2 + Н2SО4 = СаSО4 + 2HCl Зарисовать игольчатые
кристаллы гипса.
2. Обнаружение ионов магния
Для обнаружения Мg2+ в каплю испытуемого раствора
следует сначала добавить каплю раствора аммиака, а затем
соединить канальцем с реактивом, которым служит 1%-й р-р Na2
HPO4. В результате реакции образуется фосфорно-аммиачно-
магнезиальная соль:
МgСl2 + Na2:НРО4 + NН3 = NH4 MgРО4, +2NaСl.
В зависимости от условий подсушивания продуктов реакции
появляются кристаллы в виде прямоугольников, трапеций, звезд,
сложных снежинок и т.п. Получившиеся кристаллы зарисовать.
3. Обнаружение фосфора
Для обнаружения фосфора в каплю с 1%-м р-ром молибдата
аммония на предметном стекле добавить 1%-ный р-р азотной
кислоты, получившуюся смесь соединить стеклянной палочкой с
каплей вытяжки из золы. Образуется зеленовато- желтый осадок
фосфорно-молибденовокислого аммония:
H3 PO4 + 12 (NH4)2MoO4 + 21 HNO3= (NH4)3PO4*12MoO3 + 21
NH4 NO3 + 12 H2O
4. Обнаружение ионов железа
Fe3+ обнаруживается с помощью р-ра К4[Fе(СN)6]. В
результате реакции образуется берлинская лазурь. К капле зольной
вытяжки на предметном стекле добавить но каплям желтой
кровяной соли до появления синей окраски;
4 FeCl3 + К4[Fе(СN)6]= Fе4[(Fе(СN)6]3 + 12КС1.
Отметить интенсивность синего окрашивания.
5. Обнаружение серы
Реактивом служит ацетат свинца, который с анионами SO42образует кристаллы сульфата свинца в виде игл, звезд или ромбов.
Кристаллы зарисовать.
Содержание отчета: Записать ход работы, зарисовать
кристаллы, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. Как растения в процессе роста восполняют недостаток
минеральных элементов?
2. Все ли минеральные элементы являются незаменимыми?
Как это можно доказать?
3. В каких частях растения содержание зольных элементов
больше: в древесине или листьях? В молодых или старых листьях?
Почему?
4. В какой форме химические элементы содержатся в
растениях? Приведите примеры.
Работа 5.2. Обнаружение антагонизма ионов
Цель работы: Изучить влияние растворов чистых солей и их
смеси на рост проростков пшеницы.
Задачи работы:
1.Дать сравнительную характеристику действия чистых солен
и их смеси на рост корней у проростков пшеницы.
2.Дать сравнительную характеристику действия чистых солей
и их смеси на рост надземной части у проростков пшеницы.
Материалы и оборудование: наклюнувшиеся семена
пшеницы или другой зерновой культуры, растворы солей КСl - 9
г/л и СаСl2 - 6-7 г/л (растворы готовить из химически чистых солей
на бидистиллированной воде), две пипетки на 10 мл, чашки Петри,
фильтровальная бумага, карандаш по стеклу, ножницы, пинцет,
линейка.
Дополнительные указания:
1. Опыты необходимо проводить с чистыми реактивами и в
чистой посуде. Перед каждым действием споласкивать посуду
бидистиллированной водой.
2. Зерна пшеницы замачивать за 3 дня до постановки опыта
на водопроводной воде. В опытах использовать только
проклюнувшиеся семена после 2-3-кратного промывания их в
бидистилляте.
3. Промытые семена брать только пинцетом.
Теоретическое обоснование
Минеральные вещества почвы поглощаются корнями
растения только в ионной форме. Это поглощение носит
избирательный характер и осуществляется, в основном, в
результате работы ионных насосов, встроенных в плазмалемму.
Растения, культивируемые длительное время в условиях избытка
какого-либо одного иона (например. К+, Са2+ или др.), испытывают
угнетение и погибают, даже если его концентрация ниже
токсического уровня. При этом в первую очередь страдает
корневая система, что проявляется в остановке ее роста.
Внутреннее содержимое клеток корня превращается в
бесструктурную массу, клеточные стенки ослизняются.
Угнетающее действие, оказываемое на растение одним ионом
можно значительно ослабить или полностью сиять прибавлением в
среду других ионов. Например, действие иона Al3+
уравновешивается либо тремя ионами К+, либо двумя ионами Сa2+
и одним ионом К+ и т.п. Такое явление ослабления одними ионами
ингибирующего
действия
другихионов
называется
антагонизмом ионов. Природа антагонизма ионов изучена
недостаточно. Предполагается, что различный ионы вступают в
конкуренцию за места сорбции на поверхности наружной
мембраны, за активные центры ферментов, оказывают
противоположное действие на гидратацию белков, вязкость и
проницаемость цитоплазмы и др., что приводит к
взаимокомпенсации физиологических эффектов этих ионов.
Для корректировки дефицита отдельных минеральных
веществ в почву обычно вносят смешанные растворы солей, а не
чистые растворы какой-либо одной соли. Подбирая различные
концентрации отдельных ионов, можно составить такую
комбинацию, при которой данные растения будут развиваться
лучше всего. Такие растворы, с оптимальным соотношением ионов
.называются физиологически уравновешенными.
Данная
работа,
предполагающая
обнаружение
антагонистического действия ионов на рост проростков пшеницы,
рассчитана на 2 занятия.
Этапы выполнения работы:
Занятие 1.
Проложить дно четырех сухих чашек Петри фильтровальной
бумагой, пронумеровать чашки. В первую чашку прилить 15 мл
полной смеси ионов, состоящей из 13 мл КСl и2млСаСl2. Во
вторую чашку прилить 15мл КСl, в третью-- 15 мл СаСl2 и в
четвертую - 15 мл бидистиллированной воды. Следить за чистотой
пипеток. В каждую чашку разложить, равномерно с помощью
пинцета по 10 наклюнувшихся семян пшеницы. Пинцет постоянно
всполаскивать в стакане с бидистиллятом. Накрыть чашки Петри
крышками и оставить на неделю в затененном месте.
Занятие 2.
В каждой чашке Петри измерить длину корешков и побегов
проросших зерен пшеницы с помощью линейки. Рассчитать
средние арифметические длины в каждом варианте опыта. Все
результаты занести в таблицу 5.1.
Результаты работы:
Таблица 5.1. Длина корешков и побегов проростков пшеницы
в различных средах
Варианты
Длина
Средняя,
Длина
Средняя,
опыта
корешков,
мм
побегов,
мм
мм
1. Полная
смесь
2.КСl
З.СаСl2
4. Н2О
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, сделать дополнительные расчеты, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1. Какие органы растения прежде всего реагируют на ионный
состав среды и почему?
2. Какими вероятными механизмами можно объяснить
явление антагонизма ионов?
3. Что такое уравновешенные растворы? Как их можно
получить искусственным путем? Приведите примеры природных
уравновешенных растворов.
4. Какие еще формы взаимодействия ионов, кроме
антагонизма, существуют в природе?
Работа 5.3. Обнаружение нитратов в растениях
Цель работы: Выявить присутствие нитратов в различных
частях исследуемых растений.
Задачи работы:
1. Оценить содержание нитратов по пятибалльной системе в
листовых пластинках, черешках, плодах и корнях различных
растений.
2. Дать сравнительную характеристику содержания нитратов
в молодых к старых листьях комнатных растений.
3. Сравнить комнатные растения на наличие нитратов,
выращенные ни свету и в затененных местах (или в зависимости от
других факторов).
Материалы и оборудование: листья различных комнатных
растений, корнеплоды, овощи, фрукты, 1%-н р р дифениламина н
концентрированной серной кислоте, ножницы, стеклянная
палочка, стакан с водой, предметные стекла, фильтровальная
бумага.
Дополнительные указания:
1. Для получения четкого эффекта по накоплению нитратов в
черешках и листовых пластинках следует использовать 2
одинаковых растения (например, герани), одно из которых
предварительно за 1-2 дня до работы необходимо полить слабым
раствором NaNO3.
2. Эффект на наличие нитратов в листьях разного возраста
(разных ярусов) лучше демонстрируется в зимнее время на таких
растениях, как китайский розан, лимонник, монстера и др., также
предварительно подкормленных нитратным удобрением.
3. Дифениламином следует пользоваться аккуратно, т.к. он
готовится на основе концентрированной серной кислоты. О работе
к объекту добавлять по капле небольшие порции реактива.
Теоретическое обоснование
Азот как химический элемент занимает особое место в жизни
растений, хотя на его долю приходится только около 1.5% всей
массы. Физиологическая роль азота первостепенна, так как он
входит в состав структурных белков а ферментов, нуклеиновых
кислот, липидов и др. Основной доступной для растений формой
азота в почве являются нитрат-ионы (NО3-), а так же катионы
аммония (NH4+). Нитраты легко поглощаются корневой системой
растения, но, прежде чем включиться в аминокислотный и
белковый синтез, они должны быть восстановлены в растении до
аммиака, как донора аминогрупп в реакциях переаминирования.
Это восстановление происходит преимущественно в корнях и
имеет ряд этапов (NО3-- N02- - NH3- аминокислоты), каждый из
которых катализируется особыми ферментами (нитратредуктаза,
нитритредуктаза и др.) и требует значительных затрат энергии в
виде АТФ и НАДФН2 образующихся при дыхании и фотосинтезе.
Различают три группы растений, имеющих разную
способность к такому восстановлению:
1. - растения с высокой восстановительной способностью
нитратов в корнях (многие бобовые, ряд злаковых, некоторые
плодовые деревья, брусника, голубика, черника и др.);
2. - растения с низкой восстановительной способностью
нитратов и корнях, но довольно высокой в листьях (свекла,
морковь, капуста, салат, огурцы к др.);
3. промежуточная группа растений с одинаковой скоростью
восстановления нитратов в корнях и листьях (кукуруза,
хлопчатник, томаты и др.)
При неблагоприятных условиях среды и при избытке
нитратов в почве не происходит их полного восстановления в
корнях растения. В этом случае нитраты через паренхиму корня
попадают в сосуды ксилемы и поднимаются с восходящим током к
листьям, где и накапливаются в значительных количествах.
Употребление таких растений в пищу может вызвать у человека
нарушение обмена веществ и возникновение многочисленных
болезней. В связи с этим, определение содержания нитратов в
растениях представляется весьма важной задачей.
В настоящее время существует множество методов
определения нитратов в растениях. В данной работе предлагается
достаточно чувствительный и оперативный способ с
использованием дифениламина, который в присутствии нитратиона дает синее окрашивание, по интенсивности которого можно
судить о количестве нитратов в исследуемом объекте.
Этапы выполнения работы:
1. На одно из предметных стекол поместить кусочек ткани
изучаемого объекта и тщательно размять его стеклянной палочкой
до появление жалкого сока. То же сделать с остальными
предложенными преподавателем растительными объектами.
2. Добавить к объектам 1-2 капли дифениламина и через 1-2
минуты оценить по пятибалльной шкале интенсивность
окрашивания (за I балл принять самую слабую голубоватую
окраску одною из объектов). Результаты занести в таблицу 5.2.
Результаты работы:
Таблица 5.2. Наличие нитратов в растительных объектах
Объект
Условия
Наличие нитратов, в баллах
в черешке в лист. пластинке
в мякоти
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицу, сделать выводы:
5.3 Диагностика заболеваний растений при голодании
по элементам минерального питания
Цель работы: познакомиться с признаками голодания по
отдельным элементам минерального питания у культивируемых
и дикорастущих растений.
Материалы и оборудование: гербарные листы больных
растений, цветные карандаши, атласы и книги с иллюстрациями
признаков голодания. Растения: больные листья и побеги
комнатных растений в зимний период; растения сада, огорода,
поля, леса, пустырей и т.д. в период вегетации.
Теоретическая часть
Распознавание признаков голодания растений, вызываемых
недостатком тех или иных элементов минерального питания,
крайне важно для устранения признаков заболевания путем
своевременной подкормки. Внимательное изучение признаков
голодания у растений парка, леса, окрестных полей поможет
сделать вывод о дефиците тех или иных элементов в данном
районе и дать рекомендации о состоянии почв и внесении
недостающих удобрений под культурные растения.
Этапы выполнения работы:
1. Заранее собирают больные листья и поврежденные
побеги различных растений.
2. С помощью преподавателя и с использованием
имеющихся атласов, книг, пособий и таблицы 5.3 ставят диагноз
заболевания растений. Данные вносят в таблицу 5.4.
Таблица 5.3 Признаки заболеваний растений при голодании
по элементам питания
Элемент Симптомы недостаточности
N
Слабый рост, карликовость, склероморфизм. Отношение
побеги/корни
сдвинуто
в
пользу
корней.
Преждевременное пожелтение более старых листьев, их
некротические концы
Р
Задержка цветения, отсутствие роста, фиолетовая окраска
листьев и стеблей, тенденция к скручиванию и
перевертыванию листьев
Белые и бурые пятна, рваный край листа, дырки,
отверстия в листе, краевой ожог листьев (запал). По мере
возрастания
дефицита
элемента
повреждения
увеличиваются
К
S
Сходны с симптомами азотной недостаточности.
Отставание в росте растений. Листья от бледно-зеленой
до кремовой и желтой окраски. При голодании по сере
отсутствует характерный признак азотистого голодания
— общее пожелтение всего растения
Mg
Белые или желтые пятна на листьях сливаются, лист
буреет и отмирает. При глубоком дефиците листья узкие,
по цвету — красные, оранжевые, пурпурные.
Наблюдается слабый рост и межжилковый хлороз старых
листьев
Гофрированные, сморщенные листья с некротическими
зонами. Отсутствие верхушечных почек. Нарушение
роста связанного с делением и растяжением клеток
Са
Fe
Бледно-желтая окраска ткани листьев между жилками у
молодых листьев, жилки остаются зелеными. Хлороз.
Малая мощность растения, неурожай. Старые листья
поражаются позже сходным образом
Мn
Однородная желтизна старых и молодых листьев, а также
верхушечной почки. Межжилкового хлороза на поздних
стадиях нет. На ранних — имеется угнетение роста и
межжилковый хлороз
В
Отмирание
верхушечных
почек,
закрученные,
деформированные листья; черная гниль у корнеплодов
свеклы, моркови; полые кочерыжки капусты
Zn
Ярко-желтая окраска всей поверхности листьев и зеленый
цвет жилок. Желтые полосы на листьях злаков.
Мелколистность верхушечных побегов. «Розеточность»,
«желтуха», «мелколистность», «пятнистость листьев» —
так называется дефицит Zn
Си
Бледно-желтая окраска
листьев
или полосатые
закрученные листья. Вдоль краев листьев хлороз с
последующим некрозом
Мо
Узкие, длинные, скрученные листья, выемки на листовой
пластинке, хлороз сложных листьев, включая черешок
Na
Растения
не испытывают
недостатка.
Избыток
проявляется в виде неоднородной пестроты, некроза
верхушек листьев, краев и тканей между жилками
Сl
Из видимых симптомов — увядание растений, остальные
симптомы специфичны для отдельных видов растений.
Дефицит встречается редко
Таблица 5.4 Установление диагноза заболевания по
признакам голодания растений
Вид
растения
и
местооб
итания
Орган
(побег,
лист:
верхний,
нижний)
Описание
признаков
голодания
Рисунок
Диагноз
Способы
устранения
заболевания -
Содержание отчета: заполнить таблицу 5.4; сделать рисунки;
отметить расположение больных листьев на побеге (верхние,
нижние); сделать выводы о типичных видах голодания у
растений огорода, сада, леса, поля данного района.
Контрольные вопросы:
1. Какие ферменты растений участвуют в процессах
восстановления нитратов? Какие условия для этого требуются?
2. Какой из органоидов растительной клетки больше всего
накапливает нитратов и почему?
3. Почему для листовых подкормок азотом лучше всего
использовать мочевину?
4. Как влияют такие факторы среды как засуха, яркий свет,
минеральное голодание, низкие температуры на содержание
нитратов в растениях?
5. Объясните возможные причины отсутствия нитратов в
черешках при наличии их в листовых пластинках.
6. Сок, отжатый из надземной части растения, не дал
положительной реакции с дифениламином, хотя это растение
выращивалось на богатой нитратами почве. Какой вывод можно
сделать из этого результата?
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 6.
УСТОЙЧИВОСТЬ РАСТЕНИЙ К ЭКСТРЕМАЛЬНЫМ
ВОЗДЕЙСТВИЯМ
6.1. Определение устойчивости тканей листьев растений
к высоким температурам.
Цель работы: сравнить устойчивость органов разных
растений к высоким температурам.
Материалы и оборудование: водяная баня, плитка,
термометр, кристаллизаторы, белая пластиковая пластина, 0,2 М
раствор НСl. Растения: разных экологических групп (огурцы,
полынь, одуванчик, кислица, лебеда и др.), листья разных
ярусов.
Задачи:
1.
Сравнить степень повреждения листьев при разной
температуре у разных растений.
2.
Листья зарисовать и раскрасить поврежденные
участки.
3.
Сделать выводы.
Теоретическая часть
Устойчивость растений — это их способность
адаптироваться к неблагоприятным воздействиям внешней
среды, сохраняя стабильность всех физиологических процессов.
Чем меньше отклонение какого-либо процесса или реакции от
нормы в результате воздействия экстремального фактора и чем
быстрее они возвращаются к норме, тем выше устойчивость
растений. Механизмы достижения устойчивости у них различны
и могут происходить как на генетическом, так и на физиологобиохимическом и морфологическом уровнях.
При экстремальных воздействиях на ткани, например при
повышении температуры, мембраны клетки, в том числе и
мембраны хлоропластов, теряют свойство полупроницаемости.
Вследствие этого ионы водорода, присутствующие в клетке,
замещают ион Mg в молекуле хлорофилла, который
превращается в феофитин, имеющий бурый цвет. Чем больше
хлорофиллоносных клеток повреждено, тем большая площадь
листа буреет.
Этапы выполнения работы
1.
В водяной бане поддерживают температуру 40 °С. В
воду опускают листья растений, взятых для опыта.
Предварительно к их черешкам прикрепляют этикетки с
указанием максимальной температуры, при которой эти листья
будут выдерживаться.
2.
Первую пробу извлекают из бани через 30 мин и
временно переносят в кристаллизатор с водой комнатной
температуры. Затем температуру в бане поднимают на 5 °С.
3.
Через 10 мин из нее извлекают вторую пробу листьев, их
также переносят в кристаллизатор с водой.
4.
Постепенно температуру воды в бане доводят до 60°С,
забирая пробы каждые 10 мин после увеличения температуры в
бане на каждые 5°С.
5.
Затем листья извлекают из воды комнатной температуры
и заливают раствором 0,2 М НСl, в котором листья приобретают
бурую окраску (если у растений клеточный сок кислый, то
листья буреют уже в воде).
Дополнительные указания:
Время пребывания в кислоте должно быть одинаковым для
всех листьев.
6. Через 10—20 мин листья извлекают из раствора соляной
кислоты, переносят в воду, промывают и раскладывают на
белой пластиковой пластине в порядке увеличения площади
бурой окраски.
6.2. Определение
солеустойчивости
злаков
по
всхожести их семян.
Цель работы: определить солеустойчивость злаков.
Материалы
и
оборудование:
чашки
Петри,
фильтровальная бумага, раствор формалина (1 мл формалина на
300 мл воды), химические стаканы, марлевые мешочки,
этикетки, термостат, сушильный шкаф, пипетки на 10 мл,
раствор NaCl. Растения: семена ячменя, кукурузы и др.
Теоретическая часть
В условиях избыточной засоленности почвы всхожесть
семян и интенсивность роста растений часто снижаются. При
определении солеустойчивости показателем устойчивости
служит сравнение числа проросших семян в растворах соли и в
дистиллированной воде.
Этапы выполнения работы
1. Подбирают здоровые семена растений, помещают их в
разные марлевые мешочки с этикеткой внутри и обрабатывают
раствором формалина в течение 3 — 5 мин. Затем слегка
просушивают и раскладывают по 10—20 семян в каждую чашку
Петри. Предварительно чашки Петри прокаливают в сушильном
шкафу при 150 °С в течение 1 ч, на их дно укладывают
фильтровальную бумагу. В каждую чашку наливают по 10 мл
7%- или 10%-ного раствора NaCl и 10 мл дистиллированной
воды (контроль)..
2. Чашки Петри с семенами помещают в термостат при
температуре 26 °С для проращивания. На дно термостата ставят
кювету с водой. Через семь дней в каждом варианте
подсчитывают число проросших семян. Определяют процент
всхожести. Результаты записывают в таблицу (табл.6.1).
Таблица 6.1 Всхожесть семян злаков в зависимости от
засоления почвы
Растение
Вариант
Число
Всхожесть %
опыта
проросших
семян
Ячмень
H2O
NaCl %
Кукуруза
H2O
NaCl %
Содержание отчета: заполнить таблицу8.1; сделать вывод
о солеустойчивости исследованных растений.
6.3. Влияние засоления на степень «выцветания»
хлорофилла.
Цель работы: показать влияние высоких концентраций
солей на рост растений и разрушение хлорофилла в листьях.
Материалы и оборудование: химические стаканы, лезвия,
4%-ный раствор NaCl или Na2SO4, линейки. Растения: побеги
березы, клена и т. д.
Теоретическая часть
При ухудшении водоснабжения растений под воздействием
солей происходит деструкция хлоропластов, нарушается синтез
хлорофилла, снижается интенсивность ростовых процессов.
Этапы выполнения работы
1. Берут не закончившие рост побеги березы, клена и
других растений. Их проксимальные концы подрезают под
водой. Измеряют длину побегов, подсчитывают число листьев,
измеряют длину верхних, растущих, листьев. Побеги помещают
в пять сосудов: один с чистой водой (контрольный вариант) и
четыре с раствором NaCl (или Na2SO4) разной концентрации:
2,5%-, 5%-, 10%-, 15%-ные.
2. Банки с побегами на семь дней помещают в условия
рассеянного освещения. На третьи и седьмые сутки учитывают
изменения в окраске листьев, измеряют длину побега (обращая
внимание на удлинение верхних междоузлий) и длину взятых
под наблюдение верхних листьев, отмечают возможное
появление новых листьев при продолжающемся росте побега за
счет развертывания верхушечной почки.
Дополнительные указания:
Под влиянием солей, поступающих в листья, возможно
разрушение хлорофилла. При сравнении с контрольным
вариантом листья становятся менее зелеными (происходит их
выцветание). Кроме того, на листьях появляются «солевые
пятна», площадь которых со временем увеличивается.
Содержание отчета: описать ход работы, сделать рисунки
листьев на третий и седьмой дни опыта, описать состояние
побегов; сформулировать выводы о влиянии засоления на
интенсивность ростовых процессов и степень разрушения
хлорофилла в листьях.
6.4. Действие криопротекторов на жизнеспособность
клеток растительных тканей при замораживании.
Цель работы: показать, что защитное действие смеси
глицерина
и
сахарозы,
используемых
в
качестве
криопротекторов, выше, чем действие их чистых растворов.
Материалы и оборудование: кристаллизатор, скальпели,
бритвы, термометр со шкалой от —50 до +50 °С, водяная баня,
электроплитка, пробирки, штатив для пробирок, химические
стаканы, линейки, пробочное сверло большого диаметра (8—10
мм), NaCl, снег или кубики льда, 12%-ный раствор глицерина,
2М раствор сахарозы, пипетки на 5—10 мл. Растения:
корнеплоды свеклы.
Теоретическиая часть.
Повреждение тканей при замораживании растений связано
с образованием льда как внутри клеток, так и снаружи.
Внеклеточный лед вызывает дегидратацию клеток, оттягивая из
них воду. Кристаллы внутриклеточного льда вызывают
механические повреждения мембран цитоплазмы.
У разных растений в неодинаковой мере выражена
способность противостоять образованию льда внутри клеток.
Это обеспечивается, в частности, высоким содержанием
углеводов, жирных кислот и белков, способных связывать воду
внутри клетки и снижать температуру замерзания.
Перенесению
морозов
способствует
увеличение
содержания в клетках веществ, которые на этапе замораживания
должны уменьшить повреждение клеток в результате
осмотического и механического стресса. Эти вещества
называются криопротекторами. Криопротекторы подбирают
по принципу наименьшей токсичности и оптимального эффекта
для каждого растения, каждой ткани. Из числа криопротекторов
наиболее
известны
различные
сахара,
глицерин,
диметилсульфоксид. В лабораторной практике, как правило,
используют смеси криопротекторов, что позволяет снизить
токсичность одного компонента смеси за счет присутствия
другого и добиться наилучшего действия, потому что каждый
криопротектор отличается своими свойствами. В растениях в
качестве криопротекторов выступают биополимеры, способные
связать большое количество воды, гидрофильные белки, моно- и
олигосахариды.
Этапы выполнения работы
1. Из корнеплода столовой свеклы пробочным сверлом
диаметром 8 —10 мм вырезают цилиндр и разрезают его на
диски толщиной 2—3 мм. Все диски (общее их число 105)
должны быть одинаковыми. Затем их помещают в химический
стакан и тщательно промывают водой, чтобы удалить
клеточный сок, вытекающий из поврежденных клеток.
2. Отмытые кружочки по 5 штук помещают в 7 пробирок, в
каждой из которых находится по 5 мл следующих жидкостей:
дистиллированной воды; 2М раствора сахарозы; 1М раствора
сахарозы; 12 %-ного раствора глицерина; 12 %-ного раствора
глицерина и 2 М раствора сахарозы в соотношении 1:1 (по 2,5
мл); 12%-ного раствора глицерина и 1М раствора сахарозы в
соотношении 1:1 (по 2,5 мл); 12 %-ного раствора глицерина и
0,5 М раствора сахарозы в соотношении 1:1 (по 2,5 мл).
Дополнительные указания:
Состав смесей растворов сахарозы и глицерина можно
менять (в таком случае заполняют дополнительные пробирки),
что может быть особенно необходимо при смене объекта, так
как каждый новый объект требует индивидуального подбора
криопротекторов и их смесей.
3. Все пробирки помещают в охлаждающую смесь,
состоящую из трех частей снега и одной части сухой
поваренной соли (температура —21 °С). Пробирки
выдерживают в ней до полного замерзания содержимого.
4. После этого пробирки переносят в водяную баню с
температурой 25—30 °С для размораживания. После оттаивания
растворы
тщательно
перемешивают
и
сравнивают
интенсивность их окрашивания.
Содержание
отчета:
Установить
связь
между
интенсивностью окрашивания растворов и составом смесей,
находящихся в этих пробирках. Сделать выводы о роли
криопротекторов (сахарозы и глицерина) и их смесей в
сохранении жизнеспособности клеток растительных тканей при
их замораживании.
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №7.
РОСТ И РАЗВИТИЕ РАСТЕНИЙ
Работа 7.1. Учет роста корней растений методом меток
Цель работы: Выявить зоны- роста проростка корня
крупносеменного растения и определить особенности их роста.
Задачи работы:
1. Выявить на корешке основные ростовые зоны (меристемы,
растяжения, дифференцировки);
2. На основе измерения участков корня между метками
построить сравнительную диаграмму прироста различных зон
корня;
3. Выявить различия между клетками срезов из разных зон
корня пол микроскопом;
4. Вычислить абсолютную скорость прироста корня.
Материалы и оборудование: проростки бобов, гороха или
др. растений с корешками длиной в 20 мм, стаканчик или
пробирка, корковая или плотная ватная пробка, фильтровальная
бумага, тушь черная, линейка, заостренная спичка, ножницы,
тонкая булавка, предметное и покровное стекла, карандаш по
стеклу, бритва, микроскоп.
Дополнительные указания:
1. Для проведения опыта следует предварительно за 3-4 дня
намочить семена в воде и наклюнувшиеся поместить в глубокий
сосуд с влажным песком иди опилками. Чтобы корешки были
прямыми, нужно сделать углубления в субстрате, куда помешается
наклюнувшееся семя корешком вниз,
2. Метки следует наносить черной тушью на корешок
аккуратно (не размазывая) с помощью заостренной спички.
Расстояние между метками, расположенными параллельно друг
другу, - 2мм.
Теоретическое обоснование
Рост и развитие растений совокупность процессов,
включающих в себя клеточное деление и рост клеток, их
дифференциацию, органогенез и др. Это целый ряд сложных и
строго специализированных химико-биологических превращений
по определенной генетической программе. О процессах роста
свидетельствуют такие признаки (критерии), как линейное и
объемное увеличение размеров растения и его отдельных органов,
увеличение числа клеток и их размеров, увеличение количества
протоплазмы и структурных элементов клеток, увеличение сухого
веса растения, площади листьев и т.п. О развитии
свидетельствуют качественные изменения в растениях - переход их
из одной фазы в другую.
Для семенных растений процессы роста начинаются с
прорастания зародыша, имеющего на одном полюсе точку роста
стебля, а на другом - корня. На обоих полюсах зародыша
располагаются конусы нарастания - верхушечная часть стебля и
корня. Они состоят из меристематической ткани, состоящей из
способных к быстрому делению клеток. В дальнейшем, вновь
образовавшиеся клетки растут растяжением и дифференцируются,
в последнем случае их рост прекращается.
Графическим выражением изменения размеров растения во
времени является S-образная (сигмовидная) кривая роста, в
которой различают следующие фазы:
1) лаг-фаза начальный
этап
медленного
роста,
соответствующий периоду подготовки к активному росту;
2) лог-фаза - логарифмическая фаза активного роста;
3) фаза снижения скорости роста;
4) фаза стационарного состояния, к наступлению которой
организм достигает зрелости, рост практически прекращается и
размеры стабилизируются. Каждая фаза имеет свою специфику
проявления, что является в первую очередь следствием видовых
особенностей растения при оптимальных условиях среды. Так,
например, лаг-фаза у проростков моркови в несколько раз
продолжительнее, чем у редиса. По наклону кривой роста можно
судить о генетическом фоне; определяющем ростовой потенциал
растения, и об особенностях его проявления в данных условиях
среды.
На основе изменения линейных размеров органов растения
разработаны различные методы учета роста, в частности метод
меток (оценка изменения расстояния между метками на стебле или
корне растения с течением времени). Для оценки роста в
лабораторном практикуме лучше всего использовать молодые
корни крупносеменных растений (бобы, горох, кукуруза, тыква и
др.), как это предлагается в данной работе, рассчитанной на 2
занятия.
Этапы выполнения работы:
Занятие 1
1. В стаканчик или пробирку налить воды на 1/6 емкости; во
внутрь опустить длинную полоску фильтровальной бумаги, чтобы
она касалась одним концом дна пробирки, а другим - свободно
свисала с края емкости; подобрать плотную пробку.
2. Извлечь одно проросшее семя из среды культивирования,
удалить влагу фильтровальной бумагой. Положить семя на
миллиметровую бумагу и с помощью заостренной спички
аккуратно нанести 9-10 параллельных меток, начиная от кончика
корня на расстоянии 2 мм друг от друга (нумерация меток - от
кончика корня).
3. Осторожно проколоть булавкой семя насквозь, чтобы
кончик корня скисал вниз; наколоть булавкой свисающий кончик
полоски фильтровальной бумаги так, чтобы он касался семени;
закрепить булавку в пробке. Плотно закрыть стаканчик или
пробирку пробкой с наколотыми на ней фильтровальной бумагой и
семенем. Оставить установку на одну неделю в затененном месте.
Занятие 2
1. Через неделю осторожно освободить семя с выросшим
корешком, поместить его на миллиметровую бумагу и измерить в
мм расстояние между метками. От полученных значений отнять по
2 мм (получится чистый прирост участков корня за неделю),
обменяться данными с другими бригадами и вычислить средние
арифметические прироста. Результаты занести в таблицу 7.1.
2. Построить сравнительную столбчатую диаграмму прироста
различных участков корня по средним арифметическим значениям
на координатной оси.
3. Измерить длину участков корня от кончика до каждой
метки последовательно (т.е. первое значение - от кончика до
первой метки, второе значение - от кончика до второй метки и т.д.),
обменяться данными с другими бригадами и вычислить средние
арифметические значения, в мм. Результаты занести в таблицу 7.2
4. На основании данных таблицы 7.2 построить кривую,
имитирующую "большую кривую роста". Указать на графике
условные фазы роста корня.
5. Сделать три тонких поперечных среза корня с помощью
бритвы: 1 –до первой метки, 2 - на участке с максимальным
приростом, 3 - в районе последней метки. Внимательно
рассмотреть в микроскоп срезы и визуально определить различия
между клетками срезов в соответствии с указаниями, данными в
таблице 6.3.
6. Рассчитать абсолютную скорость роста корня по формуле:
k = (l2 - l1 )/7
где к - абсолютная скорость роста, мм/сут; l2 и l1 - средние
длины корней в конце опыта (через неделю) и в начале опыта, в
мм, 7 - число суток от начала опыта.
Результаты работы:
I. Сделать рисунок опытной установки, привести обозначения
2.Заполнить таблицу 7.1
Таблица 7.1. Прирост участков корня за недельный период
№ опыта
Прирост участков, мм
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
4
5
Среднее
3. По результатам таблицы 7.1 построить сравнительную
диаграмму прироста участков корня.
4. Заполнить таблицу 7.2.
Таблица 7.2. Абсолютные длины различных участков корня к
концу недельного периода
№ опыта
Длины участков корня, мм
1
2
3
4 5 6
7 8 9
10
1
2
3
4
5
Среднее
5.По результатам таблицы 7.2
имитирующий большую кривую роста
построить
график,
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицы, сделать диаграмму, график и расчеты, сделать выводы:
Контрольные вопросы:
1.. Сухие семена гороха, помешенные в воду, увеличиваются а
объеме в 2 раза за 1.5-2 суток. Можно ли назвать это увеличение
ростом? Ответ обоснуйте.
2. В чем различие между ростом растения и его развитием?
Какие существуют критерии роста и развития?
3. В чем причина неодинаковой скорости роста различных зон
корня?
4. Как изменения факторов среды могут сказываться на
процессах роста растения (на форму большой кривой роста)?
Работа 7.2. Действие гетероауксина на рост растений
Цель
работы:
Исследовать
действие
различных
концентраций гетероауксина на рост проростков пшеницы.
Задачи работы:
1.Оценить действие гетероауксина на всхожесть семян.
2.Определить оптимальные концентрации гетероауксина для
роста корешков
3. Определять оптимальные концентрации гетероауксина для
роста побегов.
Материалы и оборудование: семена пшеницы (ячменя,
кукурузы, подсолнечника и др.), 0.01%-й раствор гетероауксина, 5
чашек Петри, пипетки на 10 и 1 мл, 2 стаканчика с водой, линейка,
фильтровальная бумага, карандаш го стеклу.
Дополнительные указания:
Раствор гетероауксина готовят в день проведения работы.
Сначала 70 мг препарата нужно растворить в 15 мл горячей воды и
затем довести до 1 л холодной водой.Теоретическая часть
Процессы роста и развития растений происходят под
постоянным контролем сложных систем регуляции и управления,
осуществляющих биохимическую работу на молекулярном,
клеточном и межклеточном уровнях. Важнейшей системой
регуляции онтогенеза растений на межклеточном уровне является
гормональная система. Фитогормоны - органические вещества,
вырабатываемые растениями и способные в ничтожно малых
количествах запускать и регулировать важные генетические и
физиологические программы. В настоящее время установлено
несколько
больших
классов
фитогормонов:
ауксины,
гиббереллины, цитокинины, а также абсцизовая кислота и этилен.
Их взаимодействие вместе с условиями окружающей среды
определяет размеры, форму, фазу развития растений и др. Каждый
фитогормон характеризуется своей спецификой действия,
вырабатывается, как правило, в какой-либо конкретной части
растения и транспортируется в другие ткани по проводящей
системе.
Первыми среди ростовых фитогормонов были открыты
ауксины, образующиеся в апикальных меристемах и
стимулирующие рост клеток растяжением. В дальнейшем было
выделено вещество ауксинового ряда, обладающее очень высокой
способностью активировать рост осевых органов растения в длину,
его назвали гетероауксин. Как и все ауксины, гетероауксин
является производным индола (р-индолил-3-уксусная кислота),
образуется в ходе биохимических циклов из аминокислоты
триптофан. Содержание гетероауксина колеблется в зависимости
от видовых особенностей растения. Например, у пшеницы оно
составляет 22 мг/кг сырого веса, а у риса - только 0.25 мг/кг.
Установлено, что действие гетероауксина основано на активации
им процессов клеточного деления и роста клеток в фазе
растяжения. В малых концентрациях он стимулирует рост, при
повышенных оказывает жесткое ингибирующее действие. Чтобы
пронаблюдать за этими эффектами в данной работе предлагается
использовать разные концентрации готового препарата
гетероауксина, при которых проращивают семена различных
злаков. Работа рассчитана на 2 занятия.Этапы выполнения работы:
Занятие 1
1. Пронумеровать 5 чашек Петри, проложить их дно
фильтровальной бумагой. В первую чашку прилить 10 мл
исходного раствора гетероауксина (0.01%). Во вторую- 1 мл
исходного раствора и 9 мя воды (0.001%). В третью -1 мл раствора
гетероауксина из второй чашки Петри и 9 мл воды (0.0001%). В
четвертую - I мл раствора гетероауксина аз третьей чашки Петри и
9 мл воды (0.00001%). В пятую чашку - 10 мл волы
(предварительно хорошо промыть пипетку на 10 мл).
2. В каждую чашку поместить по 10 одинаковых зерен
пшеницы, равномерно распределив их по площади чашки. Закрыть
крышками и поставить в затененное место на неделю.
Занятие 2
1. Определить % всхожести семян (количество проросших
семян поделить на общее количество семян (10 шт.) и умножить на
100%). Записать данные в табл. 7.3.
2. С помощью линейки измерить отдельно длину корешка
(самого длинного, если их несколько) и длину надземной часта у
каждого из проросших семян. Рассчитать средние арифметические
длины побегов и корешков в каждом растворе гетероауксина.
Записать результаты измерений и расчетов в таблицу 7.4 для всех
концентраций.
Результаты работы:
1. Заполнить таблицу 7.3.
Таблица 7.3. Процент всхожести семян при действии
различных концентраций гетероауксина
с,м
% всхож.
0.01
0.001
0.0001
0.00001
0.0
2. Заполнить таблицу 7.4.
Таблица 7.4. Действие гетероауксина на рост корешков и
побегов проросших семян пшеницы
с,
%
Длина побегов,
Длина корешков,
Результаты
Средняя Результаты
Средняя
измерения
измерения
10-2
10-3
10-4
10-5
0.0
Содержание отчета: Записать ход работы, заполнить
таблицы, сделать дополнительные расчеты, сделать выводы:
Контрольные, вопросы:
1. Что произойдет с древесным растением, если удалить
апикальную почку центрального побега? Почему?
2. Какое действие оказывают ауксины на клетки корня и
стебля растения?
3. Как можно применять гетероауксин в сельском хозяйстве?
4. Какие механизмы действия фитогормонов на растение вы
знаете?
ВВЕДЕНИЕ
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 1.Физиология растительной клетки
Работа 1.1 Движение цитоплазмы.
Работа 1.2 Свойства клеточных мембран.
Работа 1.3 Определение изотонической концентрации внешнего
раствора методом измерения длины растительной ткани (по
Уршпрунгу).
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 2. Водный обмен растений
Работа 2.1 Влияние концентрации раствора на прорастание
семян.
Работа 2.2 Влияние внешних условий на устьичные движения.
Работа 2.3 Определение состояния устьиц методом
инфильтрации по Молишу.
Работа 2.4 Водообмен ветки сосны.
Работа 2.5 Определение интенсивности транспирации весовым
методом по уменьшению массы срезанных листьев
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 3. Фотосинтез
Работа 3.1 Пигменты зеленого листа.
Работа 3.2 Фотосенсибилизирующее действие хлорофилла в
окислительно-восстановительных реакциях.
Работа 3.3 Обнаружение фотосинтеза методом крахмальной
пробы Сакса
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 4. Дыхание растений
Работа 4.1 Обнаружение дегидрогеназ в растениях.
Работа 4.2 Обнаружение пероксидазы в соке клубня картофеля.
Работа 4.3 Получение шкалы гидролиза крахмала амилазой
при различных температурах.
Работа 4.4 Определение интенсивности дыхания по количеству
выделенного углекислого газа (по Бойсен-Иенсену)
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 5. Минеральное питание растений
Работа 5.1 Микрохимический анализ золы растений.
Работа 5.2 Обнаружение антагонизма ионов.
Работа 5.3 Обнаружение нитратов в растениях.
Работа 5.4 Диагностика заболеваний растений при голодании
по элементам минерального питания
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 6. Устойчивость растений к
экстремальным воздействиям
Работа 6.1 Определение устойчивости тканей листьев растений
к высоким температурам.
Работа 6.2 Определение солеустойчивости злаков по
всхожести их семян.
Работа 6.3 Влияние засоления на степень «выцветания»
хлорофилла.
Работа 6.4 Действие криопротекторов на жизнеспособность
клеток растительных тканей при замораживании.
ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 7. Рост и развитие растений
Работа 7.1 Учет роста корней растений методом меток.
Работа 7.2 Действие гетероауксина на рост растений.
Список рекомендованной литературы.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Высоких Е.М., Полынов В.А. Малый практикум по
физиологии растений: Рабочая тетрадь-инструкция студента. –
Иркутск: Изд-во Иркут. гос. пед. ун-та, 1999. –Ч.1. – 64с.
Высоких Е.М., Полынов В.А. Малый практикум по
физиологии растений: Рабочая тетрадь-инструкция студента. –
Иркутск: Изд-во Иркут. гос. пед. ун-та, 2000. –Ч.2. – 48с.
Красильникова Л.А., Авксентьева О.А., Жмурко В.В.,
Садовниченко Ю.А. Биохимия растений. – Ростов н/Д:
«Феникс», Харьков: Торсинг, 2004. – 224с.
Кузнецов Вл.В, Дмитриева Г.А. Физиология растений. – М.:
Высш.шк.,2006.-742с.
МедведевС.С. Физиология растений. – СПб.: Изд-во СПетерб. Ун-та, 2004. – 336с.
Практикум по физиологии растений. / И. В. Плотникова, Е.А.
Живухина, О.Б. Михалевская и др.; Под ред. В.Б.Иванова. –
М.: Изд. Центр «Академия», 2001. – 144с.
Практикум по физиологии растений. /Н.Н. Третьяков, Л.А.
Паничкин, М.Н. Кондратьев и др. – М.: КолосС, 2003. – 288с.
Якушкина Н.И. Физиология растений. – М.:Гуманитар. Изд.
Центр ВЛАДОС, 2005. – 463с.