α-токоферол предотвращает гибель тимоцитов крыс, индуцированную антимицином а и олигомицином

УДК 577.161.3
α-токоферол предотвращает гибель тимоцитов крыс,
индуцированную антимицином а и олигомицином
Г. В. ПЕТРОВА
Институт биохимии им. А. В. Палладина НАН Украины, Киев;
e-mail: petrova@biochem.kiev.ua
Исследовали влияние α-токоферола, его структурных аналогов – α-токоферилацетата и
α‑токоферилхинона, убихинона (Q10), а также антиоксидантов кверцетина и N-ацетил-L-цистеина
на апоптоз и некроз тимоцитов крыс, индуцированные соответственно антимицином А и олигомицином. Установлено, что α-токоферол полностью восстанавливает жизнеспособность тимоцитов независимо от продукции ими активных форм кислорода (АФК). Степень ингибирования образования АФК
антиоксидантами, имеющими различную антирадикальную активность, не коррелирует со степенью
изменения жизнеспособности клеток. Кверцетин и N-ацетил-L-цистеин, в наибольшей степени снижающие уровень АФК, оказывают наименьший эффект на выживаемость тимоцитов. Способность
α-токоферола эффективно ингибировать индуцированные антимицином А и олигомицином апоптоз и
некроз тимоцитов крыс не определяется его антиоксидантными свойствами, а, по-видимому, в большей мере обусловлена предотвращением дисфункции митохондрий за счет стабилизации митохондриальных мембран и модуляции биоэнергетических процессов.
К л ю ч е в ы е с л о в а: митохондрии, митоканы, α-токоферол, убихинон, кверцетин, N-ацетилL-цистеин, апоптоз, некроз.
Ц
итопротекторное действие α-токоферола по отношению к широкому
спект­ру проапоптических веществ
[1,2] предполагает наличие универсального
механизма. Бытует мнение, что таковым является антиоксидантный механизм действия
α-токоферола, обеспечивающий защиту клеток от оксидативного повреждения активными
формами кислорода (АФК), повышенная продукция которых сопровождает инициацию и
развитие апоптоза [3].
Митохондрии являются основным продуцентом АФК в клетке [4] при индукции ее
гибели как различными проапоптическими
соединениями, так и токсинами, действие которых направлено на нарушение функционирования митохондрий. Химические вещества,
непосредственно приводящие к нарушению
структуры и функций митохондрий, носят
общее название митоканы [5] и в последнее
время рассматриваются как новый класс потенциальных противоопухолевых агентов [6].
К этому классу соединений могут быть отнесены классические ингибиторы энергетических
процессов – антимицин А и олигомицин.
Антимицин А как ингибитор цепи транспорта электронов в митохондрии между цитохромами b и c (комплекс ІІІ) вызывает нарушение протонного градиента на внутренней
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
мембране митохондрий, приводящее к повышенной продукции АФК и падению мембранного потенциала (ΔΨm). Последнее является определяющим в индукции гибели клетки за счет
открытия неселективной поры во внутренней
мембране митохондрий и выхода в цитозоль
проапоптических факторов [7]. Олигомицин,
связываясь с Fo-субъединицей в составе митохондриальной F1Fo-АТР-азы, приводит к ее
ингибированию и снижению синтеза АТР.
В настоящее время не вызывает сомнений непосредственное участие витамина Е в
функционировании митохондрий. α-Токоферол влияет на степень сопряжения дыхания и
окислительного фосфорилирования, увеличивает продукцию АТР, активирует ряд энзимов
дыхательной цепи, оказывает влияние на биосинтез убихинона [8]. Учитывая центральную
роль митохондрий в запрограммированной
клеточной гибели [9], можно предположить,
что предотвращение их дисфункции является тем универсальным механизмом, который
обеспечивает цитопротекторное действие α-токоферола по отношению к различным токсическим веществам.
В работе исследовали влияние α-токоферола, его структурных аналогов – α-токоферилацетата и α-токоферилхинона – убихинона (Q10), а также антиоксидантов кверцетина
85
експериментальні роботи
и N‑ацетил-L-цистеина на апоптоз и некроз
тимоцитов крыс, индуцированные антимицином А и олигомицином.
Материалы и методы
Опыты проводили на белых крысах-самках Вистар с массой тела 100–150 г. Жизнеспособность свежевыделенных тимоцитов составляла не менее 97%. Около 2 ⋅ 106 /мл клеток
ресуспендировали в среде RPMI-1640, содержащей 20 мМ HEPES-NaOH буфер, рН 7,3;
0,1% БСА; 100 ед/мл пенициллина; 100 мкг/мл
стрептомицина и 50 мкМ β-меркаптоэтанол.
Клетки инкубировали при 37 °С в течение 18 ч
с исследуемыми соединениями в концентрациях, приведенных в тексте, после чего осаждали центрифугированием (200 g, 5 мин) и отмывали 1 мл забуференного физиологического
раствора (ЗФР, в мМ: NaCl – 136,9; KCl – 2,7;
Na2HPO4 – 8,1; KH2PO4 – 1,5; рН 7,2).
Жизнеспособность клеток в рутинных
экспериментах оценивали с использованием
3-[4,5-диметилтиазол-2-ил]-2,5-дифенилтетразолий бромида (МТТ-тест). За 100% принимали количество формазана, образовавшегося в
аликвоте свежевыделенных интактных тимоцитов.
Экстракцию фрагментированной ДНК
осуществляли по методу [10]. Качественную
идентификацию фрагментов ДНК проводили
с помощью электрофореза в 1%-х гелях агарозы в 40 мМ трис-Na-ацетат буфере, рН 8,0,
содержащем 1 мМ Na2-ЭДТА, при напряжении
электрического поля 5 V/см.
Активность каспазы-3 оценивали по уровню гидролиза специфического пептидного
субстрата Ac-DEVD-pNA, приводящего к высвобождению р-нитроанилина, согласно техническому протоколу фирмы-производителя
(Sigma, США).
Содержание активных форм кислорода
(АФК) в клетке определяли с использованием
2′,7′-дихлорофлуоресциндиацетата [11]. Клетки
(2 ⋅ 106/мл культуральной среды) инкубировали с 20 мкМ флуоресцентного зонда при 37 °С
в течение часа, осаждали и дважды отмывали
ЗФР. Уровень флуоресценции измеряли при
длине волн: возбуждения –504 нм, а эмиссии – 529 нм на спектрофлуориметре LS-50
(Perkin Elmer, Швейцария). За 100% принимали флуоресценцию аликвоты контрольных
тимоцитов.
Антирадикальную активность использованных антиоксидантов определяли in vitro
по способности восстанавливать радикал
2,2′‑азино-ди-(3-этилбензотиазолин-6-сульфо­
86
ната) [12]. 2,2′-Азино-ди-(3-этилбензотиазолин-6-сульфонат), ABTS* (Amersham, Англия)
растворяли в 2,5 мМ персульфата калия в воде
до концентрации 7,5 мМ и выдерживали в течение ночи в темноте при комнатной температуре. Полученный раствор разводили ЗФР так,
чтобы поглощение света при 620 нм составляло 0,7 ± 0,02 оптических единиц. К 45 мкл
раствора в ячейке 96-луночного планшета добавляли 5 мкл исследуемых веществ и ровно через 6 мин определяли поглощение света
при 620 нм на приборе Multiscan EX (Thermo,
США). Антирадикальную активность, отражающую количество восстановленных радикалов
от общего их количества в пробе, рассчитывали по формуле:
антирадикальная активность (%) =
= [(А620 контроль – А620 проба)/А620 контроль] × 100.
Экспериментальные данные представлены как среднее ± стандартная ошибка среднего. Статистическую достоверность результатов
оценивали в программе Sigma Plot 2000 с помощью t-критерия Стьюдента.
Результаты и обсуждение
Все исследуемые соединения не влияют на жизнеспособность контрольных клеток
(данные не представлены). Кривая зависимости гибели клеток от концентрации антимицина А имеет линейный характер (рис 1). При
этом наблюдается активация каспазы-3 и образование низкомолекулярных «апоптических»
фрагментов ДНК (рис. 1, врезки), что свидетельствует об апоптическом характере гибели
тимоцитов и подтверждается исследованиями
на других культурах клеток [13]. α-Токоферол
восстанавливает жизнеспособность тимоцитов
практически до контрольного уровня (рис. 2),
а также предотвращает активацию каспазы-3 и
фрагментацию ДНК (рис. 1, врезки). Действие
α-токоферилацетата, убихинона и особенно
α‑токоферилхинона было выражено в меньшей
степени. Интересно, что антиоксидант и предшественник глутатиона N-ацетил-L-цистеин,
полностью восстанавливающий жизнеспособность тимоцитов при моделировании оксидативного стресса пероксидом водорода и менадионом [14], в случае антимицина А проявляет
гораздо менее выраженный эффект. Антиоксидант флавоноид кверцетин не только не восстанавливает, но даже снижает выживаемость
клеток (рис. 2).
Олигомицин в концентрации до 5 мкг/мл
включительно не влияет на жизнеспособность
тимоцитов, однако при увеличении концен­
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
Г. В. ПЕТРОВА
трации до 10 мкг/мл наблюдается их быстрая
гибель (рис. 3). При этом нами не обнаружены
образование «апоптических» фрагментов ДНК
(рис. 3, врезка) и активация каспазы-3 (данные
не представлены), что свидетельствует о развитии некроза и соответствует представлениям о
том, что падение уровня синтеза АТР в клетке
ниже критического делает невозможным протекание энергозависимых реакций, обеспечивающих апоптоз [4]. Характер влияния исследуемых веществ на выживаемость тимоцитов,
повергшихся действию олигомицина, практически идентичен таковому для антимицина А,
но их эффекты выше по абсолютным значениям. Кверцетин усугубляет цитотоксическое
действие олигомицина (рис. 4).
Способность химических веществ тормозить окислительные свободно-радикальные реакции (антиоксидантная активность)
в значительной мере определяется их антирадикальной активностью, т.е. способностью
восстанавливать свободные радикалы. Антирадикальная активность α-токоферола in vitro
составляет 40%. α-Токоферилацетат, не имеющий ОН-группы в 6-м положении хроманового ядра, определяющей антирадикальные
свойства молекулы, а также α-токоферилхи-
нон и убихинон, в которых гидроксил окислен до хинона, не обладают антирадикальной
активностью. Способность кверцетина восстанавливать ABTS*-радикалы на 15% превышает
таковую для α-токоферола и, наконец, N-ацетил-L-цистеин обладает практически 100%-ой
антирадикальной активностью (рис. 5).
Антимицин А вызывает двукратное повышение содержания внутриклеточных АФК
(рис. 6). α-Токоферол эффективно ингибирует
образование АФК, хотя его аналоги и убихинон, не обладающие антирадикальной активностью in vitro (рис. 5), также снижают уровень АФК до контрольного значения (рис. 6).
Кверцетин и N-ацетил-L-цистеин вызывают
падение уровня АФК ниже контрольного, однако в наименьшей степени восстанавливают
жизнеспособность тимоцитов (рис. 2). Сходные результаты были получены авторами работы [15], в которой показано, что продукция
АФК клетками НеLa при действии антимицина А не коррелирует с их гибелью и эффектом
антиоксидантов.
Цитотоксическое действие олигомицина
на тимоциты не сопровождается повышением продукции АФК (рис. 7), что согласуется
с представлениями о том, что ингибирование
100
1 – контроль
2 – антимицин А, 50 мкМ
Фрагментация ДНК
3 – + α-токоферол, 100 мкМ
4 – + α-токоферилацетат, 100 мкМ
5 – + α-токоферилхинон, 100 мкМ
60
40
20
нмоль пара-анилина/
мин×2 млн клеток
Жизнеспособность клеток, %
80
Активность каспазы-3
5
1 2 3 4 5
4
3
2
1
0
1
2
3
4
5
0
0
10
20
50
Антимицин А, мкМ
Рис. 1. Жизнеспособность тимоцитов крыс при инкубации с антимицином А в различных концентрациях, а также активность каспазы-3 и электорофореграмма низкомолекулярных фрагментов ДНК
(врезки); * Р < 0,05 относительно добавления антимицина А
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
87
експериментальні роботи
верно снижает уровень АФК в тимоцитах, однако α-токоферилацетат, не изменяя уровень
АФК, восстанавливает жизнеспособность клеток практически в той же степени, что и αтокоферол (рис. 4). Значительное снижение
образования АФК под действием кверцетина
и N-ацетил-L-цистеина не приводит к восстановлению выживаемости тимоцитов, наблюдаемому для α-токоферола.
Из представленных данных следует, что
повышенная продукция АФК не является обязательной при индукции гибели клеток митоканами. В том случае, если продукция АФК
все же наблюдается, степень ее ингибирования
антиоксидантами, имеющими различную антирадикальную активность, не коррелирует со
степенью изменения ними жизнеспособности
клеток. Это свидетельствует о том, что при
данном воздействии повышенное образование
АФК является не причиной, а скорее следс­твием развития апоптоза. Поэтому даже значительное ингибирование образования АФК
антиоксидантами не приводит к физиологическому ответу, т.е. в данном случае к восстановлению жизнеспособности тимоцитов. В этой
связи уместно неординарное мнение A. Azzi
[17], который считает, что, как само понятие
«оксидативный стресс», так и вызываемые
им последствия и их негативное действие на
клетки и организм в целом следует рассматри-
Жизнеспособность клеток, %
80
*
60
*
*
40
*
*
20
0
Контроль 1
2
3
4
5
6
7
Рис. 2. Жизнеспособность тимоцитов крыс
при инкубации с антимицином А и добавлении
α‑токоферола, его аналогов и природных антиоксидантов: 1 – антимицин А (50 мкМ); 2 –
+ α-токоферол (100 мкМ); 3 – + α -токоферил­
ацетат ( 100 мкМ); 4 – + α- токоферилхинон
(100 мкМ); 5 – + N-ацетил-L-цистеин (10 мМ);
6 – + кверцетин (50 мкМ); 7 – + убихинон
(50 мкМ); * Р < 0,05 относительно добавления
антимицина А
синтеза АТР под действием олигомицина не
сопряжено с нарушением переноса электронов по дыхательной цепи и, следовательно, с
образованием АФК [16]. α-Токоферол досто-
Жизнеспособность клеток, %
100
80
60
Фрагментация ДНК
40
20
0 1 5 10
Олигомицин, мкг/мл
0
0
1
2
5
10
Олигомицин, мкг/мл
Рис. 3. Жизнеспособность тимоцитов крыс при инкубации с олигомицином в различных концентрациях
и электрофореграмма низкомолекулярных фрагментов ДНК (врезка)
88
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
*
80
*
*
60
*
*
40
*
20
0
Контроль 1
2
3
4
5
6
80
60
40
20
1
Рис. 4. Жизнеспособность тимоцитов крыс при
инкубации с олигомицином и добавлении α-токоферола, его аналогов и природных антиоксидантов: 1 – олигомицин (10 мкг/мл); 2 – + α-токоферол (100 мкМ); 3 – + α-токоферилацетат
(100 мкМ); 4 – + α-токоферилхинон (100 мкМ);
5 – + N-ацетил-L-цистеин (10 мМ); 6 – + кверцетин (50 мкМ); 7 – + убихинон (50 мкМ); *
Р < 0,05 относительно добавления олигомицина
вать только лишь как лабораторную гипотезу,
пока еще весьма далекую от действительности. Однако необходимо отметить, что теория
оксидативного стресса, в том числе как одна
Количество АФК, %
100
0
7
120
200
100
100
*
*
*
*
0
*
*
50
Контроль 1
2
3
4
5
6
7
Рис. 6. Внутриклеточное содержание активных
форм кислорода при инкубации клеток с антимицином А и добавлении α-токоферола, его аналогов и природных антиоксидантов: 1 – антимицин А (50 мкМ); 2 – + α-токоферол (100 мкМ);
3 – + α-токоферилацетат (100 мкМ); 4 –
+ α‑токоферилхинон (100 мкМ); 5 – + N-ацетил-L-цистеин (10 мМ); 6 – + кверцетин
(50 мкМ); 7 – + убихинон (50 мкМ); * Р < 0,05
относительно добавления антимицина А
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
3
4
5
6
из основных в развитии запрограммированной
гибели клеток [3], является на сегодняшний
день наиболее экспериментально обоснованной и общепринятой.
Полученные данные позволяют предположить, что цитопротекторное действие
α‑токоферола в данном случае не связано с его
250
150
2
Рис. 5. Антирадикальная активность использованных соединений in vitro: 1 – α-токоферол
(100 мкМ); 2 – α-токоферилацетат (100 мкМ);
3 – α-токоферилхинон (100 мкМ); 4 – убихинон
(50 мкМ); 5 – кверцетин (50 мкМ); 6 – N-ацетил-L-цистеин (10 мМ)
Количество АФК, %
Жизнеспособность клеток, %
100
Антирадикальная активность, %
Г. В. ПЕТРОВА
*
80
*
60
*
*
40
20
0
Контроль 1
2
3
4
5
6
7
Рис. 7. Внутриклеточное содержание активных
форм кислорода при инкубации клеток с олигомицином и добавлении α-токоферола, его аналогов и природных антиоксидантов: 1 – олигомицин (10 мкг/мл); 2 – + α-токоферол (100 мкМ);
3 – + α-токоферилацетат (100 мкМ); 4 –
+ α‑токоферилхинон (100 мкМ); 5 – + N-ацетил-L-цистеин (10 мМ); 6 – + кверцетин
(50 мкМ); 7 – + убихинон (50 мкМ); * Р < 0,05
относительно добавления олигомицина
89
експериментальні роботи
антиоксидантной функцией, поскольку проявляется как в случае повышения продукции
АФК (антимицин А), так и при ее отсутствии
(олигомицин). Кроме того, α-токоферилацетат,
α-токоферилхинон и убихинон, не обладающие
антирадикальной активностью in vitro, хотя и
в меньшей степени, чем α-токоферол, но также
снижают внутриклеточное образование АФК
и восстанавливают жизнеспособность тимоцитов. Однако нельзя исключить возможность
химического восстановления данных веществ
в клетке и проявления антиоксидантных
свойств в восстановленной форме. В наибольшей степени это справедливо по отношению
к убихинону, который, являясь переносчиком
электронов в комплексах I – III дыхательной
цепи митохондрий, легко восстанавливается
энзиматическим путем до убихинола и в таком
виде способен проявлять антиоксидантные
свойства [18]. Потенциальная возможность
восстановления существует и для α-токоферилхинона [19,20], однако образующийся при
этом α-токоферилгидрохинон, хотя и обладает
антиоксидантными свойствами, тем не менее
не идентичен по структуре α-токоферолу и,
очевидно, не способен воспроизводить его специфические, отличные от антиоксидантных,
функции. Гидролиз эфирной связи в α-токоферилацетате маловероятен (очевидно в связи
с отсутствием в тимоцитах неспецифической
эстеразы), поскольку тимоциты высокочувст­
вительны к α-токоферилсукцинату, проапоптическое действие которого определяется интактностью молекулы [21]. Однако есть данные
о том, что Fо-субъединица митохондриальной
АТР-азы обладает эстеразной активностью по
отношению к сложным эфирам карбоновых
кислот с фенолами и арилалкановыми спиртами [22], что может объяснить практически
одинаковый цитопротекторный эффект α-токоферола и α-токоферилацетата при действии
олигомицина.
Можно допустить, что предотвращение
α-токоферолом, его аналогами и убихиноном
апоптоза и некроза определяется не столько
их антиоксидантной активностью, сколько
интеграцией в мембраны митохондрий и изменением их физико-химических параметров,
что не свойственно водорастворимому N-ацетил-L-цистеину и кверцетину, не имеющему
боковой изопреноидной цепи. Известно, что
90
некротическая и апоптическая гибель клеток
имеют ряд общих звеньев, главное из которых – нарушение барьерных свойств внутренней и наружной митохондриальных мембран.
Считается установленным, что выбор клеткой
апоптического или некротического пути гибели определяется степенью такого нарушения. Некроз связан с нарушением барьерных
свойств внутренней мембраны митохондрий, а
апоптоз – с нарушением проницаемости наружной мембраны [23]. Поскольку нарушение
барьерных свойств митохондриальных мембран является определяющим в гибели клеток,
их стабилизация и снижение пассивной проницаемости может предотвращать как апоптоз,
так и некроз. Показано, что ингибирующее
действие экзогенного убихинона на антимицин А–индуцированный апоптоз определяется его свойствами как структурного элемента
митохондриальных мембран и модулятора неселективной митохондриальной поры, но не
как антиоксиданта [24]. Способность снижать
проницаемость мембран без проявления антиоксидантных свойств [25] и оказывать опосредованное стабилизацией митохондриальных
мембран влияние на активность АТР-азы [26]
присуща α-токоферолу.
Цитопротекторное действие α-токоферола, α-токоферилхинона и убихинона также
может быть связано с их влиянием на биоэнергетические процессы в митохондриях.
Существуют данные о взаимодействии и определенной взаимозаменяемости убихинона и
α-токоферола, а также α-токоферилхинона [27]
как переносчиков электронов в дыхательной
цепи митохондрий. Возможность транспорта
электронов между α-токоферолом и цитохромом с [28] может обеспечивать их перенос в обход заблокированного антимицином А участка
цепи, поддерживая тем самым ее нормальное
функционирование.
Таким образом, способность α-токоферола
эффективно предотвращать апоптоз и некроз
тимоцитов крыс, индуцированные антимицином А и олигомицином, не определяется его
антиоксидантными свойствами, а в большей
мере обусловлена предотвращением дисфункции митохондрий за счет стабилизации митохондриальных мембран и модуляции биоэнергетических процессов.
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
Г. В. ПЕТРОВА
α-токоферол запобігає
загибелі тимоцитів щурів,
індукованої антиміцином а
та олігоміцином
Г. В. Петрова
Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна
НАН України, Київ;
e-mail: petrova@biochem.kiev.ua
Досліджували вплив α-токоферолу, його
структурних аналогів – α-токоферилацетату
й α-токоферилхінону, убіхінону (Q10), а також
антиоксидантів кверцетину та N-ацетил-Lцистеїну на апоптоз і некроз тимоцитів щурів,
індукованих відповідно антиміцином А й олігоміцином. Установлено, що α-токоферол повністю відновлює життєздатність тимоцитів незалежно від продукції активних форм кисню
(АФК). Ступінь інгібування утворення АФК
антиоксидантами, що виявляють різну антирадикальну активність, не корелює зі ступенем зміни життєздатності клітин. Кверцетин
і N-ацетил-L-цистеїн, які найбільшою мірою
знижують рівень АФК, виявляють найменший ефект на виживання тимоцитів. Здатність
α‑токоферолу ефективно інгібувати індуковані
антиміцином А й олігоміцином апоптоз і некроз тимоцитів щура не пов’язана з його антиоксидантними властивостями, а, ймовірно,
більшою мірою обумовлена запобіганням дисфункції мітохондрій за рахунок стабілізації мітохондріальних мембран і модуляції біоенергетичних процесів.
К л ю ч о в і с л о в а: мітохондрія, мітокани, α-токоферол, убіхінон, кверцетин, N-ацетил-L-цистеїн, апоптоз, некроз.
α-tocopherol prevents the
rat thymocytes destruction
induced by antimycin a and
oligomycin
G. V. Petrova
Palladin Institute of Вiochemistry, National
Academy of Sciences of Ukraine, Kyiv;
e-mail: petrova@biochem.kiev.ua
Summary
The influence of α-tocopherol, its structure
analogues – α-tocopheryl acetate and α-tocopheryl
quinone, ubiquinone (Q10), and also antioxidants
quercetin and N-acetyl-L-cysteine on rat thymocytes apoptosis and necrosis induced by antimycin A and oligomyci, accordingly, was investigated.
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2
It was established that α-tocopherol completely restored the thymocytes survival independent of production of reactive oxygen species (ROS) by them.
The degree of inhibition of ROS generation by the
antioxidants having different antiradical activity
did not correlate with their influence on thymocytes survival. Quercetin and N-acetyl-L-cysteine
reducing, to the greatest degree, the ROS level rendered the least effect on cell survival. Taken together, these results demonstrate that the ability of
α-tocopherol to effectively prevent the rat thymocytes antimycin A- and oligomycin-induced death
is not determined by its antioxidant activity, but is
possibly conditioned by prevention of mitochondrial dysfunction by stabilisation of mitochondrial
membranes and modulation of bioenergetic proces­
ses.
Key
w o r d s: mitochondria, mitocan,
α‑tocopherol, ubiquinone, quercetin, N-acetyl-Lcysteine, apoptosis, necrosis.
1. D’Agostini F., Izzotti A., Balansky R. M. et al. //
Mut. Res. – 2005. – 591. – P. 173–186.
2. Sylvester P. W. // Vitam. Horm. – 2007. –
76. – P. 329–356.
3. Inoue M., Sato E. F., Nishikawa M. et al. //
Redox Rep. – 2004. – 9, N 5. – P. 237–247.
4. Orrenius S. // Drug Metab. Rev. – 2007. – 39,
N 2–3. – P. 443–455.
5. Ralph S. J., Low P., Dong L. et al. // Recent
Patents Anticancer Drug Discov. – 2006. – 1,
N 3. – P. 327–346.
6. Costantini P., Jacotot E., Decaudin D. et al. //
J. Natl. Cancer Inst. – 2000. – 92, N 13. –
P. 1042–1053.
7. Kroemer G., Galluzzi L., Brenner C. // Physiol.
Rev. – 2007. – 87. – P. 99–163.
8. Донченко Г. В. Биохимия убихинона. К.:
Наук. Думка, 1988. – 240 с.
9. Cheng W.-Ch., Leach K. M., Hardwick J. M. //
Biochim. Biophys. Acta. – Mol. Cel. Res. –
2008. – 1783, N 7. – P. 1272–1279.
10. Herrmann M., Lorenz H. M., Voll R. et al.
// Nucl. Acid. Res. – 1994. – 22, N 24. –
P. 5506–5507.
11. LeBel C. P., Ischiropoulos H., Bondy S. C.
// Chem. Res. Toxicol. – 1992. – 5, N 2. –
P. 227–231.
12. Re R., Pellegrini N., Proteggente A. et al. //
Free Rad. Biol. Med. – 1999. – 26, N 9–10. –
Р. 1231–1237.
13. Han Y. H., Kim S. H., Kim S. Z. et al. // Oncol.
Rep. – 2008. – 20, N 3. – P. 689–693.
14. Петрова Г. В., Донченко Г. В. // Укр. біохім.
журн. – 2008. – 80, № 3. – С. 94–102.
91
експериментальні роботи
15. Han Y. H., Kim S. H., Kim S. Z. et.al. // Chem.
Biol. Interact. – 2008. – 171, N 1. – P. 67–
78.
16. Watabe M., Nakaki T. // Neuropharmacology. –
2007. – 52, N 2. – P. 536–541.
17. Azzi A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. –
2007. – 362. – P. 230–232.
18. Alleva R., Tomasetti M., Andera L. et al. //
FEBS Lett. – 2001. – 503, N 1. – P. 46–50.
19. Siegel D., Bolton E. M., Burr J. A. et al. // Mol.
Pharmacol. – 1997. – 52, N 2. – P. 300–305.
20. Gregor W., Staniek K., Nohl H. et al. // Biochem.
Pharmacol. – 2006. – 71, N 11. – P. 1589–
1601.
21. Петрова Г. В. // Укр. біохім. журн. – 2006. –
78, № 4. – C. 86–93.
22. Ягужинский Л. С., Ґудзь Т. И., Верхов­
ский А. Б. // Биохимия. – 1978. – 43,
№ 11. – С. 2058–2063.
92
23. Владимиров Ю. А. // Биол. мембраны. –
2002. – 19, № 5. – С. 356–377.
24. Papucci L., Schiavone N., Witort E. et al. // J.
Biol. Chem. – 2003. – 278, N 30. – P. 28220–
28228.
25. Maruoka N., Murata T., Omata N. et al. //
J. Psychopharmacol. – 2008. – 22, N 2. –
P. 119–127.
26. Casali C., Degli Esposti M., Bertoli E. et al.
// Boll. Soc. Ital. Biol. Sper. – 1980. – 56,
N 10. – P. 996–1001.
27. Gille L., Rosenau T., Kozlov A. V. et al. //
Biochem. Pharmacol. – 2008. – 76. – P. 289–
302.
28. Maguire J. J., Kagan V. E., Packer L. //
Biochem. Biophys. Res. Commun. – 1992. –
188, N 1. – P. 190–197.
Получено 19.01.2009
ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2009, т. 81, № 2